ins cithematica

Código: I-CIRB-AADC-03

F-CIPLADE-CC-39/REV:00

Fecha de emisión: 1-Octubre -2012

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Instructivo para la Citometría

Hemática

1.- OBJETIVO Establecer los procedimientos necesarios para realizar correctamente la Citometría Hemática Completa que ayude a una buena orientación diagnóstica.

2.- ALCANCE Aplica para la prueba de Citometria Hematica Completa de la muestra de los pacientes que acudan al AADC.

3.- DESCRIPCIÓN DE LA OPERACIÓN PROCEDIMIENTO DE LA CITOMETRIA HEMATICA COMPLETA

1.-Realizar la lectura automatizada. 2.-Realizar el frotis sanguíneo. 3.-Realizar la tinción de reticulocitos. 4.-Conteo plaquetario en caso de requerirse. A).-METODO AUTOMATIZADO *ENCENDIDO DEL EQUIPO 1.-Encender el equipo presionando el botón: Encendido/apagado. 2.-Aspirar los 3 controles (alto, bajo y normal) 3.-Verificar los parámetros de cada control 4.-Mezclar bien la muestra que se va aspirar. 5.-Pasar las muestra por el analizador (Sysmex KX21). 6.-Transferir el reporte automatizado en la bitácora de CH. 7.-Poner en Sleep el equipo cuando no hay más muestras que pasar. 8.-Presionar el botón verde para despertar el equipo si se desea seguir analizando muestras. *APAGADO DIARIO:

1.-Presionar el botón Shudown 2.-Aspirar la solución de lavado (cloro puro) como si fuera una muestra. 3.-Esperar que complete todo el ciclo de limpieza 4.-Apagar el equipo. B).-TINCIÓN DE WRIGHT (método de cubre objetos)

Es una tinción modificada del método de Romanosky, los colorantes ácidos se unen a los componentes básicos de las células afines al citoplasma e inversamente los colorantes básicos son atraídos por los componentes no ácidos, ósea al núcleo, es decir que esta tinción es la mezcla de un colorante ácido que es la eosina y uno básico que es el azul de metileno, también llamados colorantes policromatófilos o neutros.




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Ácidos- Eosina

Básico- Azul de metileno

Modo de preparación de la tinción de Wright.

Pesar 1.5gr de Wright (colorante) y diluirlo para 500ml de metanol (frasco ámbar) alejarlo de la luz, se le añade pocas cantidades (al tanteo) de glicerina o al momento de prepararlo, mezclar continuamente tratando de disolver el colorante.

1. Una vez practicado el frotis, ya sea de sangre periférica o medula ósea (M.O) se dejan secar.

2. Se coloca los frotis en forma horizontal sobre varillas de vidrio 3. Se fijan con metanol y se deja escurrir 4. Se cubre con colorante de Wright:

a. Para Sangre periférica: 1 min con Wright se le añade agua desionizada hasta la aparición de la capa metálica, se espera 4 minutos aproximadamente.

b. Para M.O: 1 minutos del colorante, se añade agua desionizada hasta que aparece la capa metálica y activar cronometro por 7 minutos.

5. Posteriormente se lava con agua corriente de la llave, limpiándose la parte posterior del frotis, se dejan secar al aire libre y se observa al microscopio (100x)

6. Estos frotis así teñidos pueden permanecer por tiempo indefinido si se cubren con cubreobjetos o se protegen.

Interpretación

El recuento diferencial es de mucha utilidad, para evaluar la infección o la inflamación, determinar los efectos de una posible intoxicación por agentes químicos o fármacos, controlar los trastornos sanguíneos (leucemias o anemias) y los efectos de la quimioterapia, o para detectar reacciones alérgicas e infecciones parasitarias.

C).-TINCIÓN DE RETICULOCITOS

Introducción

La velocidad de la eritropoyesis se determina por el recuento de reticulocitos. Normalmente, algo menos del 1% de los glóbulos rojos (GR) mas viejos son sustituidos por reticulocitos recién formados cada día. Posteriormente el reticulocito tarda uno o dos días en transformarse en GR maduro (1 día en medula ósea y 1 día en sangre periférica). Por consiguiente, los reticulocitos constituyen el 0.5%-1.5% de todos los GR de una muestra de sangre. Un recuento reticulocitario bajo en una persona que padece anemia podría ser indicativo de una cierta incapacidad de la médula ósea para responder, quizá debido a un déficit nutricional, un déficit de factor intrínseco o una leucemia. Un recuento reticulocitico elevado podría indicar una buena respuesta medular a una perdida previa de sangre o un tratamiento con hierro en una persona que presenta un déficit de hierro.




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Material biológico

Aproximadamente 2ml de sangre con EDTA

Reactivos

• Colorante para reticulocitos • 1gr de Azul de Cresil brillante • 100ml de sol. Salina c.b.p (NaCl 0.9%)

Modo de preparación del reactivo Azul de Cresil brillante

Se pesa 1gr de Azul de Cresil brillante, luego lo disolvemos con solución salina y mezclar, una vez disuelto, lo filtramos en un matraz de 100ml, luego de filtrarlo completamos el volumen sobre el embudo que tiene el mismo papel filtro ajustar a 100ml.

Método de la prueba

1. Diluir partes iguales del colorante y sangre: 1 gota de sangre mas 1 gota del reactivo. 2. Esperar 15 segundos a 37°C (incubar) o 30 segundos a temperatura ambiente. 3. Realizar un extendido de sangre en un portaobjetos. 4. Contar 1000 células y de esta cuenta (GR) sacar la proporción de reticulocitos.

Índice Reticulocitario

IR= (Hto. Real/Hto. Ideal) x % Retis / 1 + Fc

D).- CONTEO MANUAL DE PLAQUETAS

Principio

La sangre se diluye con el Oxalato de Amonio al 1%, el cual hemoliza completamente los hematíes, posteriormente se cuentan las plaquetas mediante la cámara de Newbauer y al microscopio de contraste de fase u objetivo de 40x, se verifica el resultado obtenido efectuando un segundo contaje observamos la laminilla (frotis sanguíneo) teñido con colorante de Wright.

Técnica de conteo manual de plaquetas

1. Se mezcla la sangre (tomada con EDTA) con suavidad durante 2 min. aprox. 2. Con la micropipeta de (GR) se aspira la sangre hasta la marca de 1.0, se diluye hasta la

marca de 101 con el Oxalato de Amonio (dilución 1:100) 3. Se coloca la pipeta en un agitador de 10 a 15 minutos, de esta forma la mezcla de la

sangre y la hemolisis de los hematíes serán completados.




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4. Se llena la cámara de Newbauer con el contenido de las pipetas debidamente mezclado, desechando las 3 primeras gotas de la micropipeta y la siguiente gota se pone en la cámara, por un lado o en el canal.

5. Se deja reposar por 15 min. Y en una cámara húmeda (caja de Petri con algodón húmedo) con esto se facilita la sedimentación de las plaquetas o al tiempo que la humedad de la cámara húmeda evita la evaporación del líquido de la cámara de Newbauer.

6. Con ayuda del microscopio de contraste de fase se cuentan las plaquetas en la cuadricula central destinada a la cuenta de GR (25 cuadros), calculando la cifra de plaquetas como sigue:

a. Plaquetas/mm³= # de plaquetas contadas por factor de dilución por factor de volumen # De plaquetas contadas x 100

E).-VELOCIDAD DE SEDIMENTACIÓN GLOBULAR (V.S.G)

Introducción

Cuando se dispone de un tubo de sangre con anticoagulante y se deja en reposo, se observa que después de un cierto tiempo las células sedimentan formándose 3 zonas: la inferior, constituida por los hematíes. Una media, de poco espesor constituida por los leucocitos, otra superior que es el plasma. A Este proceso se denomina velocidad de sedimentación globular y el interés de su estudio reside en el hecho de que la velocidad a que se realiza o velocidad de sedimentación globular (V.S.G) puede variar en diversas situaciones patológicas.

En la practica, la existencia de hematíes de pequeño tamaño (VCM ↓) o un numero muy escaso (anemia intensa) y el marcado aumento de la concentración plasmática de ciertas proteínas, como el fibrinógeno o las globulinas (haptoglobulinas, ß-glicoproteína acida, α1 anti-tripsina, proteína c-reactiva e inmunoglobulinas), son las principales causas de un aumento de la V.S.G.

La sedimentación globular se realiza en 3 etapas.

1. Hemaglutinación o tendencia de los hematíes a formar agregados en forma de “pilas de monedas´´

2. Sedimentación o desplazamiento de los hematíes hacia el fondo del recipiente a velocidad constante.

3. Acúmulos de los hematíes en el fondo del recipiente.




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De estas etapas la más importante es la primera o hemaglutinación, ya que de ella dependerá la velocidad de todo el proceso. Así, cuanto mas pequeños sean los agregados, mas lentamente se producirá la sedimentación y viceversa.

Técnica

1. Se mezcla bien la sangre. 2. Se llena un tubo de Wintrobe con la sangre del paciente hasta la marca 10. 3. Se pone en una superficie plana y totalmente vertical y se deja reposar 1 hora. 4. Al término de la hora se lee la fila opuesta donde se lee el hematocrito o sea la fila de la

izquierda.

Valor de referencia:

• Hombres: hasta 15 mm/h. • Mujeres: hasta 20 mm/h. • Niños: hasta 10 mm/h. • Recién nacidos: 0-2 mm/h.

Código (cuando aplique) Nombre del documento Lugar de almacenamiento

N/A Manual de Operación Sixmex KX21 Laboratorio de AADC N/A Capitulo de Citometría Hemática. Libro Arguelles Laboratorio de AADC

L-CIRB-AADC-02 Lineamiento para el manejo de Residuos Peligrosos Biologicos Infecciosos (RPBI).

Laboratorio de AADC

P-CIRB-AADC-03 Procedimiento de muestras y entrega de resultados Sherpoint

Identificación

(código) Nombre del

registro Lugar de

almacenamiento Responsable de su protección

Tiempo de retención

Disposición de los registros

F-CIRB-AADC-05

Bitácora de Citometría hemática

Laboratorio de AADC Química 1 año Archivo muerto

4.- DOCUMENTOS DE REFERENCIA

5.- CONTROL DE REGISTROS

http://es.wikipedia.org/wiki/Reci%C3%A9n_nacido




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6.- GLOSARIO 6.1 .- SIGLAS AADC.-Area de apoyo al diagnóstico clinico. CH.-Citometria hematica 6.2 .- DEFINICIONES CITOMETRIA HEMATICA.- Medición de células sanguíneas.

Nota: La sección 7 será utilizada a partir de la primera modificación a este documento. La revisión 00, se mantendrá en blanco. Las firmas avalan la responsabilidad de las personas que: elaboran el documento, revisan su adecuación y aprueban para su implementación dentro del Sistema de Gestión de la Calidad de la Universidad Autónoma de Yucatán.

7.- CONTROL DE REVISIONES

NIVEL DE REVISIÓN

SECCIÓN Y/O PÁGINA DESCRIPCIÓN DE LA MODIFICACIÓN Y MEJORA FECHA DE

MODIFICACIÓN

00 Todo el documento Sección 1

Se cambió el formato Se modificó la redacción del objetivo.

18 de Enero 2013

Elaboró

QFB. Gabriela Alonzo Salomón Técnico Académico

Revisó

Dr. Pedro González Martínez Responsable del AADC

Aprobó

DR. Jorge Zavala Castro Director del CIR

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