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FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
ESCUELA PROFESIONAL DE MEDICINA VETERINARIA
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INMUNOLOGÍA VETERINARIA
Práctica N°2
Manipulación de animales de laboratorio, vías de inoculación y métodos de sangría
I. INTRODUCCIÓN
Sin los animales de laboratorio, el conocimiento de las ciencias biológicas no estaría al
nivel que se encuentra hoy en día. Los animales de experimentación han proporcionado
modelos para la realización de diferentes investigaciones en diferentes áreas de las ciencias
de la vida. Los animales deben tratarse con seriedad y cuidado y si el sacrificio es parte de la
experimentación ésta debe de realizarse bajo un protocolo de eutanasia apropiado.
La inoculación de sustancias es una práctica generalizada en la práctica veterinaria en
general, en el área de la inmunología las vacunaciones representan la práctica más
extendida, pero también existen pruebas diagnósticas como la de reacción de tuberculina o
los test alérgicos que demandan cierto conocimiento de las diferentes vías de inoculación.
Asimismo, la toma de muestras sanguíneas es un procedimiento de rutina en la mayor parte
de los laboratorios de inmunología y en la práctica veterinaria en general, ya que a través de
este procedimiento se obtienen células, fluidos y moléculas tanto para la investigación como
para el diagnóstico.
II. OBJETIVOS
General: Conocer las diferentes vías de inoculación y métodos de sangría en animales de laboratorio
en congruencia con una apropiada manipulación.
Específicos: Al finalizar la práctica el alumno será capaz de:
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-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Sujetar y manipular correctamente los animales de laboratorio
Reconocer las diferentes vías de inoculación en animales de laboratorio.
Identificar los métodos de sangría más frecuentes en la práctica inmunológica
veterinaria.
III. MATERIALES
Animales experimentales: Un conejos, un ratón y un pollo por mesa.
Equipamiento:
Jeringas de diferentes medidas
Agujas de diferentes calibres
Contenedor para material punzocortante.
Gasa y algodón
Reactivos:
Suero fisiológico
Alcohol
IV. PROCEDIMIENTO
4.1 Sujeción de los animales
Cómo sujetar a un ratón
Cuando maneje un ratón, todos sus movimientos deben ser lentos y suaves. Ellos son
seres vivientes y podrían morder si son molestados, asustados o manipulados con
torpeza. El ratón es el único animal de laboratorio que puede sujetarse por la cola sin
lastimarlo.
Con una mano.- Colocar al ratón sobre una superficie áspera. Sujetar al ratón detrás
de los hombros con los dedos índice y pulgar e inmediatamente la cola con los dos
últimos dedos de la mano que sujeta al ratón.
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Con dos manos.- Colocar al ratón sobre una superficie áspera. Sujetar la cola
firmemente con una mano y casi al mismo tiempo sujetar la parte trasera de los
hombros con la otra mano y luego levantar al ratón.
Cómo sujetar a un conejo
Con la mano derecha sujetar tranquilamente al conejo de la parte trasera del cuello,
firme pero con suavidad, luego colocar la mano izquierda debajo de las ancas del conejo
para soportar su peso. También se puede sujetar la piel de los hombros con la mano
izquierda y con la derecha sujetar al conejo de la piel del lomo. Nunca levantar al
animal de las orejas, ni cargarlo sólo de los hombros, esto es muy doloroso para el
animal.
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4.2 Vías de inoculación
Intramuscular.- El área a utilizar será la de los músculos de los miembros posteriores en
mamíferos o los músculos pectorales en aves, siempre previa desinfección. Se deberá
verificar que la inoculación se realice en el músculo retirando el émbolo de la
hipodérmica, en caso la aguja se encuentre en algún vaso sanguíneo mover la aguja para
ubicarla en músculo. Se efectuará en pollos, alternativamente en conejos.
Intradérmica.- Se pueden realizar en distintas áreas de la superficie del cuerpo del
animal. Rasurar con una hoja de afeitar, desinfectar y luego introducir la aguja en la piel
orientando la hipodérmica en forma paralela a la superficie. Al inocular el líquido se
formará una pápula. Se efectuará en conejos.
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Subcutánea.- Se efectúa en una zona de piel laxa. Desinfectar la zona, sujetar un pliegue
de piel entre el dedo pulgar y el índice un pliegue de piel y con la otra mano introducir
la aguja perpendicularmente, luego realizar un suave masaje en el lugar de inoculación
para facilitar la absorción. Se efectuará en conejos.
Intraperitoneal.- Esta vía de inoculación requiere de una adecuada posición del animal.
Desinfectar la zona de inoculación, sujetar correctamente al animal inclinándolo con la
cabeza hacia abajo para desplazar los intestinos. Penetrar por la línea alba, debajo del
ombligo o en el cuadrante lateral izquierdo del abdomen penetrando músculos
abdominales y peritoneo. Se efectuará en ratones, alternativamente en conejos.
Nota: La vía intravenosa será considerada dentro de los métodos de sangría.
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-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 4.3 Métodos de sangría
Punción venosa.- Será realizada en un caballo. Ubicar la vena yugular realizando la
anastomosis, desinfectar el área de punción y luego punzar. La sangre obtenida servirá
para diferenciar el suero del plasma. Adicionalmente se realizará la punción venosa en
aves, para lo cual se sujetará firmemente al pollo, se ubicará la vena braquial que corre a
lo largo de la articulación humerocubitorradial. Retirar algunas plumas de ser necesario.
Puncionar la vena suavemente y extraer el volumen de sangre necesario.
Oreja marginal.- Se realiza en conejos. Sujetar al animal con ayuda de una toalla,
rasurar la piel sobre la vena marginal de ambas orejas, desinfectar la zona con alcohol.
Utilizando ua jeringa de tuberculina o insulina introducir suavemente la aguja en la
delgada vena, luego jalar el émbolo para que la sangre empiece a fluir.
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-------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- Punción cardiaca.- Una persona sujetará al conejo decúbito lateral derecho sobre la
mesa y procurando exponer la zona ventral del animal frente al operador. Ubicar al
corazón percibiendo los latidos a la palpitación, como referencia se puede llevar el codo
del animal hacia el lado lateral de la caja torácica. Desinfectar la zona, realizar la punción
en el espacio intercostal y avanzar lentamente hasta sentir la pulsación del músculo
cardiaco. Jalar lentamente el émbolo para que fluya la sangre, en caso no penetrar el
corazón en un primer intento, retirar suavemente la aguja, pero sin sacarla del tórax
para evitar la pérdida de vacío y repetir tranquilamente el proceso.
Ojo (plexo venoso retroorbital).- Posicione al ratón en decúbito ventral sobre una
franela o toalla en la mesa de trabajo. Colocar los dedos índice y pulgar izquierdos en la
parte dorsal del cuello y ejercer ligera presión contra la mesa. Suavemente con un tubo
capilar penetrar en el ángulo externo de la comisura ocular (cantus lateral del globo
ocular) del animal, y realizando un movimiento circular esperar a que la sangre
comience a fluir libremente por capilaridad.
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V. FUENTES DE INFORMACIÓN
1. Arce AY, Rosas AG, Rodríguez LE. Prácticas de inmunología general aplicada y
veterinaria. Manual Moderno; México, 2007.
2. Gómez-Lucía E, Blanco M, Doménech A. Manual de Inmunología Veterinaria. Pearson
Prentice Hall; Madrid, 2007.
3. Sam R, Manchego A. Guía de Prácticas del curso Inmunología veterinaria. Laboratorio
de Microbiología y Parasitología Veterinaria. UNMSM, Lima – Perú, 2010.
4. Tizard I. Inmunología veterinaria. 6ta edición. Editorial Interamericana Mac Graw-Hill;
España, 2004.
VI. ANEXOS
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