lESCUELA SUPERIOR POLITECNICA DEL LITORAL

Licenciatura en Nutrición

MICROBIOLOGIA DE ALIMENTOS II

Laboratorio Nº 9

Tema:

PRUEBAS BIOQUIMICAS DE IDENTIFICACION

Autor:

JORGE ANDRÉ ROMÁN PERERO

Docente:

MSc. ABEL ROSADO

Ayudante:

FAUSTO CARRASCO

Fecha de Entrega:

31 de Junio del 2012

Curso:

2012-2013

INTRODUCCION

PRUEBAS API

Los sistemas miniaturizados API son métodos rápidos que permiten la

identificación de microorganismos a través de la realización de diferentes

pruebas bioquímicas. Estos sistemas consisten en un dispositivo de plástico con

varios microtubos que contienen diferentes medios de cultivo deshidratados o

diferentes sustratos de enzimas de acuerdo al tipo de prueba que se requiere

montar. Entre algunas de las pruebas bioquímicas que pueden realizarse con

estos sistemas están las pruebas de fermentación de carbohidratos, la

determinación de la producción de H2S, la determinación de la hidrólisis de la

gelatina, entre otras.

El Índice Analítico de Perfil (API) son un conjunto de pruebas bioquímicas que se

concentran en muy poco espacio mediante el uso de pocillos con el reactivo

correspondiente ya preparado para ser usado. Se llenan los pocillos siguiendo

las instrucciones del fabricante con la muestra problema. Se sellan los pocillos

que sean obligatorios. Se incuba la estufa a unos 37º C normalmente.

Posteriormente se comprueba los resultados pasado el tiempo indicado en la

tira. Los resultados se apuntan por cada prueba bioquímica en el casillero

correspondiente, de manera que al final dará un número de varias cifras. Con

este número se puede buscar en el libro de referencia de las tiras API, el tipo de

bacteria que se tiene en la muestra. Son muy útiles, capaces de identificar en

poco tiempo la bacteria problema (actualmente unas 600 especies).

Sistemas de identificación multipruebas (API): La batería de pruebas API20E es

un sistema de identificación rápida para bacterias de la

familia Enterobacteriaceae y otras bacterias Gram-. Básicamente consta de 21

tests bioquímicos estandarizados y miniaturizados, y una base de datos. Este

sistema presenta las ventajas de ser rápido, eficaz y de permitir realizar

numerosas pruebas a la vez. Cada tira de API 20E contiene 20 microtubos o

pocillos con distintos sustratos deshidratados. Cada tubo es una prueba

bioquímica distinta. La prueba número 21, la oxidasa, se hace de forma

independiente a la tira. Las pruebas de que consta la galería son las siguientes:

Batería de pruebas API: Pruebas incluidas y tablas de lectura con coloraciones

positivas y negativas

Pueba Reacción / Enzimas Negativo Positivo

ONPG beta-galactosidasa sin color amarillo

ADH arginina deshidrolasa amarillo rojo o naranja

LDC lisina descarboxilasa amarillo rojo o naranja

ODC ornitina descarboxilasa amarillo rojo o naranja

CIT utilización del citrato verde azul oscuro o turquesa

H2S producción de H2Ssin precipitado

negroprecipitado negro

URE ureasa amarillo rojo o naranja

TDA triptófano desaminasa amarillo marrón-rojo

IND producción de indol amarillo color rosa o anillo rosa-rojo

VP producción de acetoína (Voges-Proskauer)

sin color rosa-rojo

GEL gelatinasa sin difusión difusión de pigmento

GLU fermentación/oxidación de glucosa azul o verde amarillo

MAN fermentación/oxidación de manitol azul o verde amarillo

INO fermentación/oxidación de inositol azul o verde amarillo

SOR fermentación/oxidación de sorbitol azul o verde amarillo

RHA fermentación/oxidación de ramnosa azul o verde amarillo

SAC fermentación/oxidación de sacarosa azul o verde amarillo

MEL fermentación/oxidación de melobiosa azul o verde amarillo

AMY fermentación/oxidación de amigdalina azul o verde amarillo

ARA fermentación/oxidación de arabinosa azul o verde amarillo

OX citocromo oxidasa

Pruebas API que actualmente se encuentran siendo utilizadas en la gran

mayoría de laboratorios de Microbiología son:

API 20E: Permite la identificación de microorganismos pertenecientes al grupo

de las enterobacterias y de otros bacilos gram negativos.

API 20 NE: Permite la identificación de bacilos gram negativos no

pertenecientes al grupo de las enterobacterias como por ejemplo Pseudomonas,

Acinetobacter, Flavobacterium, Moraxella, Vibrio, Aeromonas, entre otros.

API 20 A: Con este sistema miniaturizado se pueden montar las pruebas

bioquímicas que permiten la identificación de bacterias anaerobias.

API STAPH: Este sistema permite la identificación de microorganismos

pertenecientes al género Staphylococcus, Micrococcus y Kocuria.

API 50 – CHL: Utilizado para la identificación de Lactobacilos.

Existen otros sistemas miniaturizados API; entre ellos podemos señalar el API20

STREP, el API CAMPY, el APICORYNE, el APICANDIDA.

OBJETIVO

- Identificar mediante pruebas bioquímicas la cepa de Salmonella spp

(Aislada del huevo, practica pasada, especialmente de la parte interna).

DESARROLLO

Pruebas Bioquímicas desarrolladas en la práctica:

- Urea Agar.

- MR-VP Medio

- Agar Citrato de Simmnons

- Agar Hierro Tres Azúcares

- Agar Levine – EMB

- Agar SIM médium

- Oxidasa

- Catalasa

- Microscopia

Urea Agar: Medio utilizado para diferenciar microorganismos en base a la

actividad ureásica. Se utiliza para identificar bacterias que hidrolizan urea, tales

como Proteus spp., otras enterobacterias y estafilococos. 

Fundamento

En el medio de cultivo, la tripteína y la glucosa, aportan los nutrientes para el

desarrollo de microorganismos. El cloruro de sodio mantiene el balance

osmótico, y el rojo de fenol es el indicador de pH. Algunas bacterias hidrolizan la

urea por medio de la enzima ureasa liberando amoníaco y dióxido de carbono.

Estos productos alcalinizan el medio haciendo virar el rojo de fenol del amarillo

al rojo. En este medio, la fermentación de la glucosa activa la enzima ureasa,

acelerando la velocidad del metabolismo en aquellos organismos que hidrolizan

lentamente la urea, como especies de Enterobacter o Klebsiella. 

Fórmula (en gramos por litro) InstruccionesTripteína 1.0 Suspender 24 g de polvo en 950 ml

de agua destilada. Dejar reposar 2 minutos. Esterilizar en autoclave a 121°C durante 15 minutos. Enfriar a 50°C y agregar 50 ml de una solución de urea al 40% previamente esterilizada por filtración o cloroformo. Fraccionar en tubos de hemólisis y solidificar en pico de flauta con fondo profundo.

Glucosa 1.0Cloruro de sodio 5.0Fosfato monopotásico 2.0Rojo de fenol 0.012

Agar 15.0

pH final: 6.8 ± 0.2

Siembra: A partir de un cultivo puro de 18-24 horas, estriar la superficie del pico

de flauta. Algunos microorganismos pueden requerir mayor tiempo de

incubación.

Se recomienda no punzar la capa profunda para controlar el color.

Incubación: En aerobiosis, durante 24-48 horas a 35-37 °C.

Resultados

Microorganismo Actividad ureásica Color del medioProteus mirabilis ATCC 43071 Positiva Rojo-RosadoK. pneumoniae ATCC 700603 Positiva débil Rojo-RosadoEscherichia coli ATCC 25922 Negativa Amarillo

S. flexneri ATCC 12022 Negativa AmarilloS. typhimurium ATCC 14028 Negativa Amarillo

MR-VP Medio: Medio utilizado para la realización del ensayo de Rojo de Metilo y

Voges Proskauer.  Es particularmente útil para la clasificación de

enterobacterias.

Fundamento: En el medio de cultivo, la pluripeptona aporta los nutrientes

necesarios para el desarrollo bacteriano y la glucosa es el hidrato de carbono

fermentable.

La glucosa puede ser metabolizada por los microorganismos, a través de

distintas vías metabólicas. Según la vía utilizada, se originarán productos finales

ácidos (ácido láctico, ácido acético, ácido fórmico), o productos finales neutros

(acetil metil carbinol).

Esta diferencia en el metabolismo bacteriano, podría ser reconocida por la

adición de un indicador como rojo de metilo, para revelar la presencia de

productos ácidos, y por la adición de alfa naftol e hidróxido de potasio para

evidenciar la presencia de productos finales neutros. 

Voges y Proskauer, describieron una coloración rojiza que aparecía después de

adicionar hidróxido de potasio a los cultivos de ciertos microorganismos en

medio con glucosa. Esta coloración se debe a la oxidación del acetilmetil

carbinol a diacetilo el cual reacciona con la peptona del medio para dar un color

rojo.

Fórmula (en gramos por litro) InstruccionesPluripeptona 7.0 Suspender 17 g del polvo por litro de

agua destilada. Calentar suavemente agitando hasta disolver. Distribuir y esterilizar en autoclave a 118-121°C durante 15 minutos.

Glucosa 5.0

Fosfato dipotásico 5.0

pH final: 6.9 ± 0.2

Siembra: Por inoculación directa, a partir del cultivo en estudio.

Incubación: En aerobiosis, a 35-37°C por 3 días.

Revelado de pruebas bioquímicas.

a. Prueba del rojo de metilo:

Añadir unas gotas de rojo de metilo al 0.04%, observar el color del medio.

b. Prueba del Voges Proskauer:

Añadir 0,6 ml de alfa naftol al 5% en alcohol etílico absoluto y 0.2 ml de hidróxido

de potasio al 40% a 2.5 ml de cultivo. Agitar el tubo, y dejar a Tº ambiente

durante 10-15 mins. Observar el color de la superficie del medio.

Resultados

1. Prueba del rojo de metilo: 

- Positivo: color rojo.

- Negativo: color amarillo. 

2. Prueba de Voges Proskauer: 

- Positivo: desarrollo de un color rojo en pocos minutos después de una

completa agitación del tubo.

- Negativo: ausencia de color rojo.

Microorganismo Crecimiento RM VPE. coli ATCC 25922 Bueno + -K. pneumoniae ATCC 700603

Bueno - +

P. mirabilis ATCC 43071 Bueno + -S. typhimurium ATCC 14028

Bueno + -

Citrobacter freundii Bueno + -Enterobacter aerogenes Bueno - +

Agar Citrato de Simmnons: Medio utilizado para la diferenciación de

enterobacterias, en base a la capacidad de usar citrato como única fuente de

carbono y energía. 

Fundamento: En el medio de cultivo, el fosfato monoamónico es la única fuente

de nitrógeno y el citrato de sodio es la única fuente de carbono. Ambos

componentes son necesarios para el desarrollo bacteriano. Las sales de fosfato

forman un sistema buffer, el magnesio es cofactor enzimático. El cloruro de

sodio mantiene el balance osmótico, y el azul de bromotimol es el indicador de

pH, que vira al color azul en medio alcalino. El medio de cultivo es diferencial en

base a que los microorganismos capaces de utilizar citrato como única fuente de

carbono, usan sales de amonio como única fuente de nitrógeno, con la

consiguiente producción de alcalinidad. El metabolismo del citrato se realiza, en

aquellas bacterias poseedoras de citrato permeasa, a través del ciclo del ácido

tricarboxílico. El desdoblamiento del citrato da progresivamente, oxalacetato y

piruvato. Este último, en presencia de un medio alcalino, da origen a ácidos

orgánicos que, al ser utilizados como fuente de carbono, producen carbonatos y

bicarbonatos alcalinos. El medio entonces vira al azul y esto es indicativo de la

producción de citrato permeasa.

Fórmula (en gramos por litro) InstruccionesCitrato de sodio 2.0 Suspender 24,2 g del medio deshidratado por litro

de agua destilada. Dejar reposar 5 minutos y mezclar calentando a ebullición durante 1 o 2 minutos. Distribuir en tubos y esterilizar en autoclave a 121°C durante 15 minutos. Enfriar en posición inclinada.

Cloruro de sodio 5.0Fosfato dipotásico 1.0Fosfato monoamónico 1.0Sulfato de magnesio 0.2Azul de bromotimol 0.08Agar 15.0

pH final: 6.9 ± 0.2

Siembra: A partir de un cultivo puro de 18-24 horas, sembrar en superficie un

inóculo ligero, usando un asa sin arrastrar el agar. 

Incubación: A 35-37 ºC, durante 24-48 hrs, en aerobiosis. Algunos MO pueden

requerir hasta 4 días de incubación.

Resultados  

- Positivo: crecimiento y color azul en el pico, alcalinidad.

- Negativo: el medio permanece de color verde debido a que no hay

desarrollo bacteriano y no hay cambio de color.

Microorganismo Citrato permeasa Color del medioKlebsiella pneumoniae ATCC 700603 Positivo Azul

S. typhimurium ATCC 14028 Positivo AzulE. coli ATCC 25922 Negativo Verde

S. flexneri ATCC 12022 Negativo Verde

Agar Hierro Tres Azúcares: Medio universalmente empleado para la

diferenciación de enterobacterias, en base a la fermentación de glucosa, lactosa,

sacarosa y a la producción de ácido sulfhídrico. 

Fundamento

En el medio de cultivo, el extracto de carne y la pluripeptona, aportan los

nutrientes adecuados para el desarrollo bacteriano. La lactosa, sacarosa y

glucosa son los hidratos de carbono fermentables. El tiosulfato de sodio es el

sustrato necesario para producir de ácido sulfhídrico, el sulfato de hierro y

amonio, es la fuente de iones Fe3+ , los cuales se combinan con el ácido

sulfhídrico y producen sulfuro de hierro, de color negro. El rojo de fenol es el

indicador de pH, y el cloruro de sodio mantiene el balance osmótico.

Por fermentación de azúcares, se producen ácidos, que se detectan por medio

del indicador rojo de fenol, el cual vira al color amarillo en medio ácido. El

tiosulfato de sodio se reduce a sulfuro de hidrógeno el que reacciona luego con

una sal de hierro proporcionando el típico sulfuro de hierro de color negro.

Fórmula (en gramos por litro) InstruccionesExtracto de carne 3.0 Suspender 62,5 g del polvo por litro de agua

destilada. Mezclar bien y calentar con agitación frecuente, hervir 1 o 2 minutos hasta disolución total. Llenar hasta la tercera parte de los tubos de ensayo. Esterilizar a 121°C por 15 minutos. Enfriar en pico de flauta profundo.

Pluripeptona 20.0Cloruro de sodio 5.0Lactosa 10.0Sacarosa 10.0Glucosa 1.0Sulfato de hierro y amonio 0.2Tiosulfato de sodio 0.2Rojo de fenol 0.025Agar 13.0

pH final: 7.3 ± 0.2

Siembra

A partir de un cultivo puro, sembrar en TSI, picando el fondo y extendiendo

sobre la superficie del medio.

Incubación

A 35-37°C durante 24 horas, en aerobiosis.

Resultados

1. Pico alcalino/fondo ácido (pico rojo/fondo amarillo): el MO solamente

fermenta la glucosa.

2. Pico ácido/fondo ácido (pico amarillo/fondo amarillo): el MO fermenta

glucosa, lactosa y/o sacarosa.

3. Pico alcalino/fondo alcalino (pico rojo/fondo rojo): el MO es no

fermentador de azúcares.

4. La presencia de burbujas, o ruptura del medio de cultivo, indica que el MO

produce gas.

5. Ennegrecimiento del medio indica que el MO produce ácido sulfhídrico.

Microorganismo Pico/Fondo Produce gas Produce H2SE. coli ATCC 25922 A/A + -K. pneumoniae ATCC 700603 A/A + -P. mirabilis ATCC 43071 K/A + +S. typhimurium ATCC 14028 K/A - +S. enteritidis ATCC 13076 K/A + +S. flexneri ATCC 12022 K/A - -P. aeruginosa ATCC 27853 K/K - -

A: ácido K: alcalino

Agar Levine – EMB: Medio adecuado para la búsqueda y diferenciación de

bacilos entéricos, a partir de muestras clínicas, aguas servidas, y otros

materiales. 

Fundamento

La fórmula original de este medio de cultivo, fue modificada por Levine,

eliminando la sacarosa e incrementando la concentración de lactosa, lo que

permite una mejor diferenciación de E. coli.

Es un medio selectivo y diferencial, adecuado para el crecimiento de

enterobacterias. La combinación utilizada de eosina y azul de metileno, inhibe el

desarrollo de microorganismos Gram positivos y de bacterias Gram negativas

fastidiosas, y también, permite diferenciar bacterias fermentadoras y no

fermentadoras de lactosa.  

Los microorganismos fermentadores de lactosa, originan colonias de color

azulado-negro, con brillo metálico. Las colonias producidas por microorganismos

no fermentadores de lactosa son incoloras.

Algunas bacterias Gram positivas (cepas de estafilococos, enterococos) y

levaduras, pueden crecer, originando

colonias incoloras y puntiformes. 

Este medio de cultivo,es útil para la orientación y no confirmación de especies

bacterianas (ya que numerosas cepas de Citrobacter spp. producen colonias con

brillo metálico), por lo cual será necesario realizar pruebas bioquímicas, para la

identificación de género y especie.

Fórmula (en gramos por litro) InstruccionesPeptona 10.0

Suspender 37,4 g de polvo por litro de agua destilada, dejar reposar 5 minutos. Calentar a ebullición hasta disolución total. Distribuir y esterilizar 15 minutos a 121°C.

Lactosa 10.0Fosfato dipotásico 2.0Agar 15.0Eosina 0.4Azul de metileno 0.065

pH final:7.1 ± 0.2

Siembra: Directa, estriando la superficie.

Incubación: De 18-24 horas a 35-37 °C, en aerobiosis. 

Resultados

Microorganismos Crecimiento Características de las colonias

Escherichia coli ATCC 25922Bueno a excelente Verdosas con brillo metálico y centro negro

azuladoKlebsiella pneumoniae ATCC 700603 Bueno a excelente Mucosas, rosa púrpura, confluentes

P. aeruginosa ATCC 27853 Bueno a excelente IncolorasProteus mirabilis ATCC 43071 Bueno a excelente Incoloras

S. aureus ATCC 25923 Pobre Incoloras, pequeñas, puntiformesEnterococcus faecalis ATCC 29212 Pobre Incoloras, pequeñas, puntiformes

Shigella flexneri ATCC 12022 Bueno a excelente IncolorasSalmonella typhimurium ATCC 14028 Bueno a excelente Incoloras

Agar SIM médium: Es un medio semisólido destinado a verificar la movilidad,

producción de indol y de sulfuro de hidrógeno en un mismo tubo. 

Es útil para diferenciar miembros de la familia Enterobacteriaceae.

Fundamento: El triptófano es un aminoácido constituyente de muchas peptonas,

y particularmente de la tripteína, que puede ser oxidado por algunas bacterias

para formar indol. En el proceso interviene un conjunto de enzimas llamadas

triptofanasa. El indol producido se combina con el aldehido del reactivo de Kovac

´s o de Erlich, para originar un compuesto de color rojo. Las cepas móviles

pueden apreciarse en este medio, por la turbidez que producen alrededor de la

punción de siembra, mientras que aquellas cepas productoras de sulfhídrico se

distinguen por la formación de un precipitado negro de sulfuro de hierro a partir

del tiosulfato siempre que el medio se mantenga a un pH mayor a 7.2.

Fórmula (en gramos por litro) InstruccionesTripteína 20.0 Suspender 30 g del polvo por litro de

agua destilada. Mezclar hasta disolver; calentar agitando y hervir durante un minuto. Distribuir unos 4 ml en tubos de hemólisis y esterilizar en autoclave a 121°C durante 15 minutos. Solidificar en posición vertical.

Peptona 6.1Sulfato de hierro y amonio 0.2Tiosulfato de sodio 0.2

Agar 3.5

pH final: 7.3 ± 0.2

Siembra: A partir de un cultivo de 18-24 horas en medio sólido, sembrar por

punción profunda con aguja de inoculación recta (no usar ansa con anillo). Se

debe inocular el centro del tubo, y la punción debe abarcar 2 tercios de

profundidad del medio de cultivo desde la superficie. Es importante que la

siembra se realice en línea recta.

Incubación: Durante 24 horas, a 35-37 °C, en aerobiosis. 

Luego de la incubación, agregar 3-5 gotas de reactivo de Kovac´s o de Erlich.

Resultados 

- Cepas móviles: producen turbidez del medio, que se extiende mas allá de

la línea de siembra. 

- Cepas inmóviles: el crecimiento se observa solamente en la línea de

siembra. 

- Cepas SH2 positivas: ennegrecimiento a lo largo de la línea de siembra o

en todo el medio. 

- Cepas SH2 negativas: el medio permanece sin cambio de color.

- Cepas indol positivas: desarrollo de color rojo luego de agregar el reactivo

de Kovac´s o de Erlich. 

- Cepas indol negativas: sin cambio de color.

Microorganismo Movilidad Indol Producción de ácido sulfhídrico

E. coli ATCC 25922 + + -K. pneumoniae ATCC 700603 - - -P. mirabilis ATCC 43071 + - +S. typhimurium ATCC 14028 + - +S. enteritidis ATCC 13076 + - +S. flexneri ATCC 12022 - - -

Oxidasa: Tirillas de Oxidasa: tiras reactivas que sirven para la detección rápida

y sencilla del enzima citocromo-oxidasa en el diagnóstico microbiológico. A

diferencia con el ensayo tradicional de laboratorio, donde el reactivo tetrametil p-

fenilendiamina, posee una gran inestabilidad, en las tiras de la oxidasa Panreac,

gracias a que el reactivo se encuentra fijado en la almohadilla, su estabilidad es

muy superior.

Principales ventajas:

- Estabilidad Superior, el reactivo se encuentra fijado en la almohadilla.

- Rapidez y comodidad, no son necesarios ni calibraciones, ni

preparaciones ni largos tiempos de espera.

Catalasa: Se utiliza para comprobar la presencia del enzima catalasa que se

encuentra en la mayoría de las bacterias aerobias y anaerobias facultativas que

contienen citocromo. La principal excepción es Streptococcus. Originariamente,

esta prueba era utilizada para diferenciar entre los siguientes géneros:

Streptococcus (-) de Micrococcus (+) y/o Staphylococcus (+).

Bacillus (+) de Clostridium (-).

Lysteria monocytogenes (+) y/o Corynebacterium (+, con las excepciones

de C. pyogenes y C. haemolyticum, ambos - ) de Erysipelothrix (-)

Una prueba de rutina de la catalasa a temperatura ambiente puede hacerse

siguiendo dos técnicas:

1. Método del portaobjetos (recomendado):

Con el asa de siembra recoger el centro de una colonia pura de 18-24

horas y colocar sobre un portaobjetos limpio de vidrio.

Agregar con gotero o pipeta Pasteur una gota de H2O2 al 30% sobre el

microorganismo sin mezclarlo con el cultivo.

Observar la formación inmediata de burbujas (resultado positivo).

Desechar el portaobjetos en un recipiente con desinfectante.

Si se invierte el orden del método (extender la colonia sobre el agua

oxigenada) pueden producirse falsos positivos.

2. Método del tubo de ensayo:

Agregar 1ml de H2O2 al 3% directamente a un cultivo puro de agar en

slant densamente inoculado.

Observar la formación inmediata de burbujas (resultado positivo).

Precauciones: Si se utilizan para esta prueba cultivos procedentes de agar

sangre, se debe tener la precaución de no retirar algo de agar con el asa al

retirar la colonia ya que los eritrocitos del medio contienen catalasa y su

presencia dará un falso resultado positivo.

TECNICA SIEMBRA POR ESTRIAS SUPERFICIE

El método de siembra por estría en placa Es el método más fácil y el más usado para

obtener cultivos axénicos. Para ello, con un asa de siembra se toma una muestra de la

población mixta y a continuación se hacen estrías sobre la superficie de un medio sólido

preparado en una placa Petrí. Conforme se van haciendo estrías en zigzag con el asa,

cada vez se van depositando en la superficie del medio menos microorganismos. A

continuación, se flamea el asa, se toca en la región donde se han realizado las últimas

estrías y se continúa la siembra con la misma técnica, en la superficie de medio sin

sembrar aún. Repitiendo este proceso varias veces se logra separar células

individuales.

A continuación, las placas se incuban en un lugar adecuado, permitiendo que las

células aisladas experimenten un número suficiente de divisiones para formar

colonias visibles. Aunque cada colonia posiblemente representa un clon

derivado de una sola célula, no podemos asegurarlo. Quizás, dos células

quedaron depositadas tan juntas que han originado una única colonia mixta. Por

tanto, para asegurarnos de que hemos obtenido un cultivo axénico, conviene

repetir el procedimiento a partir de una colonia bien aislada en la primera placa.

Las colonias que se desarrollen la segunda vez, serán, casi con toda seguridad,

cultivos axenicos.

Siembra por picadura: El inoculo es introducido con el asa recta o pipeta

pasteur hasta el fondo del medio con un solo movimiento y teniendo cuidado en

hacer el mismo trayecto de entrada que de salida.  Debe flamearse la boca del

tubo antes y después de la siembra.  Antes de introducir el tubo a la estufa de

cultivo debe soltarse el tapón de goma para evitar que los gases expulsen el

tapón.

Siembra en superficie y picadura: El inoculo es introducido con el asa recta o

pipeta Pasteur hasta el fondo del medio con un solo movimiento y teniendo

cuidado en hacer el mismo trayecto de entrada que de salida, se retira hacia la

superficie inclinada del agar haciendo suavemente una estría ondulada.  Debe

flamearse la boca del tubo antes y después de la siembra.  Antes de introducir el

tubo a la estufa de cultivo debe soltarse el tapón de goma para evitar que los

gases expulsen el tapón.

Tinción de GRAM

La tinción de Gram  es un tipo de tinción diferencial empleado

en microbiología para la visualización de bacterias. Debe su nombre al 

bacteriólogo danés Christian Gram, que desarrolló la técnica en 1884. Se utiliza

tanto para poder referirse a la morfología celular bacteriana como para poder

realizar una primera aproximación a la diferenciación bacteriana,

considerándose Bacteria Gram positiva a las bacterias que se visualizan de color

moradas y Bacteria Gram negativa a las que se visualizan de color rosa o rojo.

Metodología.

Recoger muestras.

Hacer el extendido en espiral.

Dejar secar a temperatura ambiente.

Fijar la muestra con calor (flameado 3 veces aprox.)

Agregar azul violeta (cristal violeta) y esperar 1 min. Todas las células gram

positivas y gram negativas se tiñen de color azul-purpura.

Enjuagar con agua.

Agregar lugol y esperar entre 1 minuto.

Enjuagar con agua.

Agregar acetona y/o alcohol y esperar 4 segundos (parte critica de la

coloración)

Enjuagar con agua.

Tinción de contraste agregando safranina o fucsina básica y esperar 1-2 min

Este tinte dejará de color rosado-rojizo las bacterias Gram negativas.

Enjuagar con agua.

Observar al microscopio a 100x con aceite de inmersión.

Bacterias resistentes a la Tinción de Gram

Las siguientes bacterias de naturaleza grampositiva, tiñen como gramnegativas:

Mycobacterias  (están encapsuladas).

Mycoplasmas  (no tienen pared).

Formas L  (pérdida ocasional de la pared).

Protoplastos  y esferoplastos (eliminación total y parcial de la pared,

respectivamente).

Diagrama del proceso de la Tinción de Gram

MICROSCOPIA

Conjunto de técnicas y métodos destinados a hacer visible los objetos de

estudio que por su pequeñez están fuera del rango de resolución del ojo

normal.

Si bien el microscopio es el elemento central de la microscopía, el uso del

mismo requiere para producir las imágenes adecuadas, de todo un conjunto

de métodos y técnicas afines pero extrínsecas al aparato. Algunas de ellas

son, técnicas de preparación y manejo de los objetos de estudio, técnicas de

salida, procesamiento, interpretación y registro de imágenes, etc.

PREPARACIONES MICROSCOPICAS. 

Para realizar observaciones de los microorganismos presentes en una

muestra es necesario manipular previamente dicha muestra.

Esta manipulación permite obtener una preparación microscópica, que es el

material que finalmente se colocará en la pletina del microscopio.

Esta preparación constará obligatoriamente de un portaobjetos (ya sea

convencional o de uso específico), una porción de la muestra (que en muchos

casos habrá sido modificada) y podrá o no incluir un cubreobjetos y otros

materiales. Las preparaciones microscópicas se obtienen de modos diversos

que dependen de la naturaleza de la muestra y de los parámetros que

queremos observar.

Hay distintos criterios que pueden utilizarse para clasificar las diferentes

preparaciones microscópicas existentes. El criterio que vamos a seguir aquí

consiste en establecer tres grupos:

- Preparaciones para examen en fresco sin modificar.

- Preparaciones para examen en fresco ligeramente modifica das.

- Preparaciones fijadas y teñidas. La muestra a partir de la cual se

obtiene debe ser una muestra directa fresca o un cultivo reciente, pues

la utilización de muestras y cultivos envejecidos y no conservados

adecuadamente puede hacer que las características observadas no

correspondan a la realidad.

LIMITACIONES DEL MICROSCOPIO ÓPTICO.

¿Por qué se trabaja a un máximo de 1.000 aumentos en los microscopios

ópticos?

La limitación básica no es una cuestión de aumentos,

sino de poder de resolución, que es la capacidad de distinción entre dos puntos

adyacentes como distintos y separados.

Por cuestiones relacionadas con la longitud de onda de la luz visible en las que

no vamos a entrar, la luz visible no permite distinguir nítidamente objetos

menores de 0'2 μ m de diámetro. Con algunas modificaciones pueden

construirse microscopios ópticos de 2.000 o 3.000 aumentos. Sin embargo, los

microscopios ópticos de más de 2.000 o 3.000 aumentos proporcionarán

imágenes más grandes pero más borrosas y esto no tiene ninguna utilidad.

Desarrollo de la práctica

Materiales.

- Algodón

- Mechero

- Lápiz graso

- Asa de platino en forma de asa

- Asa de platino en forma de punta

- Caja Petri (con muestra)

Sustancias.

- Agua Destilada Estéril

- Medio de cultivo con muestra

(Salmonella)

- Alcohol Antiséptico

- Tirillas de Oxidas

- Incubadora (1)

- Encendedor

- Papel Aluminio

- Cinta Masking tape

- Guante de seguridad

- Gradilla

- Porta objetos (3)

- Cubre Objetos

- Microscopio óptico

- Pipeta volumétrica

- Vaso de precipitación

- Tubo de ensayo con tapa (6)

- Cámara de flujo laminar

- Cristal Violeta

- Lugol

- Alcohol

- Safranina

- Aceite de Inmersión

- Peróxido de Hidrógeno (agua

oxigenada)

- Rojo de Metilo

- Urea Agar.

- MR-VP Medio

- Agar Citrato de Simmnons

- Agar Hierro Tres Azúcares

- Agar Levine – EMB

- Agar SIM médium

Siembras por Estría de Superficie (S.E.S.), resuspensión (R) y picadura (P).

En diferentes agares para desarrollo de pruebas bioquímica y

determinación del tipo de MO específico.

1. Ingresamos al laboratorio de microbiología manteniendo las normas de

bioseguridad.

2. Escuchamos una breve introducción de lo que será la práctica a realizar

(pruebas bioquímicas de identificación).

3. Escuchar con atención las pautas, recomendaciones y normas para

realizar la práctica (indicaciones) por parte del profesor y ayudante.

4. Observar con detenimiento y anotar todos los pasos realizados por el

docente al realizar una demostración rápida de lo que será la práctica a

realizar (pruebas bioquímicas de identificación y desarrollar los métodos

S.E.S., P, R).

5. Preparar el rótulo respectivo para tubo asignado (6 tubos por subgrupo)

(Fecha, agar, técnica, muestra, Tº, nombre, grupo, subgrupo, etc)

6. Plaqueamos los tubos asiganados, ya con los medios (agares) dentro de

ellos, para realizar la siempra.

7. Ubicarse (Cabina de flujo laminar) y preparar (cono de seguridad) todo en

el lugar de trabajo asignado, tomando en cuenta las indicaciones y

recomendaciones del profesor.

8. Siembra en Urea Agar (P).

8.1. Tomamos de la placa con el medio de cultivo de muestra con el

asa de platino en forma de punta, previamente flameada.

8.2. Tomamos el tubo de ensayo con tapa previamente rotulado en

donde se encuentra el urea agar.

8.3. Luego flameamos el tubo al abrir y sembramos con el asa

utilizando el metodo de siembra por picadura.

8.4. Cerrar después de sembrar y colocar en la gradilla.

9. Siembra en MR-VP Medio (R).

9.1. Tomamos de la placa con el medio de cultivo de muestra con el

asa de platino en forma de asa, previamente flameada.

9.2. Tomamos el tubo de ensayo con tapa previamente rotulado en

donde se encuentra el MR-VP medio.

9.3. Luego flameamos el tubo al abrir y sembramos con el asa

utilizando el metodo de siembra por resuspensión.

9.4. Cerrar después de sembrar y colocar en la gradilla.

10.Siembra en Agar Citrato de Simmons (P/S.E.S.).

10.1. Tomamos de la placa con el medio de cultivo de muestra con el

asa de platino en forma de punta, previamente flameada.

10.2. Tomamos el tubo de ensayo con tapa previamente rotulado en

donde se encuentra el Agar Citrato de Simmons.

10.3. Luego flameamos el tubo al abrir y sembramos con el asa

utilizando el metodo de siembra por picadura.

10.4. Una vez realizada la siembra por picadura, antes de sacar el asa,

de manera inmediata, con mucho cuidado realizar la siembra por

estria de superfie, guardando mucho cuidado para no romper el

agar.

10.5. Cerrar después de sembrar y colocar en la gradilla.

11.Siembra en Agar Hierro Tres Azucares (T.S.I.) (P/S.E.S.).

11.1. Tomamos de la placa con el medio de cultivo de muestra con el

asa de platino en forma de punta, previamente flameada.

11.2. Tomamos el tubo de ensayo con tapa previamente rotulado en

donde se encuentra el Agar Hierro Tres Azucares.

11.3. Luego flameamos el tubo al abrir y sembramos con el asa

utilizando el metodo de siembra por picadura.

11.4. Una vez realizada la siembra por picadura, antes de sacar el asa,

de manera inmediata, con mucho cuidado realizar la siembra por

estria de superfie, guardando mucho cuidado para no romper el

agar.

11.5. Cerrar después de sembrar y colocar en la gradilla.

12. Siembra en Agar Levine - EMB (S.E.S.).

12.1. Tomamos de la placa con el medio de cultivo de muestra con el

asa de platino en forma de punta, previamente flameada.

12.2. Tomamos el tubo de ensayo con tapa previamente rotulado en

donde se encuentra el Agar Levine - EMB.

12.3. Luego flameamos el tubo al abrir y sembramos con el asa en forma

de asa y realizar la siembra por estria de superfie, guardando

mucho cuidado para no romper el agar.

12.4. Cerrar después de sembrar y colocar en la gradilla.

13.Siembra en Agar SIM – médium (P).

13.1. Tomamos de la placa con el medio de cultivo de muestra con el

asa de platino en forma de punta, previamente flameada.

13.2. Tomamos el tubo de ensayo con tapa previamente rotulado en

donde se encuentra el agar SIM.

13.3. Luego flameamos el tubo al abrir y sembramos con el asa

utilizando el metodo de siembra por picadura.

13.4. Cerrar después de sembrar y colocar en la gradilla.

14. Luego de sembrar, llevamos la gradilla a la incubadora 1 y dejamos a

una Tº= 37ºC por 24 hrs.

15.Tinción de GRAM y microscopia

15.1. Colocamos una gota de agua destilada utilizando el gotero sobre el

portaobjetos.

15.2. Encender el mechero, esterilizamos el asa de platino en forma de

asa.

15.3. Luego, tomar la placa (caja petri), abrirla y enfriar el asa en la parte

superior de esta.

15.4. Luego, tomamos con el asa de platino una muestra muy muy

pequeña (un ligero roce sobre la muestra).

15.5. Tomamos el portaobjetos (con la gota de agua destilada) y

realizamos el frotis sobre este (sobre la gota) esparcimos solo en la

zona a trabajar, expandir bien.

15.6. Luego tomamos el portaobjeto con las pinzas para hacer la fijación

(flameo) sobre la llama (de adentro hacia afuera).

15.7. Luego de la fijación, dejamos enfriar un poco, y con el lápiz graso

delimitamos la muestra con dos líneas dibujadas que la dividan

desde el centro formando una cuadrado.

15.8. Llevamos el portaobjetos al lavabo, lo colocamos sobre el soporte

del lavabo, para realizar la tinción.

15.9. Procedemos a colocar el violeta cristal sobre el portaobjetos (en la

zona delimitada por el lápiz graso) y dejamos reposar 1min.

15.10. Luego, verter el liquido en la rejilla del lavabo y enjuagamos a

chorro ligero, dejando caer el agua sobre nuestro dedo índice y con

este hacerla llegar al portaobjetos para dejarla parcialmente limpia.

15.11. Luego, procedemos a colocar el lugol sobre el portaobjetos (en la

zona delimitada por el lápiz graso) y dejamos reposar 1min.

15.12. Luego, verter el liquido en la rejilla del lavabo y enjuagamos a

chorro ligero, dejando caer el agua sobre nuestro dedo índice y con

este hacerla llegar al portaobjetos para dejarla parcialmente limpia.

15.13. Después verter alcohol sobre el portaobjetos, así mismo como en

el violeta cristal y lugol, por la zona delimitada, por 20seg.

15.14. Luego, enjuagamos a chorro ligero, dejando caer el agua sobre

nuestro dedo índice y con este hacerla llegar al portaobjetos para

dejarla parcialmente limpia.

15.15. Finalmente colocamos la safranina sobre el portaobjetos (en la

zona delimitada por el lápiz graso) y dejamos reposar 1min.

15.16. Luego, verter el liquido en la rejilla del lavabo y enjuagamos a

chorro ligero, dejando caer el agua sobre nuestro dedo índice y con

este hacerla llegar al portaobjetos para dejarla parcialmente limpia.

15.17. Secamos la parte inferior del portaobjetos con una toalla, y luego

dejamos reposar hasta que se seque.

15.18. Una vez seco nuestro portaobjetos, colocamos unas gotas de

aceite de inmersión en el área delimitada por el lápiz graso.

15.19. Colocamos encima del acite de inmersión de nuestro porta

objetos, el cubre objetos.

15.20. Luego, llevamos al microscopio óptico (a una visualización de

100X) para realizar las observaciones respectivas y distinguir,

Gram- (Salmonellas)

15.21. Anotar y dibujar los resultados de esta observación. (Resultados)

16.Finalmente lavamos todo lo utilizado.

17.Observar después de las 24hrs y anotar resultados.

RESULTADOS

Según lo realizado en esta práctica, de la muestra que tomamos (placa petri con Medio de Cultivo de muestra - Salmonellas) fue adquirida de los cultivos obtenidos del huevo que muestreamos la semana pasada, La muestra presentaba las siguientes características:

- Agar (SS) Color: Verde.

- Colonias de color: Rosa, grises, incoloras.

- Colonias con caracteristicas cremosas (ciertas), con centros de color gris

o negro.

En las pruebas realizadas en el laboratorio se obtuvo los siguientes resultados

(mismo día de la práctica):

Oxidasa: Tirillas de oxidasa al reaccionar con la muestra: Tono azul

Positivo

Catalasa: Peróxido de Hidrógeno al reaccionar con la muestra: Produce

efervescencia (burbujas liberación de O2 + H2O) Positivo.

Tinción de Gram: Resultado favorable: Coloración de gram – (lo que

buscábamos) logrando ver en la microscopia Salmonellas

Después de 24hrs los tubos en la incubadora 1 se obtuvieron los siguientes

resultados:

Urea Agar: Coloración sin cambio alguno (Amarillo) Negativo

MR-VP Medio: Al agregar las gotas de rojo de metilo (MR) coloración roja

(parte media-superior) Positivo

Agar Citrato de Simmnons: Coloración azul (medio del tubo) Positivo

Agar Hierro Tres Azúcares: Coloración del agar no presenta cambio

alguno (Rojo) Negativo

Agar Levine – EMB: Coloración del agar no presenta cambio alguno

Negativo.

Agar SIM médium: El medio presenta turbidez que se extiende más allá

de la línea de siembra La cepa presenta movilidad (Muy móvil, ya que

extendía por todo el agar en el tubo).

En la microscopia pudimos observar los MO gram negativas Salmonellas

DISCUSIÓN

Se obtuvo de la muestra (del huevo; tomada la práctica anterior/ Interno y

externo, Pero específicamente de la muestra externa).

Como se infectan los huevos:

Varias cepas de Salmonella habitan el intestino de animales y aves y son

transmitidas a los humanos por alimentos de origen animal. La

contaminación del huevo con deposiciones de la gallina y/o la rotura

facilita la infección. Este mecanismo en otros países se ha controlado casi

totalmente por medio de la inspección cuidadosa de los huevos y técnicas

de aseo.

Sin embargo pese al consumo exclusivo de huevos con cáscara intacta y

desinfectados el problema persiste ya que la Salmonella enteritidis infecta

silenciosamente los ovarios de gallinas aparentemente sanas y contamina

los huevos antes de la formación de la cáscara. En ciertas zonas de EU

se estima que 1 de cada 10.000 huevos puede estar contaminado

internamente. Sólo un pequeño número de gallinas están infectadas en

un momento preciso e incluso una gallina infectada puede poner muchos

huevos sanos y sólo ocasionalmente algunos infectados.

Quienes pueden enfermar: Los ancianos, niños pequeños y personas

con deficiencia de la inmunidad están en mayor riesgo de enfermedad

grave. En ellos una pequeña cantidad de salmonellas puede producir la

enfermedad. La mayoría de los casos fatales por esta infección se

producen en ancianos internados en asilos.

Los adultos sanos y niños también pueden sufrir la infección pero

habitualmente en forma más benigna.

Al observar (todos los tubos) pudimos observar los diversos resultados y colores

de colonias (cultivos obtenidos) y reacciones de los MO que allí habían, de lo

que pude observar he elaborado una tabla de resultados, tomando como

referencia al tipo de prueba bioquímica (agar o medio, reacción) y el resultado

observado, en dependencia de si es positivo o negativo, coloración de MO en

tinción de gram, microscopia.

PRUEBA BIOQUIMICA RESULTADO

Urea Agar. Negativo

MR-VP Medio Positivo

Agar Citrato de Simmons Positivo

Agar Hierro Tres

Azúcares

Negativo

Agar Levine – EMB Negativo

Agar SIM médium Positivo

Oxidasa Positivo

Catalasa Positivo

Tinción de Gram Gram Negativas

Microscopia Bacilos flagelados gran negativos

S. marcescens: Vistas en 3D a una

visualización de 80x (Gram negativas)

.

S. marcescens: Vista

macroscópicamente (colonias-color rojo)

S. marcescens: Vista microscópicamente:

Microscopio Óptico (bacilo con flagelo)

S. marcescens: Observación

microscopio electrónico (óptico) (bacilos

con flagelos)

Tomando en cuenta estos resultados y guiándonos en las tablas para determinar

el tipo de MO especifico (señalando y descartando posibles MO que cumplen

estas características en cuanto a los resultados) que se ha obtenido es Serratia

marcescens.

Serratia marcescens Reino: Bacteria; Filo: Proteobacteria; Clase: Gamma

Proteobacteria; Orden: Enterobacteriales; Familia: Enterobacteriaceae;

Genero: Serratia; Especie: S. marcescens.

Serratia marcescens es motil, en forma de bacilo, Gram-negativos, anaerobios

facultativos bacteria, clasificado como un patógeno oportunista.

De manera óptima, Serratia marcescens crece a 37 ° C, pero puede crecer a

temperaturas que van desde 5-40 ° C. Crecen en los niveles de pH que van

desde 5 hasta 9. Serratia marcescens es bien conocido por la pigmentación roja

que produce llamada prodigiosina. La Prodigiosina se compone de tres anillos

de pirrol y no se produce a 37 ° C, pero si a temperaturas inferiores a 30°C. La

producción de pigmentos de color rojo no está presente en todas las cepas, pero

en los que está presente, se asemejan a la sangre. Esto y el hecho de

que Serratia marcescens normalmente crece en el pan y hostias almacenados

en lugares húmedos, se ha llevado a los científicos a sugerir la contaminación

Serratia como una posible explicación para los milagros transubstanciación (la

conversión del pan en el Cuerpo y la Sangre de Cristo). Por ejemplo, la historia

del Milagro de Bolsena de los estados que, en 1263, un sacerdote con dudas de

la presencia de Cristo en la hostia consagrada presidió una misa en la basílica

de Bolsena. Después de hablar las palabras de la consagración, la sangre

empezó a gotear de la hostia consagrada en sus manos y el altar. Este evento

fue representado por Rafael en las paredes del Vaticano

El genoma de la cepa Serratia marcescens DB11 se secuenció por el Instituto

Sanger de la colaboración del Dr.Jonathan Ewbank del Centre d'Immunologie de

Marsella Luminy. El genoma completo se compone de un único cromosoma

circular de 5,113,802 pares de bases que contienen un contenido de G + C, de

59,51%.

Estructura de la célula y Metabolismo

Serratia marcescens es un bacilo motil. Es un anaerobio facultativo, lo que

significa que puede crecer en ya sea la presencia de oxígeno (aeróbico) o en

ausencia de oxígeno (anaerobio).Principalmente se utiliza la fermentación como

el medio de reunir la energía y tiene enzimas (superóxido dismutasa, catalasa o

peróxidos) que lo protegen de especies reactivas del oxígeno, lo que le permite

vivir en ambientes oxigenados. Serratia marcescens es una bacteria gram

negativa. Las bacterias gram negativas tienen una pared celular delgada hecha

de una sola capa de peptidoglicano que está encerrado por una membrana

externa. La membrana externa tiene lipopolisacáridos (LPS), que son una clase

especial de fosfolípido compuesto de ácidos grasos que están conectados a un

dímero fosfato glucosamina. Una glucosamina se fija entonces a un polisacárido

básico que se extiende a los polisacáridos O. La membrana externa también

sirve como un medio para regular la absorción de nutrientes y la exclusión de las

toxinas. Los poros de proteínas y transportadores que se encuentran en las

capas envolventes variar en selectividad.

Serratia marcescens es móvil y se desplaza por diferentes medios. Una sola

bacteria Serratia marcescens puede nadar con la utilización de su flagelo. Como

grupo, pueden estar como un enjambre juntos en agar de concentraciones más

bajas (0 .5 a 0.8%)  Las células de este Enjambre pueden variar en longitud de

5-30 micras y son muy flageladas y no septadas Serratia marcescens tiene

alrededor de 100 - 1.000 flagelos por célula nadadora Serratia

marcescens también pueden formar un biofilm (estructura compleja formada por

secretada mucilaginosa matrixto. formar una capa protectora en la que están

encerrados).

La hidrólisis de la caseína no es un rasgo común y es por lo tanto útiles en la

diferenciación de Serratia marcescens de las 438 cepas de las familias

Enterobacteriaceae y Pseudomonadaceae. Serratia marcescens tiene la

capacidad de reproducirse a romper la caseína produce un intercambio de

información sobre placas de agar de leche. La caseína es la proteína de la leche

precipitada que forma la base de queso y algunos tipos de plástico. Serratia

marcescens utiliza enzimas llamadas proteasas extracelulares para romper los

enlaces peptídicos (CO-NH) en la caseína. De manera similar, una enzima

extracelular llamado rompe gelatinasa abajo gelatina, una proteína incompleta

que carece de triptófano. Hidrólisis gelatina transforma la proteína a los

aminoácidos individuales y provoca que se licuan en condiciones frías (menos

de 25 ° C) cuando lo que debería ser sólido.

Hay otras pruebas bioquímicas que ayudan a identificar Serratia marcescens en

el laboratorio. Es negativo para la prueba de rojo de metilo debido a su

producción de 2, 3 - butanodiol y etanol, pero positivo para la prueba de Voges-

Proskauer, que muestra capacidad de un organismo para convertir el piruvato a

acetoína Serratia marcescens es negativo para el ácido. Producción (positivo) de

lactosa, glucosa y sacarosa fermentación. Las pruebas de nitratos son positivas

desde que el nitrato se utiliza generalmente como el aceptor final de electrones

en lugar de oxígeno. Citrato (prueba positiva) es utilizado por Serratia

marcescens para producir ácido pirúvico. Es positivo para la descarboxilasa, que

es la eliminación de un grupo carboxilo de un aminoácido, produciendo una

amina y dióxido de carbono. La pigmentación de color rojo (prodigiosina)

que Serratia marcescens es conocido por puede ser un factor de diferenciación

pero sólo está presente en algunas cepas. No se conoce exactamente por qué

es, pero hay la hipótesis de que es un producto del gen estrechamente

regulado. La Prodigiosina puede activar el sistema inmunológico del cuerpo

(anticuerpos y células T), por lo que es posible que las Serratia marcescens que

viven en un cuerpo humano limiten su síntesis de prodigiosina y, por tanto

escapar a la detección por el sistema inmune del huésped. Muchas cepas

parecen haber perdido la capacidad para producirla en absoluto.

Ecología: Serratia marcescens: Se encuentra comúnmente en el suelo, agua,

plantas y animales. Es ampliamente presentes en el agua no potable en los

países subdesarrollados debido a la cloración pobres. Este microorganismo es

un agente común responsable de la contaminación de las placas de Petri en el

laboratorio, y también se encuentra creciendo en el

pan. Aunque S. marcescens es un microorganismo patógeno, sólo es así con los

individuos inmunocomprometidos, tales como los encontrados en los hospitales

donde muchas de las infecciones documentadas tienen lugar. El modo de

transmisión de este microorganismo es por contacto directo, o por catéteres,

gotas, soluciones salinas de riego, y otras soluciones que se cree que son

estériles.

Patología: Serratia marcescens es un patógeno oportunista que causa

infecciones nosocomiales. Es resistente a muchos antibióticos utilizados

tradicionalmente para tratar infecciones bacterianas, como la penicilina y la

ampicilina. Esto es debido a todas las características Serratia marcescens;

membrana única (LPS) como una bacteria Gram-negativas, la capacidad de

sobrevivir en condiciones aerobias y anaerobias, y su motilidad. La mayoría de

las cepas son resistentes a varios antibióticos debido a la presencia de factores

R (genes que codifican para resistencia a los antibióticos) en plásmidos. Hay

muchas enfermedades que se asocian con Serratia marcescens: sepsis,

abscesos bacteriemia, meningitis y cerebrales, infecciones del tracto urinario,

osteomielitis, infecciones oculares, y endocarditis. Debido a la amplia gama de

enfermedades Serratia marcescens causas, no es un síntoma o la determinación

de fuente de origen. Las biopelículas son generalmente producidas

patógenamente en el cuerpo.

También, como se menciona en la estructura celular, la capa de LPS está unida

a la membrana externa de la bateria Gram negativas. El LPS actúa como una

endotoxina (un componente de la célula que es inofensivo, siempre y cuando el

patógeno se mantiene intacto). La liberación de LPS se sobre-estimular las

defensas del huésped y hacer que someterse a shock endotóxico letal. La

presencia de LPS por lo tanto hace que sea difícil de matar Serratia

marcescens, sin causar la muerte de las células del huésped.

Algunos de los antibióticos han demostrado ser eficaces contra Serratia

marcescens son los antipseudomonal antibióticos beta-lactámicos, que matan

las bacterias inhibiendo la síntesis de la pared celular. A pesar de que se han

desarrollado y se utiliza para matar las pseudomonas, que también han

demostrado su eficacia contra la Serratia marcescens y otras estrechamente

relacionadas con las bacterias Gram negativas. Parte de la naturaleza

problemática de este organismo es su capacidad de colonizar cualquier

superficie. Por ejemplo, Serratia marcescens ha sido identificado como el

organismo más común que se encuentra en ambos de los sitios corneales y

lentes de contacto. Se ha encontrado, sin embargo, que policuaternio-1 (un

biocida utilizado comercialmente en una solución desinfectante de lentes de

contacto) es activo frente a la membrana citoplasmática de Serratia marcescens

Un estudio reciente sugiere que la Serratia marcescens ost3 produce una

película de prodigiosina llamada MAMPDM ((2,2'- [3-metoxi-1amyl-5-metil-4-(1-

pirrilo) dipyrrylmethene)) que puede tener un impacto importante en el

tratamiento del cáncer. Este pigmento rojo ha demostrado una actividad

citotóxica selectiva en líneas celulares de cáncer, pero en el contraste se reveló

una toxicidad reducida para las células no malignas. Llegaron a la conclusión de

que la Serratia marcescens ost3 puede en un tiempo ser utilizada como un

fuente de desarrollo de un compuesto contra el cáncer.

Otro estudio sugiere que la Serratia marcescens cepa NCTC 10211 puede servir

como un probiótico en la inhibición del crecimiento de H. pylori, el agente

causante de las úlceras de estómago. Al examinar diferentes especies y cepas

de bacterias, Serratia marcescens cepa NCTC 10211 reveló sorprendentes

zonas de inhibición cuando se inocularon con diferentes componentes de HP

strains. El mecanismo implicado en la inhibición de la proliferación de HP todavía

no se comprende bien. Se necesita investigación adicional para aislar y

caracterizar las sustancias inhibidoras de modo que puedan ser utilizados para

la terapia de Hp. Es en gran parte no está claro si Serratia marcescens tiene

actividad bactericidial o si promueve cambios en la fisiología y morfología de Hp.

Serratia marcescens tiene una capacidad única para producir enzimas

extracelulares. Varias de tales enzimas han demostrado tener la capacidad de

degradar quitina, una sustancia que comprende principalmente las paredes

celulares de los hongos. Estas enzimas quitinolíticas podrían tener posibles usos

industriales y agrícolas, tales como la introducción de estos genes para enzimas

que degradan la quitina en los cultivos, así como las bacterias fermentativas. La

investigación adicional en la modificación de proteínas de secuencias de

nucleótidos que permiten la expresión mejorada de quitina genes que producen,

proporcionando así un mecanismo de protección de plantas sensibles y

bacterias fermentadoras contra infecciones fúngicas

Se sabe que causa varias infecciones nosocomiales, sobre todo, inducido por el

catéter bacteriemia, infección del tracto urinario, e infecciones de la herida. 

Dada su omnipresencia en el medio ambiente, y su parcialidad hacia las

condiciones de humedad, S. marcescens prolifera en los baños, donde se

observa como una coloración rosada y película aceitosa sobre la proliferación de

los residuos de jabón y champú y materiales que contengan fósforo. Una vez

que las bacterias se han establecido, la aniquilación total es bastante

complicada, pero se puede hacer mediante la aplicación de un desinfectante

basado en cloro. El microbio se encuentra también en la sub-gingival biopelícula

de los dientes. Estos microbios también sintetizar un pigmento de color rojizo-

anaranjado llamado prodigiosina que podría resultar en la tinción extrínseca de

los dientes. También tiene una afición por el crecimiento en los alimentos con

almidón, donde las colonias pigmentadas se confunden con las gotas de

sangre. 

Serratia marcescens puede provocar conjuntivitis, queratitis e infecciones en

heridas, riñones y vías urinarias, así como infecciones respiratorias,

meningitis y endocarditis. Esta bacteria afecta especialmente a pacientes

hospitalizados y a pacientes que tienen la inmunidad disminuida por

enfermedades sistémicas o tratamientos médicos inmunosupresores.

Serratia marcescens, síntomas

La sepsis o bacteriemia es el síntoma más común de presentación de S.

marcescens, y es visto como la fiebre con escalofríos. 

La infección urinaria es una manifestación más común. Las características

clínicas son: necesidad frecuente de orinar, ardor al orinar, sangre y

sangre en la orina y fiebre. 

La infección del tracto respiratorio se demuestra como fiebre, tos con

expectoración, sibilancias y jadeo y dolor en el pecho. 

La meningitis o abscesos cerebrales, debido a los microbios se

desarrollan en los niños, y se manifiesta como: fiebre, vómitos,

convulsiones y coma. 

Las infecciones intra-abdominales causar daño al hígado, la vesícula biliar

y los abscesos pancreáticos y exudado peritoneal. 

La osteomielitis y la artritis también son relativamente comunes, y son

vistos como inflamación en las articulaciones, enrojecimiento y dolor en

las articulaciones afectadas, la rigidez y dificultad de movimiento. 

La endocarditis puede ponerse de manifiesto como con fiebre, petequias

y, en ocasiones, complicaciones tromboembólicas. 

Serratia marcescens causa

El factor de riesgo principal para la infección por S. marcescens es largo

interminable hospitalización. Los que tienen un mecanismo inmunológico débil

son más propensos al desarrollo de estas infecciones

nosocomiales. Importantes factores desencadenantes son: intra venosa

peritoneal, intra o catéteres urinarios, la instrumentación de las vías

respiratorias, como la broncoscopía y los ventiladores, las inyecciones intra-

articulares, trauma en el cráneo, la cirugía neuro-, la inyección epidural o una

punción lumbar. 

Tratamientos para infecciones o complicaciones causadas por Serratia

marcescens 

Todas las bacterias del género Serratia presentan resistencia a muchos

antibióticos a causa de la presencia de factores R, los cuales son una tipo

de plásmido que codifica enzimas de resistencia a antibióticos. El más

importante de estos es el SmaI. Por ello, esta bacteria presenta una resistencia

primaria a todas las penicilinas, a las cefalosporinas y a la polimixina.

El tratamiento para infecciones leves puede realizarse

con trimetoprim, sulfamidas o fluoroquinolona. Para infecciones más graves, se

utilizan fluoroquilonas (ciprofloxacino, levofloxacino), carbapenemes (ertapenem,

imipenem, meropenem), o más frecuente cefalosporinas de tercera generación,

generalmente asociado a un aminoglucósido (gentamicina).

Serratia marcescens tratamiento

El plan de tratamiento principal es la administración de antibióticos. 

Los abscesos y exudados requieren incisión y drenaje. 

S. marcescens es resistente a la ampicilina, macrólidos y cefalosporinas

de 1 ª generación. En consecuencia, la mayoría de los médicos se

encargan el caso de los aminoglucósidos, junto con antipseudomonas

beta-lactámicos. Además, las quinolonas son decididamente activa contra

la mayoría de las cepas de Serratia. 

La terapia definitiva para el caso depende de los resultados de las

pruebas de vulnerabilidad, teniendo en cuenta que, de varias cepas

resistentes son bastante comunes. 

Inicio terapia es una alternativa para aquellos pacientes que están

clínicamente estables, mientras que otros tienen que ser hospitalizadas. 

El pronóstico para las infecciones por S. marcescens es moderadamente -

los pobres. Ciertas infecciones, como infecciones urinarias, abscesos

abdominales y la artritis muestran resultados bastante buenos, mientras

que la meningitis, abscesos cerebrales, sepsis y endocarditis muestran

pronóstico moderado. 

CONCLUSIONES

Al final de la práctica he concluido que ha sido muy importante para el

descubrimiento de agentes microbianos como las Salmonellas y sus diferentes

tipos que se hallan en huevos, son los que nosotros y nuestros hijos ingerimos,

por ser al alcance de todo bolsillo y por haber un amplio recetario para preparar

alimentos y tenerlos como acompañante o formando parte de otros.

Considero que las pruebas bioquímicas efectuadas (en el caso de mi subgrupo)

fueron plenamente exitosas, ya que se obtuvo resultados precisos que

coincidieron con un solo tipo de MO en este caso los resultados indicaron que el

MO detectado es Serratia marcescens.

En cuanto a este MO es un bacilo motil y flagelado, causante de daños en el

organismo humano tales como: Conjuntivitis, queratitis, infecciones en

heridas, riñones, vías urinarias, infecciones respiratorias,

meningitis y endocarditis.

El tratamiento contra este MO es arduo ya que presenta algunas resistencias a

antibióticos (como se indica en la zona de tratamiento en la parte superior donde

se hace referencia a la vida y características de la Serratia marcescens).

Leyendo los estudios realizados a este MO he concluido que es la causante

principal y/o la explicación científica para eventos –sobrenaturales- o

“Milagrosos” que hacen referencia al llanto de esculturas o retratos de conocidas

figuras religiosas, inclusive en ostias, hasta en pan, ya que produce y secreta un

pigmento llamado Prodigiosina que curiosamente es muy similar a la sangre

(fácil de confundirla con esta).

Se ha determinado exitosamente con la ayuda de las tablas el tipo de MO

presente en la muestra según los resultados obtenidos.

RECOMENDACIONES

Se recomienda (preferible) NO consumir huevos adquiridos o comprados al

granel, sin registro sanitario (no exentos de salmonellas, pero si más confiables)

por las causas ya antes expuestas.

Tener mucho cuidado al manipular los tubos con los agares al momento de la

siembra e inoculación. Practicar mucho y siempre según los resultados guiarse

en las tablas de resultados de pruebas bioquímicas para tener una precisión al

momento de determinar los o el tipo de MO que resulta..

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