INFORME DE MICROBIOLOGÍA

AMBIENTAL

UNIVERSIDAD CIENTÍFICA DEL

SUR

  “AÑO DE LA DIVERSIFICACIÓN PRODUCTIVA Y DEL FORTALECIMIENTO DE LA EDUCACIÓN”

TEMA

“MONEDAS Y PLÁSTICOS (PRÁCTICA 3) Y BACTERIAS PATÓGENO (PRÁCTICA 4)”

FACULTAD

CIENCIAS AMBIENTALES

CARRERA

INGENIERIA AMBIENTAL

CURSO

MICROBIOLOGIA AMBIENTAL

ALUMNO

CAMACLLANQUI HUAMANLAZO, ALEX ORESTES

CANCHARI MADUEÑO, FRANKLIN IGNACIO

JACAY INGA, JAIRO RONNY

MEDINA SOLANO, MARCO ANTONIO

PROFESORA

MUÑOZ BLANDON NURY ALEXANDRA

LIMA, 2015-I

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ÍNDICEINTRODUCCIÓN......................................................................................................................3

MATERIALES...........................................................................................................................5

METODOLOGÍA.......................................................................................................................5

RESULTADOS DE LA SIEMBRE DEL CALDO EN AGAR...................................................6

ANÁLISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS......................................................................6

CONCLUSIONES..................................................................................................................8

RESULTADOS DE AMS.......................................................................................................8

ANÁLISIS Y DISCUSION DE RESULTADOS DE AMS.......................................................9

CONCLUSIONES DE AMS...................................................................................................9

RESULTADOS DE TCBS.....................................................................................................9

ANÁLISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS DE TCBS....................................................10

CONCLUSIONES DE TCBS...............................................................................................11

RESULTADOS DE SS CON SALMONELLA SHIGUELLA.................................................11

ANÁLISIS Y DISCUCIÓN DE RESULTADOS DE SALMONELLA SHIGUELLA................12

CONCLUSIÓN DE SALMONELLA SHIGUELLA................................................................12

RESULTADOS DE AGAR SETRIMIDE CON PSEUDOMONA AERUGINOSA.................12

ANÁLISIS Y DISCUCIÓN DE RESULTADOS....................................................................13

CONCLUSIÓN DE PSEUDOMONA AERUGINOSA..........................................................13

REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA............................................................................................14

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INTRODUCCIÓNLas monedas es uno de los objetos más circulado en el mundo, en nuestra vida cotidiana Recientemente unos investigadores de la Universidad de Nueva York han identificado 3.000 tipos de bacterias, muchas más que en los estudios anteriores que examinaron los billetes de dólar bajo microscopio. Donde además de bacterias, había virus, hongos, patógenos de plantas, rastros extremadamente diminutos ántrax y difteria.Entre las bacterias encontradas figuran las famosas Staphylococcus aureus, Escherischia coli, Helicobacter pylori y Corynebactrium diptheriae. (RT, 2014) La transmisión de microorganismos patógenos se puede dar por contacto indirecto a través de monedas, objetos inanimados contaminados (fómites). El término PATOGENICIDAD se refiere a la capacidad de un organismo parásito de causarle daño al huésped, mientras que VIRULENCIA es el grado de patogenicidad. Con frecuencia se usan indistintamente los términos infección y enfermedad, sin embargo, es importante diferenciar sus significados, ya que éstos no son sinónimo

El primer paso en el cultivo de bacterias es la esterilización que consiste en eliminar todo tipo de organismo, asegurando la ausencia absoluta de cualquier forma viviente. El equipo de uso común es la autoclave (vapor a presión) que utiliza el calor húmedo para destruir a los microorganismos por desnaturalización de proteínas y el horno o incineración usan el calor seco para eliminar a los microorganismos por oxidación de sus componentes celulares (Gutiérrez, 2008).

Para un estudio microbiológico se requiere un “aislamiento” que separe uno o más microorganismos presentes en la muestra, pasando de una población mixta a un “cultivo puro”. A su vez esto podría permitir la formación de una colonia que es un grupo de microorganismos (bacterias) genéticamente iguales (clon), procedentes de una unidad forma de colonias (UFC). Entre las técnicas de aislamiento más utilizadas se encuentra: extensión de diluciones de un cultivo en superficie en la placa Petri, siembra por estría cruzada en placa Petri, siembra por extensión, etc. La siembra por estría cruzada es uno de los mecanismos más efectivos para obtener cepas (cultivo puro) (Aquiahuatl et al., 2012).

Un medio de cultivo intenta el crecimiento y reproducción in-vitro de las bacterias, para contar con material en cantidad suficiente y posibilitar un mejor estudio de sus propiedades bioquímicas e, inmunológicas. Los medios de cultivo se clasifican por su finalidad, básicamente en medios de enriquecimiento, que buscan aumentar la cantidad de bacterias y medios de aislamiento que buscan obtener una colonia o clon (un grupo de bacterias que procedan de una sola) (Altamiranda & Welsh, 2010).

El cultivo de bacterias puede realizarse por siembra (en un medio sólido) o inoculación (en un medio líquido), dependiendo del tipo de población que se desea obtener. Un medio sólido puede ser un mecanismo enriquecimiento o de aislamiento. La mayor parte de microorganismos son “sembrados” en agar nutritivo, el cual también sirve como base para la preparación de otros medios enriquecidos y selectivos. Está compuesto por agar, extracto de carne, peptona, NaCl, y agua destilada (Tortora et al., 2007). Entre tanto, existen otros medios destinados a favorecer el crecimiento de un determinado tipo de bacteria e inhibir el desarrollo de otra, como el agar BCYE (agar tamponado con extracto de levadura y carbón),

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agar BHI (infusión cerebro-corazón), agar CCF (fructosa, cicloserina, cefoxitina), etc. (Tortora et al, 2007).

El agar, hidrocoloide derivado de las algas rojas, es el agente gélido más utilizado en el cultivo de bacterias en medios sólidos o semisólidos, debido a sus propiedades físicas únicas (se funde a 100 grados y se vuelve gel a 40 grados). Además no puede ser metabolizado por la mayoría de bacterias por lo que mantiene los nutrientes que se encuentran en la solución acuosa (Todar, 2000).

Por otro lado, el caldo nutritivo es un medio líquido que contiene 0,5% de peptona que es un digerido enzimático de carne; 0,3% de extracto de carne, un concentrado de los componentes hidrosolubles de la carne, y 0,8% de NaCl para proporcionar aproximadamente la misma concentración salina que existe en los tejidos (Stanier, 1992). Asimismo existen diferentes caldos para cultivo, entre los que se utilizan suero, sangre, agua destilada, etc. de acuerdo al cultivo que se desea.

El siguiente paso luego del cultivo de bacterias es realizar una identificación primaria de las diferentes colonias bacterianas en base al reconocimiento de sus características morfológicas como forma, pigmento, borde, etc. Es necesario también la clasificación en Gram positivas y Gram negativas mediante el uso de la tinción diferencial de Gram que indica las diferencias fundamentales entre la pared celular de las bacterias, básicamente el contenido de peptidoglicano. Cuando existe un mayor índice de peptidoglicano la muestra se tiñe de violeta y se conoce como Gram positiva, caso contrario se tiñe de rosado indicando ser Gram negativa (Gutiérrez, 2008). Reconocer esta diferencia es fundamental ya que la presencia de peptidoglicano determina la resistencia de las bacterias.

En base a lo anterior, en el presente informe se busca en primer lugar, estudiar las técnicas de cultivo de bacterias en medios sólidos y líquidos, usando la siembra por estría cruzada en agar como técnica de aislamiento y en segundo lugar realizar la tinción de Gram para clasificar las bacterias de acuerdo a su pared celular.

Los objetivos son identificar las diferentes técnicas de siembra y aislamiento de bacterias, reconocer sus características morfológicas y clasificar las bacterias como Gram positivas y Gram negativas. Analizar los efectos que causan en el crecimiento microbiano tanto el plástico como las monedas. Observar y señalar los puntos más relevantes en el desarrollo de colonias especificas en el caldo de cultivo

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MATERIALES Equipos Reactivos

Microscopio óptico

Mechero Bunsen

Asa metálica

Placas portaobjetos

4 Cultivos bacterianos de agua

de pantano en medio sólido (agar

nutritivo)

2 Cultivos bacterianos de agua

de pantano en medio líquido

(caldo nutritivo)

Aceite de inmersión

Cepas de Pseudomonas,

Estafilococos, Vibrio cholerae y

Salmonella

Agar Cetrimide

Agar manitol sal (AMS)

Agar tiosulfato citrato bilis

sacarosa (TCBs)

Agar Salmonella Shiguella (Ss)

Monedas

Plástico

Cristal violeta

Lugol

Alcohol

Safranina

METODOLOGÍA La metodología consistió en sembrar microorganismos en A.N utilizando monedas y plásticos, para ello se utilizó dos placas de A.N donde en una de ellas se colocó trozos de plásticos lavados con alcohol y no lavados. En el otra placa Petri que contiene agar colocamos monedas limpiadas con alcohol para eliminar todas las impurezas también se colocó monedas no lavadas.

Para la práctica bacterias patógenos I la metodología fue casi similar, sembramos bacteria en su diferente medio correspondiente como: las pseudomonas en centrimede, los vidrio en TSBC, los entrococos en AMS y por último la salmonella en SS. Para finalizar la práctica se colocó las monedas y plásticos en cada una de ellas.

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RESULTADOS DE LA SIEMBRE DEL CALDO EN AGAR

(Figura 1)

ANÁLISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS Para un mayor entendimiento debemos tomar en cuenta que nuestra muestra problema (muestra con microrganismos) fue tomada de un cuerpo de agua contaminado, y que en las primeras siembras en agar nutritivo tuvimos como resultado el crecimiento de una variedad de colonias de MO destacando de todas ellas las bacterias “basillus” gramnegativos y algunas colonias de bacterias del genero “coccus”. Sin embargo en nuestra segunda siembra en agar nutrido a partir del caldo esperábamos encontrar una variedad también de MO, pero tuvimos como resultado el crecimiento de solo un género de bacterias que es del genero BASILLUS gran negativos, con una morfología de colonias redondas muy pequeñas y en algunos casos formando enormes. Este resultado no es lo esperado, sin embargo todo tiene una explicación ante cualquier fenómeno. En primer lugar el crecimiento de un solo género de bacterias perteneciente al género Basillus gramnegativos se debe a las siguientes características:

En una primera siembra que se realizó anteriormente tuvimos como resultado el crecimiento mayoritario de este tipo de bacteria a diferencia de los otros géneros, ahora una vez que se hizo la segunda siembra podríamos afirmar que las del otro género fueron eliminados por competencia tal como lo dice Carrillo (2008) que “las bacterias gramnegativos del grupo coliformes producen ácidos y gas en su proceso metabólico” ( p. 5) dicho de otra manera las sustancias que producen unas bacterias son dañinas para otras, de esta manera al ser mayoritarias inhiben el crecimiento de las otras que se encuentran en pequeñas cantidades.

Los microorganismos que conforman el grupo de los coliformes totales; Escherichia, Enterobacter, Klebsiella, Serratia, Edwarsiella y Citrobacter, viven como saprofitos independientes o como bacterias intestinales; los coliformes fecales (Escherichia) son de origen intestinal. Todos pertenecen a la familia Enterobacteriaceae, son bacilos Gram

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negativos, anaerobios facultativos, no esporulantes, fermentadores de lactosa con producción de gas. Además La presencia de coliformes en el agua indica la contaminación bacteriana reciente y constituye un indicador de degradación de los cuerpos de agua (Arcos, et al, 2005, p. 72). Es por ello que nuestra muestra de agua contenía una mayor cantidad de MO de este grupo.

Por ello se aprecia el crecimiento de un solo tipo de bacterias perteneciente al grupo de coliformes en toda la muestra de la figura 1.

Área de la Muestra base:

En el área de la muestra base podemos apreciar que hubo un crecimiento mayor de MO a comparación con las otras zonas, esto se debe a que dicha zona no se encuentra influenciada por otro agente (como es la moneda o el plástico).

Área de la moneda sucia:

En dicha área podemos apreciar que al igual que en las otras hay un crecimiento de colonias de MO y que la presencia de la moneda sucia no afecto en nada el crecimiento de las bacterias, pero debemos tomar en cuenta que no hubo crecimiento alguno de MO debajo de la moneda. Todo ello quiere decir que la presencia de la moneda no inhibe el crecimiento de las colonias que se encuentran alrededor suyo pero si aquellas que se encontraron debajo de ellas, en palabras más sencilla quiere decir que en todo el diámetro que ocupa la moneda no creció ninguna colonia de MO, pero tampoco inhibió el crecimiento de las que se encontraban a su alrededor. Esto se debe a que estas bacterias no cuentan con las características funcionales de crecer en estos medios o para poder realizar un proceso de lixiviación bacteriana que si solo algunas especies de bacterias pueden realizarlo tal como dice Rosales (2001) “la lixiviación bacteriana puede ser definida como un proceso natural especifico por la acción de algunas bacterias especificas principalmente por los Acidithiobacillus, thiobacillus y ferrooxidans. Quienes oxidan minerales” (p. 7). Entonces los MO que sembramos al no ser consideradas bacterias oxidantes no colonizaron la moneda y tampoco fueron afectados por ella.

Área de la moneda limpia: en esta área hubo un crecimiento de colonias de MO al igual que en el área de la moneda sucia, pero con la única diferencia es que entre la moneda y los MO hay un pequeño espacio limitatorio, es decir hay un espacio donde no hubo desarrollo alguno de ninguna colonia de MO. Esto se debe a que la moneda antes de que fuese ingresado al agar fue lavado en alcohol y que dicho compuesto C2H5OH se encuentra dentro de los agentes químicos “antiséptico que lo que hacen es destruir o inhibir el crecimiento de microorganismos sobre tejidos vivos y otros cuerpos (Arévalo, et al, 2009, p. 4). Es por ello que hay dicho espacio producto del efecto del alcohol que limita el avance de los MO hacia la moneda limpia.

Área del plástico limpio: En esta área se aprecia un crecimiento de colonias de MO al igual que en el área de la moneda sucia, es decir los MO se encuentran establecidas junto al plástico limpio, pero lo diferente de todo esto es que debería haber un espacio entre el plástico y los MO debido al efecto del alcohol tal como se aprecia en la muestra de moneda limpia. Ahora dicho fenómeno se debe a que el ancho del plástico en comparación con la moneda es insignificante haciendo que el efecto del alcohol sea también despreciable. Es por ello que encontramos dichos resultados.

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CONCLUSIONES Debemos concluir que el crecimiento de una población mayoritaria de un

microorganismo en específico inhibe el crecimiento de otros que no son compatibles químicamente. Es decir, en el medio ambiente muchos de los MO pueden vivir compartiendo el mismo espacio, como también hay muchos que eliminan o inhiben el crecimiento de otros MO por diversos factores como: competencia por el espacio o el sustrato o debido a que uno de ellos secreta alguna sustancia que es nociva para la otra.

El alcohol en particular tiene la capacidad de inhibir o eliminar el crecimiento de los microorganismos, también algo que debemos tomar en cuenta es la cantidad y pureza del alcohol a la que estas deben estar expuestas para poder ser eliminadas o inhibidas.

El medio y las características que tenga esta jugaran un papel muy importante de selección al momento del crecimiento de los MO. Dicho de otro modo una especie no llegara a un fitnes reproductivo o no dejará descendencia alguna si no cuenta con los nutrientes, pH, temperatura y espacio suficiente, óptimos para alcanzar un desarrollo adecuado.

RESULTADOS DE AMSEn el agar Mannitol Salt Agar (AMS) se desarrolló estafilococos en mayor parte del agar, su conteo no se realizó porque había varias colonias que estaban unidas de forma continua, pero la morfología de las colonias fue de forma circular, elevación convexa y borde entero. Pero en una sección se observó colonias de color anaranjado y para confirmar que bacteria son, se llevó al microscopio. Obteniéndose bacterias gram negativas como también gram positivas, tal como se muestra en la figura 1.

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Figura 1. Agar AMS con colonias de estafilococos y su observación en el microscopio

ANÁLISIS Y DISCUSION DE RESULTADOS DE AMSEn la placa Petri, después de una semana de sembrado en agar AMS (Mannitol Salt Agar), los estafilococos se mostraron colonias sin color (similar a gotas de agua), esto se sustenta con Becton Dickinson , 2013 señalando que: “el agar AMS se utiliza para el aislamiento selectivo de estafilococos; producen colonias de color rojo o no producen cambio de color en el indicador”. Todo estuvo correcto, pero se identificaron ciertas colonias de color anaranjado, el cual indica que son por contaminantes o microorganismos que había en el ambiente y que al realizar el sembrado hayan quedado depositadas en el agar. Según Becton Dickinson, 2013 dice: “La limitación del AMS es que algunas cepas de enterococos pueden crecer en el medio de cultivo y fermentar el manitol”. Según esta bibliografía da a entender que también pueden crecer otras especies de otros géneros de bacterias que tengan condiciones similares de crecimiento. El AMS, medio que permitió el crecimiento de estafilococos y que como sabemos cada bacteria tiene un rango de diferentes condiciones en donde se puede desarrollar óptimamente y que según Becton Dickinson , 2013 : “S. aureus es una especie fermentadora de manitol en condiciones de pH ácido y es considerada como una especie halo tolerante”. El crecimiento de estafilococos fue masivo, eso indica que el medio es adecuado para la bacteria.

CONCLUSIONES DE AMS Cada bacteria tiene su propio medio de crecimiento óptimo. El agar AMS específico para estafilococos, también tiene condiciones para que haya

crecimiento de otras bacterias de diferente género que se asemejan a las condiciones de crecimiento del estafilococo.

La masiva presencia de colonias en el agar (AMS) es indicador de que el medio fue efectivo para el crecimiento de estafilococos.

RESULTADOS DE TCBSEn la placa Petri, después de una semana de sembrado en el agar TCBS (Tiosulfato-Citrato-bilis-sacarosa) que es exclusivamente para el crecimiento de Vibrio.

Las colonias se observan ligeramente amarillas, pero solo se han desarrollado por debajo del plástico; presentando las siguientes características morfológicas: Hay 8 colonias de Vibrio color amarillo con forma circular, elevación convexa y borde entero. La morfología celular de las bacterias observadas en las colonias que están por debajo del plástico son cocos en racimos.

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En la moneda lavada, presento un oscurecimiento en los bordes, pero no se vio crecimiento alguno, ya que no apareció el color amarillo que es indicio de que hay crecimiento de Vibrio y en la sección donde estaba sembrado Vibrio, no creció ningún microorganismo.

Figura 2. Agar TCBS (Tiosulfato-Citrato-bilis-sacarosa) con siembra de Vibrio y dividido en tres secciones (Vibrio más moneda limpia, Vibrio más plástico y solo Vibrio).

ANÁLISIS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS DE TCBSEn el agar TCBS (Tiosulfato-Citrato-bilis-sacarosa), ¿Por qué se forma colonias de color amarillo?, “diferentes bibliografías explican que el color amarillo se debe a la fermentación de la sacarosa en el medio” (Ribadeneira, 2014). Algo más increíble que pudimos observar es que solo se notó el crecimiento por debajo del plástico, y en otros medios no se notó el crecimiento, a partir de esto surge interrogantes como ¿Qué es lo que permite el crecimiento de vibrios?, ¿en que favorece el plástico a los Vibrios?. A la primera interrogante BD Diagnostic Systems Europe, 2003 señala lo siguiente: “es un medio selectivo de diferenciación para el aislamiento y cultivo de Vibrio cholerae y otras especies Vibrio a partir de muestras”. Es por eso que el agar brinda el medio adecuado para el crecimiento de Vibrio, ya que brinda un pH adecuando tal como lo menciona BD Diagnostic Systems Europe, 2003: “El pH del medio se incrementa para favorecer el crecimiento de Vibrio cholerae porque este organismo es sensible a los entornos ácidos”. La explicación a la segunda interrogante es aquello que menciona la microbióloga Giovanetti, 2011: “los Vibrios son bacilos gram negativos, rectos o curvos “anaerobios facultativos” y móviles”, entonces en nuestro cultivo en agar TCBS los Vibrios tienden a desarrollar el metabolismo fermentativo en ausencia de oxígeno, ya que el plástico estaba cubriendo por completo el área en donde hubo crecimiento de Vibrio. Además por lo explicado al inicio de la discusión (el color amarillo se debe a la fermentación de la sacarosa) es sustento para decir que las condiciones óptimas en la que se desarrolla los Vibrios es en ausencia de oxígeno.

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Cocos en racimos

En la moneda más Vibrio hubo un oscurecimiento que se debe a su oxidación y en la siembra de Vibrio no se notó crecimiento y la explicación para ello es lo descrito líneas arriba.  El microorganismo es transmitido por beber agua contaminada, sobrevive en aguas dulces, también lo hace en aguas saladas y debido al daño que causa al hombre por ser bacterias patógenas, es necesario realizar su separación con fines de hace un estudio individual y tomar medidas frente a problemas de contaminación de agua.

CONCLUSIONES DE TCBS El crecimiento de vibrios se da en el plástico (crea un ambiente anaeróbico ideal para

los Vibrios). El cultivo de bacterias en agares específicos, facilita su separación de los numerosos

microrganismos y siendo ello facilitador para estudiarlos individualmente en el laboratorio.

La moneda no es medio ideal para el crecimiento de Vibrio como también el Vibrio no se logra el crecimiento.

RESULTADOS DE SS CON SALMONELLA SHIGUELLAEn el caso de SS (salmonella Shiguellaen comparación con las distintas mesas de la clase no presentó ningún crecimiento a diferencia de la nuestra que si se dio el desarrollo de colonias. Debido a una confusión en el agar se sembró, aparte de la muestra de agua, Pseudomona lo cual, en principio se esperó que los resultados serían negativos ya que el medio no es propio para el desarrollo de la pseudomona, pero al revisar la muestra si dieron resultados (ver fig.)

Los resultados obtenidos se muestran a continuación en la siguiente imagen

FIG.

Como podemos observar se dio el crecimiento de colonias sobretodo donde se puso la pseudomona shiguella, la placa se dividió en tres partes en las cuales se puso plástico no lavado, moneda no lavada y pseudomona shiguella. El crecimiento de pseudomona dio positivo y las otras dos no presenta cambio alguno.

Visto a nivel microscópico se evidencia presencia de bacilos gram negativos.

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ANÁLISIS Y DISCUCIÓN DE RESULTADOS DE SALMONELLA SHIGUELLA Como se puede ver hay una formación de colonias en un sector de la placa Petri a diferencia de las otras dos que no presenta ningún cambio, por lo tanto resultado negativo para el plástico y la moneda. Este crecimiento de microorganismos en un sector se debe a la presencia de pseudomona, si bien es cierto que el agar no es un medio adecuado para el desarrollo de esta bacteria no parece del todo cierta y esto lo pudimos corroborar con esta práctica, esto puede ser una de las razones por la cual se desarrolló la bacteria y la otra es que la muestra de agua que se le puso presentaba este tipo de bacterias.

Se le considera un medio moderadamente selectivo según el nivel de inhibición de los microorganismos gram positivos y Enterobacteriaceae diferentes de Salmonella y Shigella, que inhibe por contenido de sales biliares, verde brillante y citratos. El género Shigella se incluye en la familia Enterobacteriaceae; está constituido por bacilos cortos gramnegativos sin agrupación, que miden de 0.7 µm x 3 µm; son inmóviles, no esporulan ni presentan cápsula y su DNA alcanza una similitud de hasta 70-75% en relación con el de Escherichia coli, lo cual indica una gran relación con esta última especie. (Molina 2015). Como menciona Molina; si las colonias que se observaron en el agar ss (Salmonella) se realizó una prueba con la tinsion Gram para así poder acercarnos más y afirmar que es lo que se vio en este agar, ¿realmente fue salmonella shiguella?.

CONCLUSIÓN DE SALMONELLA SHIGUELLAPodemos concluir entonces que lo visto macroscópicamente en el agar ss corresponde a la Salmonella Shiguella esto gracias a a la observación en el microscopio ya que la salmonella Shiguella es un tipo de bacteria Gram negativo y se desaroolló en este Agar no específico, esto puede deberse también a que en la muestra proporcionada en el laboratorio hubo un contenido de salmonella.

RESULTADOS DE AGAR SETRIMIDE CON PSEUDOMONA AERUGINOSAEn lo que concierne a AC (Agar setrimide con pseudomona aeruginosa), en esta placa Petri se dividió en 2 partes en la cual uno de ellos contenía plástico y la otra contenía pseudomona. Los resultados obtenidos macroscópicamente fue que en ambos casos se desarrolló el crecimiento de colonias del tipo circular sin presencia de color alguno, en lo que respecta al plástico hubo un crecimiento en los bordes de esta mas no en el resto del agar. Con respecto a la otra mitad también hubo un crecimiento de colonias circulares, eso si con algunos espacios en el agar.

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ANÁLISIS Y DISCUCIÓN DE RESULTADOS Las características principales y diferencias que presento al transcurrir una semana es que en el transcurso de este tiempo hubo un desarrollo de colonias tanto en con el plástico no lavado como con la pseudomona que fue proporcionada en el laboratorio.

Pseudomonas aeruginosa pertenece a la familia Pseudomonadaceae y es un bacilo gramnegativo aerobio con un flagelo polar. Cuando se cultiva en medios adecuados produce piocianina, un pigmento azulado no fluorescente. Muchas cepas producen también el pigmento verde fluorescente pioverdina. Pseudomonas aeruginosa, al igual que otras seudomonas fluorescentes, produce catalasa y oxidasa, así como amoniaco a partir de la arginina, y puede utilizar citrato como única fuente de carbono. (Lloria 2009). En el caso del microorganismo que se proporcionó en el laboratorio se trata de pseudomona aeruginosa lo cual presenta una coloración verde fluorescente, esto demuestra que el medio es adecuado para el desarrollo de este microorganismo, en el caso del plástico no lavado también hay crecimiento en los bordes de este esto se debe principalmente al producto que el plástico almacenaba, se comprobó que este plástico era almacenamiento de pasteles dulces y según Lloria “La Pseudomona Aeruginosa puede desarrollarse en una gran cantidad de medios y metabolizar una variedad de hidratos de carbono. Crece preferencialmente aeróbicos pero también puede crecer en forma anaeróbica” esto nos lleva a afirmar que el plástico tenía pseudomona y debido a la diversidad de hidratos de carbono presentes en el agar reaccionaron de forma positiva y se formaron la gran diversidad de colonias al contorno del plástico.

CONCLUSIÓN DE PSEUDOMONA AERUGINOSALa conclusión que se llega es que el plástico en la mayoría de casos presenta en su composición componentes que son de alguna forma adecuados para el desarrollo de Pseudomona Aeruginosa y es por esto que la utilización de plástico son causantes de enfermedades que aquejan a la población más aun cuando no se cumple los parámetros de calidad ambiental.

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