PROGRAMA DE FORMACIÓN ESPECIALIZADA

HOSPITAL UNIVERSITARI VALL D’HEBRON

Aprobado en Comisión de Docencia el 14 de junio de 2007

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Introducción El Hospital Universitari Vall d’Hebron está acreditado para la formación de dos residentes por año en la Unidad Docente de Microbiología. El núcleo de la unidad docente lo forma el Servicio de Microbiología, con la participación de los Servicios de Pediatría, Cuidados Intensivos, Patología infecciosa y Atención Primaria

Tutores de Residentes

Dra. Ana Mª Planes Dra. Teresa Tórtola

Jefe de Servicio de Microbiologia

Dr. Guillem Prats Pastor

Programa oficial

Orden SCO/3256/2006 de 2 de octubre (BOE 21 de octubre de 2006)

Los orígenes de la microbiología están íntimamente ligados al estudio de los microorganismos productores de enfermedades infecciosas. Esta tradición, iniciada a mediados del siglo XIX, sigue manteniendo plenamente su vigencia. En la actualidad el estudio de los microorganismos directa o indirectamente relacionados con las enfermedades humanas es uno de los campos más activos de la Microbiología, pero no será hasta 1960 cuando se establezca como una especialidad sanitaria. La especialidad de MYP surge para resolver los problemas de patogenia, diagnóstico, terapéutica y epidemiológicos que plantean las infecciones.

En los últimos años la especialidad ha registrado un extraordinario desarrollo científico y tecnológico con las técnicas moleculares y por las nuevas necesidades planteadas por las infecciones oportunistas, las infecciones emergentes, el fenómeno de las resistencias a los antimicrobianos, la guerra biológica y el bioterrorismo, los cambios demográficos , el cambio climático y la globalización.

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Denominación oficial de la especialidad

Microbiología y Parasitología (MYP):

Duración: 4 años.

Licenciaturas previas: Medicina, Farmacia, Biología, Química y Bioquímica.

Definición de la especialidad

Definición de la especialidad Según la Comisión Nacional de especialidades médicas cuyo programa ha sido publicado en el BOE el sábado 21 de octubre del 2006.

La especialidad de Microbiología y Parasitología estudia los microorganismos que interrelacionan con el hombre y la naturaleza de dicha relación que, en ocasiones, se traduce en una enfermedad infecciosa.

La especialidad de Microbiología y Parasitología no sólo ha de considerar el estudio de los microorganismos que producen enfermedades al hombre, sino que también debe ocuparse de los microorganismos que forman parte de la microbiota comensal, por la trascendencia que dichos agentes pueden tener en el equilibriode los diversos nichos ecológicos, por sus efectos beneficiosos en la fisiología humana, y por su potencial patógeno.

Las aplicaciones de la Microbiología y Parasitología al diagnóstico, tratamiento y profilaxis de las enfermedades infecciosas en los humanos son el objeto de estudio de la Microbiología Clínica.

El hombre enfermo, portador o especialmente susceptible a la infección es el sujeto central de la actuación del facultativo especialista en Microbiología y Parasitología para su diagnóstico, orientación terapéutica, estudio epidemiológico y actuaciones preventivas. Su actividad se centra en el Laboratorio de Microbiología, cuya tecnología y métodos de trabajo son diferentes de los demás laboratorios de diagnóstico y se proyecta hacia la clínica desde la orientación diagnóstica del paciente, obtención de las muestras adecuadas para el diagnóstico, hasta las medidas de tratamiento y control de la infección.

Dado que la infección se presenta en el ámbito de actuación de múltiples especialidades, el especialista en Microbiología y Parasitología, debe mantener una estrecha colaboración con todas ellas. Esta colaboración es esencial con todas las especialidades en las que la infección sea una parte sustancial de su quehacer como Medicina Interna, Pediatría, Cuidados Intensivos, Oncología, Hematología, así como con las correspondientes de ámbito extrahospitalario.

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Objetivos de la formación

El programa trata de formar un perfil de especialista en Microbiología y Parasitología capaz de:

a) Implicarse como facultativo especialista en el diagnóstico y tratamiento del paciente y en la prevención de las infecciones.

b) Conocer el fundamento científico del diagnóstico de laboratorio, elaborar protocolos de diagnóstico.

c) Planificar, dirigir y gestionar un laboratorio de Microbiología y Parasitología.

d) Participar con el máximo nivel de responsabilidad en el control y prevención de la infección hospitalaria y comunitaria.

e) Proponer una política de uso racional de los antimicrobianos.

f) Colaborar con los Sistemas de Vigilancia Epidemiológica y de Salud Pública.

g) Participar en los Programas de Formación de especialistas en Microbiología y Parasitología y de otros especialistas en los aspectos de la infección, su diagnóstico, tratamiento y prevención.

h) Conocer profundamente la metodología científica y desarrollar programas de investigación dentro de la Microbiología y Parasitología.

i) Mantener en el tiempo un nivel de conocimientos adecuado y actualizado, a través de la formación continuada.

j) Trabajar en equipo.

k) Emitir opiniones expertas dentro de su especialidad.

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Programa de Rotaciones El tiempo de rotación, usualmente, oscila entre 2 y 4 meses en la diferentes unidades del Servicio de Microbiología. Este periodo puede ser modificado según las necesidades de cada residente y su licenciatura (ver tabla 10).

Residente 1 Rotación general preparatoria para las guardias Unidad de Urocultivos y de infecciones genitales Unidad de Hemocultivos y infecciones relacionadas con catéteres (IRC) Unidad de Cultivos Generales y Anaerobios Unidad de Respiratorio Residente 2 Unidad de Coprocultivos Unidad de Parasitología Unidad de Identificaciones y Antibiogramas (epidemiología) Unidad de Micobacterias Unidad de Serología Residente 3 Unidad de VIH Unidad de Biología Molecular Unidad de Virología Unidad de Micología Unidad de Microbiología Ambiental y Alimentaria Área de Medicina Intensiva (Hospital General) Servicio de Pediatría (Infecciosas) Residente 4 Servicio de Patología Infecciosa Unidad de Hepatitis (laboratorios clínicos) Centro de Atención Primaria Unidad de Preparación de medios y material Actualización en nuevas técnicas diagnósticas. Investigación y/o revisión de las unidades

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Grado de autonomía y responsabilidad Al final de cada rotación el residente tiene que poder demostrar los conocimientos y habilidades que se detallan en cada una de ellas con los siguientes niveles de autonomía y responsabilidad:

IRC = Infección relacionada con catéter

Residente 1

Autonomía Responsabilidad

Rotación general preparatoria para las guardias Unidad de Urocultivos y de Infecciones Genitales 1 1 Unidad de Hemocultivos y IRC 1 1 Unidad de Cultivos Generales y Anaerobios 1 1 Unidad de Respiratorio 1 1 Residente 2

Unidad de Coprocultivos 1 1 Unidad de Parasitología 2 2 Unidad de Identificaciones y Antibiogramas 1 1 Unidad de Micobacterias 2 2 Unidad de Serología 1 1 Residente 3

Unidad de VIH 1 1 Unidad de Biología Molecular 2 2 Unidad de Virologia 2 2 Unidad de Micologia 2 2 Unidad de Microbiologia Ambiental y Alimentaria 2 2 Área de Medicina Intensiva (Hospital General) 3 3 Servicio de Pediatria (Infecciosas) 3 3 Residente 4

Servicio de Patología Infecciosa 2 2 Unidad de Hepatitis (laboratorios clínicos) 2 2 Centro de Atención Primaria 1 1 Unidad de Preparación de medios y material 1 1 Actualización en nuevas técnicas diagnósticas. Investigación y/o revisión de las unidades 3 3

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Autonomía:

Nivel 1: Habilidades que los facultativos residentes practican durante la formación y en las que adquieren autonomía completa para su realización.

Nivel 2: Habilidades que los facultativos residentes practican durante su formación aunque no necesariamente lleguen a ser autónomos para su realización.

Nivel 3: Habilidades que requieren un periodo de formación adicional una vez finalizada la formación general.

Responsabilidad:

Nivel 1: Actividades realizadas directamente por el residente sin necesidad de supervisión directa.

Nivel 2: Actividades realizadas directamente por el residente bajo la supervisión directa del tutor o del facultativo responsable.

Nivel 3. Actividades realizadas por facultativos del laboratorio y en las que residente participa u observa.

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Objetivos específicos para cada una de las rotaciones Programa formativo de residentes Se informa al residente de la existencia de una guía. Esta guía se sigue en las diferentes secciones y se recomienda al residente su uso. Actividades formativas comunes

Principios básicos de seguridad biológica La finalidad es familiarizar al residente con las normas básicas para trabajar correctamente con microorganismos potencialmente patógenos. Se utilizan las normas de máxima seguridad correspondientes a los laboratorios de niveles 1, 2 y 3, incluyendo las normas de eliminación de residuos. Unidad de Hemocultivos

En el periodo de formación en hemocultivos el residente ha de alcanzar unos objetivos conceptuales y otros técnicos.

A) Objetivos conceptuales Conceptos que el residente debe utilizar como guía para estudiar y ampliar los diferentes apartados que en el se detallan. a) Bacteriemia y/o sepsis

1. Conceptos generales: primaria, secundaria, recurrente. Según el lugar de adquisición: (extrahospitalaria; nosocomial), o vía de transmisión (horizontal; transmisión vertical). Tipos de bacteriemia (transitoria; continua; intermitente). Intensidad de la bacteriemia.

2. Factores a tener en cuenta: • Enfermedad de base. Factores predisponentes: estado inmunitario;

manipulaciones; material protésico; cirugía previa antimicrobianos previos. • Cuadros clínicos. Foco de sepsis. • Complicaciones. Tratamiento (según etiología).

3. Concepto y características del hemocultivo 4. Principales indicaciones de los hemocultivos

Ante un síndrome febril prolongado o grave >38,5º C (puede haber hipotermia en niños y ancianos). Estado de shock no explicado por causas hemodinámicas. Presencia de leucocitosis, leucopenia o trombopenia no relacionada con un procesos hematológicos. Antes del tratamiento antibiótico. Según el tipo de bacteriemia.

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5. Número de hemocultivos a realizar por bacteriemia Magnitud de la bacteriemia (adultos, niños). Cuantos en 24 horas e intervalo entre ellos.

6. Técnica de extracción de la sangre para la realización de un hemocultivo Es preciso conocer con detalle los siguientes puntos:: asepsia de la piel. Volumen de la sangre a cultivar (niños, adultos). Dilución de la sangre. Anticoagulantes apropiados (SPS). Orden de inoculación de los medios.

7. Sepsis según el agente causal Correlación clínico microbiológica. Sepsis primaria y oportunista.

8. Valoración de los microorganismos Microorganismos de difícil valoración. Criterios interpretativos.

9. Grandes síndromes para estudiar: 9.1. Endocarditis infecciosa (EI):

Tipos: sobre válvula nativa y/o protésica (precoz, tardía); adicto a drogas por vía parenteral. Circunstancias predisponentes: locales y generales. Causas determinantes o puerta de entrada. Agentes causales según el tipo de EI. Diagnóstico y tratamiento

9.2. Brucelosis 9.3. Tifoidea 9.4. Sepsis memingocócica. 9.5. Osteomielitis

b) Técnicas de hemocultivos

1. Tipos de técnica Cualitativa; semicuantitativa y cuantitativa.

2. Sistemas automáticos: Características, manejo, ventajas y limitaciones de los sistemas automáticos de hemocultivos.

3. Características de los medios de cultivo utilizados. Composición; atmósfera; factores de crecimiento; presencia de resinas y otros factores.

4. Periodo de incubación y seguimiento de los hemocultivos Tiempo de incubación de los medios según orientación diagnóstica. Temperatura y atmósfera de incubación. Subcultivos. Signos de positividad. Medios de cultivo a sembrar según la tinción de Gram.

5. Técnicas de cultivo especiales: Hay microorganismos que circulan por la sangre y no crecen en los medios usuales: leptospiras; leishmanias; micobacterias; bartonelas; micoplasmas; virus; hongos.

c) Infecciones relacionadas con el catéter (IRC)

Diagnóstico de las infecciones relacionadas con el/los catéteres. 1. Etiopatogenia 2. Definiciones de las distintas formas de IRC 3. Tipo de catéter 4. Lugar de inserción 5. Diagnóstico microbiológico

5.1. Actitud no conservadora: (técnica de Maki; Cleri y Bruisson; otras...)

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5.2 Actitud conservadora: hemocultivos cuantitativos; frotis superficiales) 6. Etiología de les infecciones relacionadas con el catéter 7. Identificación de los agentes causales de la IRC

B) Objetivos técnicos En el período de 3 meses que es la duración de la rotación por hemocultivos adquirirá los conocimientos técnicos para poder diagnosticar una bacteriemia y/o sepsis así como una fungemia. Por tanto en este periodo realizará personalmente las técnicas necesarias para alcanzar los objetivos. Dentro de los objetivos hay el aprendizaje de la utilización del microscopio. Realizará un mínimo de les siguientes pruebas del laboratorio (tabla 1 y 2). La práctica de guardias del residente hará que los objetivos descritos se incrementen en número. Tabla 1. Objetivos técnicos del residente en la unidad de hemocultivos Objetivo técnico Mínimo de pruebas*

Pinchar y subcultivar con las normas de seguridad y asepsia los hemocultivos positivos

200

Aprendes a hacer la tinción de Gram 200

Leer interpretar la tinción de Gram de los hemocultivos positivos 1000

Leer y valorar los subcultivos de los hemocultivos positivos 500

Hacer las pruebas bioquímicas para identificar una bacteria 50

Interpretar los resultados obtenidos de las pruebas bioquímicas, adquiriendo los conocimientos para identificar a nivel de género y en la mayoría de casos de especie de los microorganismos más frecuentes

Estafilococo 100

Estreptococo 50

Enterobacterias 50

Otros 50

Hacer antibiogramas 50

Aprender a hacer hemocultivos cuantitativos así como su lectura e interpretación

100

Informar al clínico responsable del paciente con hemocultivos positivos así como ayudar a valorar el resultado obtenido según la patología del paciente

100

* En el periodo de 3 meses de formación del primer año de residencia

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Tabla 2. Objetivos técnicos del residente para diagnosticar una IRC

Objetivo técnico Mínimo de pruebas*

Realizar la técnica de Maki 50

Leer e interpretar el cultivo de catéter. 100

Valorar los resultados de los cultivos de catéter y relacionarlos con el hemocultivo

100

* En el periodo de 3 meses de formación del primer año de residencia

Unidad de respiratorio

Introducción En la Unidad de Respiratorio se procesan las muestras procedentes del aparato respiratorio, investigando bacterias habituales (no micobacterias) y hongos filamentosos. Las infecciones respiratorias constituyen en la actualidad un problema de salud pública a tener en cuenta, ya que colapsan tanto la asistencia primaria como la hospitalaria, dando lugar a una gran presión asistencial y a un importante gasto sanitario. Por este motivo un correcto diagnóstico microbiológico es esencial para un abordaje clínico correcto A) Objetivos conceptuales

• Concepto de microorganismo colonizante, potencialmente patógeno y primariamente patógeno en vías respiratorias. Es extraordinariamente difícil poder asegurar el papel patógeno de las bacterias y/o hongos aislados en muestras respiratorias, con la excepción de microorganismos primariamente patógenos como Legionella, Bordetella y Corynebacterium diphtheriae. Microorganismos como Streptococcus pneumoniae, que es el principal agente etiológico de la neumonía de la comunidad, pertenecen a la flora normal de la cavidad orofaringea. También Haemophilus influenzae y Moraxella catarrhalis constituyen microorganismos de gran importancia clínica en la EPOC. Los bacilos gramnegativos y Staphylococcus aureus, son agentes implicados en la neumonía intrahospitalaria, pero pueden también colonizar la cavidad orofaringea. Finalmente los hongos filamentosos y las levaduras, tienen gran importancia en el paciente inmunodeprimido, pero también pueden ser simplemente colonizantes.

• Zonas habitualmente estériles: solamente se podrá asegurar el papel patógeno de un microorganismo oportunista, cuando el aislamiento se produce en una muestra estéril como el liquido pleural o la biopsia y/o punción pulmonar.

• Infecciones de vías respiratorias altas (rinitis, sinusitis, faringoamigdalitis ): suelen ser provocadas por virus y en algunos casos se produce la sobreinfección

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bacteriana. Estreptococo betahemolítico del grupo A o Streptococcus pyogenes, produce gran morbilidad en la faringoamigdalitis, tanto del niño como del adulto.

• Infecciones de vias respiratorias bajas: traqueitis, bronquitis, neumonía, empiema, absceso pulmonar. La neumonía produce una alta tasa de morbilidad y es la principal causa de mortalidad en el anciano. Dificultad en la valoración de la correlación clínica-microbiológica: tal como se comenta anteriormente, es difícil en la mayoría de infecciones respiratorias, filiar de una forma concluyente el agente etiológico responsable del cuadro clínico.

• Grupos específicos de riesgo (inmunodeprimidos, EPOC, bronquiectasias, fibrosis quística): en estos pacientes el número de microorganismos aislados, así como el tipo de microorganismo, tiene un papel fundamental, ya que aunque en una primera instancia puede representar un agente colonizante, con posterioridad puede estar implicado en el cuadro clínico del paciente. Nociones de terapéutica: antimicrobiana más indicada según agente etiológico y cuadro clínico del paciente. Profilaxis: vacuna antineumocócica, vacuna de la tos ferina, vacuna antidiftérica, vacuna para Haemophilus influenzae tipo b, vacuna antigripal. Medidas de control de la infección respiratoria comunitaria y nosocomial.

B) Objetivos técnicos

1. Recogida de muestra.

Las muestras procesadas son secreciones de vías respiratorias altas (exudado oral, exudado nasal, frotis faringoamigdalar, exudado sinusal) y muestras de vías respiratorias bajas (esputo, aspirado traqueobronquial, lavado broncoalveolar, cepillado bronquial, liquido pleural, biopsia y/o punción pulmonar). Dependiendo del tipo de muestra, la recogida se realiza en escobillón o en un recipiente estéril.

Los métodos de procesamiento de cada tipo de muestra y/o microorganismo implicado en la infección respiratoria, no siempre son especificados por el clínico en la petición que llega al laboratorio de Microbiología, por lo que tiene gran importancia enseñar al Residente el procesamiento microbiológico adecuado atendiendo a distintos parámetros que constan en la petición o que en su defecto deben ser consultados con el clínico para tomar la decisión más correcta.

2. Diagnóstico de los microorganismos implicados en la infección respiratoria

• Examen microscópico

- Tinción de Gram.

Control de cualidad de las muestras de esputo, aspirado traqueobronquial (criterios de Murray y Washington) y lavado broncoalveolar. Visualización de los microorganismos. Gram de las colonias de las placas y caldos de cultivo. - Examen en fresco. - Inmunofluorescencia.

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Tiempo mínimo de dedicación del Residente: 270 horas / 3 meses.

• Lectura de los cultivos Tiempo de incubación de cada una de las muestras. Cultivo cuantitativo. Correlación de la positividad entre el cultivo en las placas y en el caldo. Valoración microbiológica. Resiembra. Tiempo mínimo de dedicación del Residente: 320 horas / 3 meses.

• Lectura de las identificaciones. Pruebas de “screening “: optoquina, plasmocoagulasa, Dnasa, látex, cloruro sódico, bilis-esculina, etc. Seria corta de identificación de enterobacterias Serotipado de Bordetella spp. Pruebas bioquímicas para la identificación de Bordetella pertussis y Legionella spp. Tiempo mínimo de dedicación del Residente: 150 horas / 3 meses. 3. Información al clínico Gram urgente de las muestras de esputo, aspirado traqueobronquial, lavado broncoalveolar, liquido pleural. Consultas telefónicas por parte del clínico, de los pacientes a los cuales se les ha procesado una o más muestras: significación clínico-microbiológica, identificación de los microorganismos, sensibilidades. Tiempo mínimo de dedicación del Residente: 125 horas / 3 meses El Residente tiene que dedicar un tiempo importante al estudio de las infecciones respiratorias y de los microorganismos implicados, utilizando para ello la bibliografía más adecuada, siendo orientado por el adjunto. También tiene que conocer las ventajas e inconvenientes de las técnicas diagnósticas empleadas y su significado según el cuadro clínico del paciente. Asimismo tiene que aprender la labor de los técnicos de laboratorio (preparación de los medios de cultivo, soluciones y colorantes, reactivos, numeración y siembra de las muestras, entrada al ordenador de los resultados microbiológicos, etc.). Finalmente, tendrá que conocer y aplicar los conceptos de control de calidad diagnóstica y seguridad en el manejo de microorganismos patógenos y muestras. Cuando la permanencia del Residente en la Unidad de Respiratorio supere un periodo de dos meses, deberá asumir tareas y tomar decisiones siempre bajo la tutela del Adjunto, para ir adquiriendo seguridad y responsabilidad en el ejercicio de su carrera profesional.

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Unidad de Cultivos Generales A) Objetivos conceptuales:

• Infección vs colonización: flora normal y flora potencialmente patógena El objetivo es enseñar a distinguir entre la flora normal de las distintas localizaciones anatómicas y las especies que pueden ser causantes de infección.

• Características del huésped El alumno aprende a valorar la importancia que tienen las características del huésped para el desarrollo de determinadas infecciones

• Microorganismos aerobios, anaerobios y microaerófilos; mecanismos de patogenicidad Se introducen paulatinamente los distintos géneros y especies de interés en clínica clasificados en grupos de acuerdo con su tolerancia respecto al oxígeno. Se insiste especialmente en los distintos mecanismos de patogenicidad.

• Cultivo: medios de enriquecimiento, selectivos, líquidos y sólidos; incubación El tema de los medios de cultivo se aborda desde su preparación en el laboratorio. Se analiza su composición, insistiendo en la finalidad de los distintos componentes de los mismos y las ventajas que ofrecen para el aislamiento de distintos grupos de microorganismos. Se comentan sus aplicaciones y las distintas condiciones de incubación. Otros temas tratados son la conservación de los medios y el control de calidad y de caducidad de los mismos.

• Examen microscópico: microscopio, tinciones Se exponen los fundamentos del microscopio de luz blanca y se familiariza al residente con su utilización. Simultáneamente se introducen los distintos métodos de tinción empleados en la sección.

• Diagnóstico microbiológico: toma de muestra, recogida, desinfección, muestra idónea, muestra única o múltiple Dada la importante repercusión de la calidad de una muestra en el resultado de un análisis microbiológico se enseñan al residente los criterios para seleccionar la muestra idónea en cada caso, las formas de obtención de los distintos tipos de muestra, así como las normas para su correcto traslado hasta el laboratorio.

• Grupos de procesos infecciosos Mediante soporte bibliográfico, conversaciones y sesiones clínicas se aportan los medios para ampliar conocimientos en lo que respecta a: características clínicas, diagnóstico microbiológico, microorganismos más frecuentemente implicados y tratamiento de:

infecciones del SNC: comunitarias o postquirúrgicas; meningitis, encefalitis, ventriculitis, absceso cerebral, empiema subdural infecciones orofaciales: otitis, conjuntivitis, endoftalmitis, úlcera corneal, abscesos odontógenos infecciones osteoarticulares: postraumáticas o postquirúrgicas - artritis, osteomielitis, espondilodiscitis, bursitis, infección de prótesis infecciones de piel y mucosas: quemaduras, úlceras, injertos, fístulas infecciones de tejidos blandos: abscesos, celulitis, heridas infecciones cardiovasculares: endocarditis, prótesis vasculares

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infecciones abdominales: peritonitis, apendicitis, abscesos, mediastinitis infecciones perinatales: corioamnionitis, endometritis, sepsis neonatal infecciones por mordedura o picadura de insecto infecciones oportunistas estudio de portadores controles de esterilidad.

B) Objetivos técnicos: Durante su paso por la unidad, el aprendizaje práctico se realiza participando activamente en todas las técnicas disponibles. El mínimo de pruebas de cada tipo realizadas se expone en la tabla 3. Tabla 3. Objetivos técnicos del residente en la unidad de Cultivos Generales Técnica Número mínimo

Examen microscópico

Tinción de Gram – técnica, observación, valoración 500

Tinción de azul de metileno – técnica, observación, valoración 40

Tinta china – técnica, observación, valoración 10

Preparación de soluciones colorantes 5

Cultivos:

Siembra en medios líquidos y sólidos 300

Incubación: aerobiosis, anaerobiosis, microaerofilia 300

Leishmania 10

Preparación de medios de cultivo 5

Lectura e interpretación

Identificación visual de colonias 700

Identificación bioquímica 300

Antibiograma 50

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Valoración clínica de aislamientos 1500

Manejo del programa informático

Entrada de dictámenes 200

Consulta de resultados 400

Estadísticas 5

Unidad de Urocultivos En el periodo de formación en la Unidad de urinocultivos el residente ha de alcanzar unos objetivos conceptuales y otros técnicos.

Objetivos conceptuales 1. Concepto y etiología de las infecciones del tracto urinario

a) Respuesta a la infección en la orina (bacteriuria): presencia de leucocitos (piuria)

b) El estudio microscópico del sedimento de la orina centrifugada permite constatar la infección urinaria al visualizar la bacteriuria y la piuria, así como la presencia de contaminación accidental, especialmente en la mujer (vaginal), que se evidencia por la presencia de células descamativas epiteliales.

c) El residente aprenderá a valorar conjuntamente el resultado del urocultivo y el examen microscópico del sedimento de orina, valorando asimismo aquellas situaciones que cursan con bacteriuria asintomática o aquellas en las que el parámetro de valoración no es la piuria.

2. Prostatitis aguda y crónica, epididimitis y orquitis 3. La orina en el diagnóstico de infecciones de otras localizaciones

a) Eliminación por esta vía de microorganismos viables causantes de enfermedades sistémicas

b) Detección de antígenos en orina (Legionela, pneumococo, ) causantes de infecciones focales o sistémicas

4. Agentes etiológicos mas frecuentes en la infección urinaria: diferentes agentes etiológicos según:

a) Infección comunitaria b) Infección nosocomial c) Presencia o ausencia de factores predisponentes

Objetivos técnicos 1. Recogida de muestras 2. Sedimentos de orina y técnicas de cultivo 3. Técnicas de identificación de microorganismos

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4. Pruebas de sensibilidad antimicrobiana

El residente aprenderá a preparar, leer y valorar los sedimentos de orina, y a sembrar las muestras en los diferentes medios adecuados para el aislamiento de uropatógenos. Cuando el resultado del cultivo sea positivo, sembrara las colonias aisladas en los medios de cultivo para su identificación, leyendo y interpretando los resultados. Asimismo realizara el estudio de la sensibilidad antimicrobiana, preparando el antibiograma de los microorganismos aislados. .

Durante el tiempo que permanezca en la Unidad, realizará personalmente supervisado por el adjunto los siguientes mínimos para alcanzar los objetivos Ver tabla 4.: Tabla 4. Objetivos técnicos del residente en la unidad de Urinocultivos Técnica Múmnero mínimo Lectura de sedimento de orina 500 Lectura de urocultivos positivos 1000 Lectura de la serie de identificación de enterobacterias 300 Ientificación de cocos grampositivos 150 Unidad de Infecciones Genitales Objetivos conceptuales En la Unidad de Infecciones Genitales se estudian aquellas enfermedades de transmisión sexual detectables por el cultivo bacteriológico del exudado vaginal, endocervical y uretral o por exudados de lesiones de la piel y de las mucosas del área genital Los cuadros clínicos pueden clasificarse en:

• Lesiones de la piel y mucosas del área genital • Uretritis • Vulvovaginitis y cervicitis • Vaginosis bacteriana • Enfermedad inflamatoria pélvica • Prostatitis, epididimitis y orquitis

En el apartado correspondiente a la patología obstétrica, se estudian las situaciones que pueden cursar con patología para la madre o para el feto detectables a partir de las muestras antes indicadas:

• Rotura prematura de membranas • Amenaza de parto prematuro

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• Fiebre intraparto • Corioamnionitis • Abortos sépticos

Respecto a la patología ginecológica, el apartado es múltiple para descartar un origen infeccioso, contemplando diversas situaciones en las que predominan los abscesos de pared vaginal, abscesos de las glándulas de Bartholino, hematomas de cúpula vaginal , etc. por citar algunos de ellos. Así mismo se estudia la colonización por Streptococcus agalactiae en las mujeres embarazadas en exudados de procedencia vaginal y rectal.

Objetivos técnicos 1. Recogida de muestras 2. Preparación y lectura de la tinción de Gram de los exudados 3. Técnicas de cultivo 4. Técnicas de identificación de microorganismos 5. Pruebas de sensibilidad antimicrobiana

El residente aprenderá a preparar y leer las tinciones de los exudados y a sembrar las muestras en los medios adecuados para el aislamiento de los patógenos correspondientes En la lectura aprenderá a valorar la flora vaginal normal, distinguiéndola de los patógenos y a identificar estos cuando sean valorables. Aprenderá también a valorar una alteración de la flora vaginal normal sin significado patológico, y a interpretar las colonizaciones por S. agalactiae. Durante el tiempo que permanezca en la sección, realizará personalmente supervisado por él adjunto los siguientes mínimos (tabla 5): Tabla 5. Objetivos técnicos del residente en la unidad de Infecciones Genitales Técnica Número mínimo

Lectura de la tinción de Gram de exudados vaginales: 300

Lectura de exudados vaginales y endocervicales con resultado de flora normal:

500

Valoración de patógenos en las distintas patologías: 200

Estudios de colonizaciones por S. agalactiae: 300

Lectura de Micoplasmas en medios especiales: 100

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Realización y lectura del antibiograma de Mycoplasmas: 3

Identificación de patógenos: 50

Lectura interpretada del antibiograma : 30

Unidad de Micología Objetivos conceptuales Micología sistemática: reino Funghi, conceptos de clasificación y taxonomía sistemática con especial énfasis en los hongos con presencia importante en nuestra área geográfica. Conceptos de reproducción sexual/asexual en los hongos; importancia para la clasificación. Concepto de dimorfismo. Diagnóstico de las micosis. Principales agentes etiológicos de:

� micosis superficiales � micosis cutáneas � micosis subcutáneas y profundas � micosis diseminadas

Habitat, mecanismo de transmisión y patogenia de los principales agentes de micosis. Los antifúngicos: grupos y nociones de terapéutica. Objetivos técnicos

1. Recogida de muestras. Métodos generales y casos específicos. 1. Procesado de muestras; tinciones y otros tipos de examen microscópico. 2. Selección e inoculación en medios de cultivo adecuados. 3. Identificación de los aislamientos. Características culturales. Preparación de

extensiones y similares para estudio microscópico. 4. Características específicas de grupos específicos de hongos filamentosos:

zigomycetos, agentes de hialohifomicosis, de feohifomicosis, micetoma eumicótico, dermatofitos, y hongos dimórficos.

5. Levaduras: infecciones clínicas e identificación de laboratorio. 6. Antifungigramas: estudio de diferentes métodos para hongos levaduriformes. 7. Diagnóstico serológico de la aspergilosis: antigenemia (método ELISA)

Valoración práctica El residente efectuará

• siembra de muestras: 50 • lectura de placas y valoración de aislamientos fúngicos: un mínimo de 12 lecturas

con todos los aislamientos y estudios de identificación que lleven consigo. • identificación microscópica de un mínimo de 10 dermatofitos, 100 hongos

filamentosos (agentes posibles de micosis profunda y/o diseminada), 40 levaduras.

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• investigación de la presencia de galactomanano en el suero de pacientes con sospecha de aspergilosis diseminada: 6 ocasiones (media de 15 sueros/ocasión)

• colaboración en un trabajo de investigación relacionado con las micosis humanas y su diagnóstico, epidemiología, tratamiento etc.

Unidad de Microbiologia Ambiental y alimentaria Objetivos conceptuales Conceptos de desinfección, esterilización, decontaminación y control de la infección nosocomial. Bioterrorismo: detección y estudio de posibles agentes de bioterrorismo. Concepto de ARCP y su utilización en las cocinas y comedores del hospital. Conceptos de microorganismo indicador e índice. Legislaciones aplicables a los distintos productos alimentarios (comunitaria, nacional y local) Investigación microbiológica y epidemiológica de brotes de origen nosocomial. Sistemas de control de enfermedades infecciosas: estudio microbiológico de estructuras inanimadas, soluciones farmacéuticas, control de autoclaves, muestras biológicas del personal sanitario. Objetivos técnicos

1. Recogida de muestras. Métodos generales y casos específicos. Concepto de unidad y muestra

2. Procesado de muestras de alimentos. Elección de las analíticas a efectuar; validación e interpretación de los resultados.

3. Procesado de controles de esterilidad de soluciones farmacéuticas (nutriciones, líquidos estériles, soluciones tópicas, etc)

4. Control de sistemas de esterilización. Validación de miniclaves, autoclaves a oxido de etileno, plasma, formaaldehido y calor.

5. Control microbiológico de aguas. Investigación y cuantificación de Legionella spp. 6. Control de portadores de microorganismos potencialmente transmisibles (control

de la infección nosocomial). 7. Banco de tejidos: control de esterilidad de posibles tejidos para trasplante;

seguimiento en el tiempo.

Valoración práctica El residente efectuará: � siembra y procesamiento de muestras: un mínimo de 30 alimentos de diferente tipo,

20 muestras de agua y no menos de 150 muestras de otros tipos � lectura de caldos y placas y valoración de los distintos aislamientos: un mínimo de 12

lecturas con emisión de los dictámenes correspondientes � seguimiento del protocolo de estudio de Legionella spp. en las aguas del hospital:

implicaciones para la Salud Pública; mínimo 1,5 meses.

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� colaboración en un trabajo de investigación y seguimiento relacionado con las infecciones nosocomiales.

Unidad de Micobacterias Período de formación en la Unidad: 3 meses y la distribución aproximada del tiempo: 1 mes en el área de tratamiento de muestras, 1 mes en el área de tuberculosis y 1 mes en el área de micobacterias ambientales. Formación teórica en la Unidad: Clase teórica al inicio de cada área con bibliografía recomendada. Formación práctica-asistencial por áreas:

1. Área de descontaminación de las muestras Preparación de reactivos Técnicas de descontaminación. Siembra de los medios de cultivo Manipulación de los sistemas de lectura e incubación Lecturas de exámenes microscópicos por luz ultravioleta previa tinción con auramina y por tinción de Ziehl-Neelsen Técnica de detección de ácidos nucleicos de micobacterias, directamente en muestras.

2. Área de tuberculosis Preparación de reactivos del área Lectura de cultivos en medio sólido Examen microscópico de los cultivos Identificación de Micobacterium tuberculosis por hibridación con sondes específicas y pruebas bioquímicas Preparación de medios de cultivo para pruebas de sensibilidad Técnicas de sensibilidad de M. tuberculosis en sistemas automatizados. Técnicas de sensibilidad de M. tuberculosis en medio sólido. Lectura de los antibiogramas. Introducción de resultados

3. Área de micobacterias ambientales. Preparación de reactivos del área Preparación de medios de identificación Técnicas de sensibilidad para micobacterias ambientales Preparación de microplacas con antibióticos para pruebas de sensibilidad. Técnicas de identificación bioquímicas i moleculares Introducción de resultados

Otros aspectos Revisión de historias clínicas de pacientes especiales (por su patología, por la especie de micobacteria aislada, etc.)

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Unidad de coprocultivos y parásitos Introducción La gastroenteritis constituye un cuadro clínico extraordinariamente frecuente y en ocasiones de carácter epidémico en el que el microbiólogo se ve obligado a establecer con rapidez la existencia de un agente etiológico no solo en base a la demanda clínica sino a la necesidad epidemiológica de conocer y resolver brotes existentes. Los agentes etiológicos de las infecciones del tubo digestivo recorren prácticamente todos los grupos de microorganismos, desde los virus, las bacterias y los parásitos y requieren por tanto una aproximación muy sistematizada y de base clínica. En la Unidad de Coprocultivos y Parásitos los residentes deben permanecer 3 meses y los objetivos para su formación han de ser: A) Objetivos conceptuales Concepto de microorganismo enteropatógeno. Los patógenos a buscar en distintas circunstancias son muy variados. Los virus son causa relativamente frecuente de enteritis y colitis tanto en el huésped normal como en el inmunodeprimido. Las bacterias siguen siendo la causa más frecuente de infección de origen alimentario y los parásitos son una causa frecuente de infecciones adquiridas en viajes a países tropicales o en pacientes inmunodeprimidos.

Mecanismo de enteropatogenicidad. Descripción individualizada de los microorganismos enteropatógenos. Hábitat, transmisión y concepto de portador. Gastroenteritis. Clínica. Grupos específicos de riesgo de enteritis. Nociones terapéuticas y profilaxis.

B) Objetivos técnicos: 1. Recogida de muestra. Las muestras son muy variadas y distintas. Desde muestras

tomadas endoscópicamente en exploraciones gastroesofágicas, incluyendo biopsias de la mucosa, a heces para investigación de virus, bacterias y parásitos recogidas estas últimas en medios adecuados de fijación (MIF y Formol al 10%). Es importante que el residente aprenda a comprobar, cuando reciba un a muestra, si dicha muestra es correcta o no para el estudio que se solicita. Además también es importante que el residente pueda decidir realizar otras investigaciones, a parte de las que se solicitan, dependiendo del diagnóstico del paciente o de las características, por ejemplo, del brote de toxiinfección alimentaria.

2. Diagnóstico de las bacterias enteropatógenas.

Examen microscópico directo de la muestra mediante tinción de Gram. Siembra de las muestras en los medios de cultivo adecuados y selectivos cuyas características el residente debe conocer bien. Lectura de las placas de los medios de cultivo de las muestras de rutina y de las muestras de los brotes de toxiinfección alimentaria. El residente debe aprender a

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interpretar el crecimiento de los distintos medios de cultivo tanto para realizar el diagnóstico de cualquier enteropatógeno como para detectar la presencia de una alteración de la flora intestinal normal. Lectura, interpretación y realización de las identificaciones bioquímicas de las bacterias enteropatógenas (tira corta y API 20E). Lectura, interpretación y realización de los antibiogramas. Serotipado de Salmonellas, Shigellas, Yersinias, Escherichia coli verotoxigenico y vibrios. Detección de factores de virulencia (ECVT) mediante técnicas de biología molecular. Para establecer las relaciones clonales de las cepas que se aíslen, fundamentalmente de los brotes de intoxicación alimentaria, el residente debe aprender a realizar la electroforesis en campo pulsado de fragmentos de restricción de ADN. Otras técnicas a realizar:

Detección de antígeno de Helicobacter pylori en heces. Detección de toxina de Staphylococcus aureus en heces. Detección de toxina de Clostridium perfringens en heces. Detección de toxina de Bacillus cereus en heces. Detección de toxina de Clostridium difficile en heces.

3. Diagnóstico de los virus enteropatógenos:

Detección de antígeno de rotavirus. Detección de antígeno de adenovirus. Detección de antígeno de astrovirus. Detección de antígeno de calicivirus mediante técnica de RT-PCR.

4. Diagnóstico de parásitos enteropatógenos:

Examen microscópico en fresco de heces conservadas en MIF. Examen microscópico (tinciones de Auramina y Ziehl – Neelsen) de heces fijadas con Formol para el diagnóstico de Cryptosporidium. Examen microscópico de heces fijadas con formol mediante las tinciones permanentes tricromica , Giemsa o Diff-Quick. Técnicas de concentración de parásitos (sedimentación y flotación). Examen macroscópico de formas adultas de helmintos. En la Unidad de Coprocultivos y la Unidad de Parásitos se realiza también el diagnóstico de otras parasitosis distintas a las gastrointestinales, por esa razón el residente deberá conocer y realizar las siguientes técnicas:

Detección de parásitos hemáticos mediante la detección de antígeno de Plasmodium por inmunocromatografía y mediante tinciones de Giemsa o Diff-Quick de frotis y gota gruesa. Mediante estas últimas tinciones se pretende determinar la especie de Plasmodium y el índice de parasitación.

Cultivo de Acanthamoeba spp. Cultivo de Leishmania spp Examen macroscópico y microscópico de artrópodos.

El residente debe conocer, además, las ventajas e inconvenientes de las técnicas diagnósticas disponibles y su significado según las distintas situaciones del paciente.

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También es importante que aprenda a realizar y preparar cualquiera de los medios de cultivo que se preparen en la Unidad. Finalmente, el residente deberá conocer y aplicar los conceptos de control de calidad diagnóstica y seguridad biológica en el manejo de microorganismos patógenos y muestras. A modo orientativo y para conocer el volumen de muestras que recibe la sección en un año, se presentan los siguientes datos:

Coprocultivos procesados: 3830 Investigación de virus entericos: 1200 Investigación de parasitos intestinales: 1360.

Unidad de identificaciones y antibiogramas Objetivos conceptuales El objetivo fundamental de esta Unidad es la lectura interpretada del antibiograma según las normas del Clinical and Laboratory Standars Institute (CLSI) y del Comité del antibiograma del al Societe Française de Microbiologie (CA-SFM). En el antibiograma se estudia la respuesta de uno o varios microorganismos a uno o varios antimicrobianos y se traducen los halos de inhibición (en el caso del método de disco difusión), o de los valores de la concentración mínima inhibitoria (CMI), a las categorías de: “sensible”, “intermedio”, o “resistente. Al mismo tiempo se realiza una lectura interpretada del antibiograma, analizando el fenotipo de resistencia del microorganismo, frente a los diferentes grupos de antimicrobianos, según su identificación con el fin de mejorar la terapia antimicrobiana. De esta Unidad depende la sub-Unidad de Epidemilogía, donde se realiza un mapa epidemiológico del hospital. Aquí se detectan los microorganismos multiresistentes por lo que permite alertar al hospital de un posible brote de infección nosocomial Ante un brote de infección se estudian las diferentes cepas mediante técnicas de biología Molecular y así se puede confirmar o descartar la presencia del mismo. Objetivos técnicos Los objetivos técnicos que debe alcanzar el residente durante su rotación poer esta Unidad se detallan en la tabla 6

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Tabla 6. Objetivos del residente en la unidad de Identificaciones y antibiogramas Objetivo técnico

Lectura interpretativa de antibiogramas convencionales 3000

Identificación y antibiogramas anaerobios 40

Lectura pruebas de sensibilidad por técnica de microdilución en caldo

10

Manejo sistemas automáticos para identificación y antibiograma (Vitek/ SirScan)

60 días

Pruebas complementarias fenotípicas para la investigación de mecanismos de resistencia

200

Investigación por técnicas moleculares de mecanismos de resistencia

Opcional

Identificaciones especiales por técnicas metabólicas 20

Tipado de Streptococcus, Neisseria y Haemophilus 20

Investigación microorganismos multirresistentes en heces 200

Vigilancia y detección de acúmulos o brotes de multirresistentes en el hospital

60 días

Manejo de bases de datos y del mapa epidemiológico 60 días

Asistencia a unidades de intensivos pediátricos Opcional

Unidad de preparación de Medios y Materiales Los residentes tienen diversos objetivos de formación teórica en esta sección, que son:

• Conocer la importancia de la correcta preparación del material. • Concepto de medio de cultivo. • Preparación de medios de cultivo. Importancia de las temperaturas de

esterilización. y sustancias contaminantes en los medios de cultivo. • Preparación de soluciones tampón e indicadores. • Almacenamiento de los medios de cultivo.

Objetivos prácticos: Los residentes prepararan soluciones y medios de cultivo regularmente a lo largo de los 4 años de su formación en el Servicio. La rotación por la Sección de medios de cultivo no es inferior a un mes. Control de calidad.

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El facultativo responsable de control de calidad distribuye los controles de calidad externo a cada unidad, donde los residentes tienen ocasión de familiarizarse con su desarrollo y evaluación.

Unidad de Serología

Objetivos conceptuales El residente recibirá formación en los siguientes ámbitos:

1. Diagnóstico etiológico directo de procesos infecciosos: detección de antígenos en muestras de suero, plasma, LCR, orina, frotis endocervicales, uretrales, etc.

2. Diagnóstico etiológico indirecto de procesos infecciosos: detección de anticuerpos en muestras de suero, plasma y/o LCR.

a. Detección de anticuerpos totales b. Detección de IgG c. Detección de IgM d. Detección de IgA e. Estudio avidez IgG

Técnicas realizadas GENERALES Obtención de muestras de sangre

Preparación y conservación de muestra de suero, plasma, orina, frotis, etc Centrifugación Concentración Congelación Extracción de antígenos

Preparación de tampones, ajuste de pH, etc Preparación de antígenos Preparación de diluciones de muestras y reactivos DETECCIÓN Aglutinación directa

Aglutinación indirecta Latex Carbón Hemaglutinación

Inmunocromatografía Inmunofluorescencia Enzimoinmunoanálisis

ELISA ELFA

Western-blot

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Neutralización INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS

Infección aguda o reciente Infección latente Sero-conversión Título de anticuerpos Cálculo Punto de corte Cálculo Índice de anticuerpos Validación Técnicas

Objetivos técnicos Durante su rotación en la Unidad de Serología el residente debe de alcanzar diferentes objetivos que se presentan en la tabla 8. Tabla 8. Objetivos técnicos del residente en la unidad de Serología Técnica Número

Obtención de muestras de sangre Preparación y conservación de muestras Centrifugación Concentración Congelación Extracción de antígenos

4 4

Preparación de tampones, ajuste de pH, etc 4 Preparación de antígenos 1 Preparación de diluciones de muestras y reactivos 4 Aglutinación directa Aglutinación indirecta Latex Carbón Hemaglutinación

4 8

Inmunofluorescencia 4 Inmunocromatografía 2 Enzimoinmunoensayo ELISA ELFA

10

Western-blot 2 Neutralización 2 Lectura, cálculo e interpretación de resultados 50

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Unidad de Biología Molecular A) Objetivos teóricos El residente recibirá formación en los siguientes ámbitos: 1. Diagnóstico de procesos infecciosos: detección e identificación de microorganismos

directamente en muestras clínicas.

Técnicas Preparación de muestra con lisis y purificación en columnas, con lisis mediante tiocianato de guanidina, con lisis por disrupción

Captura de híbridos PCR convencional PCR a tiempo real Detección del producto amplificado por electroforesis en agarosa

y por hibridación en medio líquido Microorganismos Herpes simplex 1 y 2, herpes 6, varicela-zoster, Epstein Barr y

citomegalovirus Papiloma virus HIV Parvovirus B 19 Virus respiratoris

Bordetella pertussis

Legionella Chlamydophila Mycoplasma Toxoplasma gondii Neisseria meningitidis Streptococcus pneumoniae Haemophilus influenzae Procesos infecciosos

Encefalitis

Infección en inmunodeprimidos Infección respiratoria Procesos susceptibles de causar fetopatía Infección genital

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2. Cuantificación de la cantidad de un microorganismo (carga viral) en pacientes con infección crónica.

Técnica NASBA a tiempo real Microorganismo HIV Proceso infeccioso SIDA

3. Identificación de especie bacteriana: en microorganismos aislados previamente por cultivo en los que los métodos fenotípicos convencionales no ofrecen buen resultado.

Técnica Secuenciación Microorganismos Bacterias

4. Tipado de bacterias: para caracterizar brotes o diferenciar entre infección y recidiva

Técnicas Electroforesis en campo pulsado Preparación de muestra con lisis y purificación con fenol-

cloroformo Southern blot. RFLP con IS6110 Síntesis, purificación y marcado de sondas Microorganismos Bacterias M.tuberculosis complex

5. Detección de mutaciones que codifican resistencia a antimicrobianos Técnicas InnoLiPA. PCR a tiempo real Microorganismos M.tuberculosis complex Estafilococos Antimicrobianos Rifampicina Meticilina B) Objetivos técnicos Número mínimo de determinaciones que realizará el residente durante su periodo de formación en la Unidad de Biología Molecular se detallan en la tabla 9. :

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Tabla 9. Objetivos técnicos del residente en la unidad de Biología Molecular Técnica Número Preparación de muestra con lisis y purificación en columnas 2

Preparación de muestra con lisis mediante tiocianato de guanidina 2

Preparación de muestra con lisis por disrupción 2

Captura de híbridos 2

PCR convencional 5

PCR a tiempo real 5

NASBA a tiempo real 5

Detección del producto amplificado por electroforesis en agarosa 3

Detección del producto amplificado por hibridación en medio líquido.

3

Secuenciación 3

Electroforesis en campo pulsado 3

RFLP con IS6110 1

Síntesis y purificación de sondas 1

InnoLiPA 1

Preparación de un protocolo de PCR home made, revisando la literatura

1

Valoración de los resultados de técnicas de tipado: dendrograma 3

Unidad de Virologia Objetivos conceptuales y técnicos

a. Conocer el funcionamiento global de la Unidad que incluye todos los procesos a que son sometidas las muestras clínicas desde que llegan hasta el resultado final y la emisión del dictamen. Incluye todas las técnicas principales , con el razonamiento del porque se hacen, cuando son necesarias, y la validez del resultado. Introducción a la serología y a sus técnicas más habituales, así como la introducción a las técnicas de obtención de ácidos nucleicos, su amplificación y detección por EIE, en gel o por sistema Nasba o a tiempo real.

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b. Enseñanza de la lectura e interpretación de los cultivos celulares. En el caso concreto del aislamiento viral , el residente se iniciará al microscopio, con sesiones no mayores de 1 hora mirando al tiempo que el instructor, a través de un microscopio de doble par de oculares. A partir del 4-5 día se le dejará mirar las muestras más recientes, las más fáciles de juzgar, sólo, comentando posteriormente y revisando los cultivos observados. No se aconseja que el residente esté más de 3 horas diarias al microscopio de cultivos celulares.

c. Enseñanza elemental de la obtención y multiplicación de cultivos celulares in vitro

tanto los aspectos teóricos como los técnicos. La práctica diaria de esta rutina la realizaran junto al personal técnico de la sección.

d. Enseñanza teórica del diagnóstico de las infecciones virales utilizando todas las

herramientas serológicas, moleculares y celulares, con su aplicación práctica en nuestro centro hospitalario, relacionando nuestros resultados a las historias clínicas de nuestros enfermos.

e. Observación al microscopio de fluorescencia y validación de las muestras

observadas.

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Experiencia clínica Durante su periodo de formación se realizará una rotación por diferentes Servicios Clínicos del Hospital: Servicio de Patología Infecciosa, Área de Medicina Intensiva y Pediatria, con la finalidad de adquirir los conocimientos necesarios para el diagnóstico y tratamiento de los diferentes procesos infecciosos. Al final de su formación el residente debe: a) Conseguir la experiencia para colaborar con los médicos que tratan directamente con enfermos mediante visitas a pacientes ingresados, consultas y otras actividades, adquiriendo hábitos de integración en equipos de carácter interdisciplinar, especialmente con profesionales de las unidades de medicina intensiva y de pacientes con alto riesgo de infección: hematológicos, pediátricos, transplantados. Conocer las áreas críticas hospitalarias y de la comunidad donde deben seguirse normas de prevención de la infección. b). Conocer el fundamento de las técnicas de aislamiento de pacientes. c) Conocer los métodos específicos de control de algunos patógenos que plantean problemas especiales como Staphylococcus aureus residentes a la meticilina, Clostridium. difficile, cepas multirresistentes y otros. e). Estar familiarizado con el funcionamiento de la Comisión de Infecciones y Política de Antimicrobianos d) Haber trabajado conjuntamente con el equipo de control de infección y saber resolver los problemas diarios que se le plantean. Rotación por Medicina Intensiva

Objetivos 1. Compartir los conocimientos (feed back) por parte de los profesionales de las dos

especialidades. 2. Tomar conciencia de la complejidad del paciente crítico que puede tener diversos

factores de riesgo y diferentes procesos patológicos de base y observar cuales son los más prevalentes así como el tipo de infecciones (graves tanto de la comunidad como nosocomiales).

3. Conocer las pautas de tratamiento más adecuadas para controlar la aparición de resistencias a los antimicrobianos y así optimizar su uso. También observar cuales son las medidas de aislamiento que hay que tomar, cuando un paciente está colonizado por microorganismos multiresistentes.

4. Saber como se obtienen las muestras y ver la dificultad que comporta. Saber cuales son las muestras biológicas más adecuadas según las manifestaciones clínicas y conocer cuales son los métodos microbiológicos más idóneos en cada proceso, en función de las condiciones clínicas del paciente.

5. Observar los diferentes protocolos de profilaxis y de tratamiento, tanto empírico como según el agente causal.

6. Poder contrastar los resultados con la situación clínica del paciente para saber si es infección o colonitzación y así evaluar el lugar de infección.

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Sesiones y cursos Sesiones de formación donde los residentes presentan un tema relacionado con la rotación que están realizando y es moderada por el tutor. Usualmente se realizan los miércoles a las 8,15 horas en la biblioteca del servicio. Discusión de casos clínicos en les reuniones de formación de los residentes con posterior discusión en la sesión del servicio. Sesiones bibliográficas, son quincenales, a las 8,15 horas en la biblioteca del Servicio de Microbiología. Sesiones del servicio, que tienen lugar los jueves a las 12 horas en la biblioteca. El ponente, usualmente, es un especialista en Microbiología y/o Patología Infecciosa. Cursos para residentes

Los residentes asisten a los cursos de formación organizados por el Servicio de Microbiología.

Su formación se puede complementar con la asistencia a los cursos relacionados con Patología Infecciosa que son organizados por otros hospitales o bien por los diferentes servicios del Hospital Vall d’Hebron (Servei de Patologia Infecciosa, Servei de Pediatria, Servei de Medicina Preventiva).

La societat Catalana de Malalties Infeccioses i Microbiologia Clínica (SCMIMC) de l’Acadèmia de Ciències Mèdiques, organiza mensualmente una reunión abierta a todos los interesados en Microbiología Clínica y Enfermedades Infecciosas. Esta actividad está acreditada por el Consell Català d’Acreditació Mèdica Continuada. La Sociedad Española de Enfermedades Infecciosas y Microbiologia Clínica (SEIMC), y la SCMIMC organizan cursos formativos “on line” donde pueden participar todos sus miembros. La SCMIMC y la SEIMC organizan cursos de formación antes o durante el Congreso o la reunión de la sociedad.

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Asistencia a congresos El Servicio facilita la asistencia a las diferentes reuniones científicas y/o congresos organizados tanto a nivel Autonómico como Nacional. La SCMIMC anualmente realiza unas jornadas donde pueden asistir la mayoría de los residentes del Servicio. El Servicio facilita la asistencia a los congresos a nivel nacional de: la SEIMC; al Congreso Nacional de la Sociedad Española de Microbiología (SEM); al Congreso Nacional de la Asociación Española de Micología (AEM); dando prioridad a los que presenten alguna comunicación. Es conveniente ser miembro de las diferentes sociedades Científicas, lo cual permite solicitar una beca para asistir a las diferentes actividades organizadas.

Investigación Se recomienda que el residente asista a algún curso de Metodología de la investigación Se estimula y facilita a los residentes su incorporación a las líneas de investigación del Servicio y al mismo tiempo que inicien la tesis doctoral.

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Bibliografía recomendada Manual of Clinical Microbiology (8th Edition). Patrick R. Murray. ASM Press Microbiologia Clínica. G. Prats. Editorial Panamericana. (Microbiologia i Patologia Infecciosa) Diagnóstico Microbiológico: Koneman y cols Procedimientos en Microbiología Clínica (SEIMC) Cumitech (AMS) Microbiología Médica General (vol I; II) J.A. García Rodríguez ; J. Picazo i cols. Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica (vol I; II) E. Perea y cols. Principles and Practice of Infections diseases. G.L. Mandell i cols (vol I ; II).6th edition Revistas disponibles en el Servicio de Microbiología Journal of Clinical Microbiology Clinical Infectious Diseases Journal of Antimicrobial Chemotherapy New England Journal of Medicine Emerging Infectious Diseases Clinical Microbiology Newsletter CMI Clinical Microbiology and Infection Clinical Microbiology Reviews Areas de biblioteca presencial del Hospital Universitari Vall d’Hebron Microbiología (2ª planta) H. General (11ª planta) H. Infantil (CAU) H.Traumatología (planta baixa) Facultat Autònoma de Medicina (pabelló de govern).

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Sociedades de la especialidad

• Sociedad Española de Microbiología (SEM) • Sociedad Española de Microbiologia clínica y Enfermedades Infecciosas (SEIMC) • European Society of Clinical Microbiology and Infectious Diseases (ESCMID) • American Society for Microbiology (AMS)

Algunas páginas web • Sociedad Española de Microbiología Clínica y Enfermedades Infecciosas (SEIMC)

www.seimc.org www.doyma.es/eimc (revista de la SEIMC)

• Sociedad Americana de Microbiologia (AMS) www.journals.asm.org

• Sociedad Europea de Microbiologia (ESCMID) www.escmid.org

• Sociedad Francesa de Microbiologia www.sfm.asso.fr/

• Central Diseases Control (CDC) www.cdc.gov/eid www.cdc.gov/ncidod/hip/IV/Iv.htm

• International Society for Infectious Diseases www.isid.org