evaluaciÓn de un protocolo de desinfecciÓn y de...
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UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
LICENCIATURA EN CIENCIAS AGRICOLAS CON ÉNFASIS EN GERENCIA AGRÍCOLA
EVALUACIÓN DE UN PROTOCOLO DE DESINFECCIÓN Y DE CUATRO REGULADORES DE CRECIMIENTO
EN EL MEDIO MURASHIGE SKOOG (1962), PARA GENERACIÓN IN VITRO DE CALLO A PARTIR
DE HOJA DE GERBERA (Gerbera jamesonii)
TESIS
JOSÉ ALEJANDRO AYALA CORDÓN Carné: 13011-02
Guatemala, marzo de 2012 Campus Central
UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR FACULTAD DECIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS
LICENCIATURA EN CIENCIAS AGRICOLAS CON ÉNFASIS EN GERENCIA AGRÍCOLA
EVALUACIÓN DE UN PROTOCOLO DE DESINFECCIÓN Y DE CUATRO REGULADORES DE CRECIMIENTO EN EL MEDIO MURASHIGE SKOOG (1962), PARAGENERACIÓN IN VITRO DE CALLO A PARTIR DE
HOJA DE GERBERA (Gerbera jamesonii)
TESIS
Presentada al Honorable Consejo de laFacultad de Ciencias Ambientales y
Agrícolas
Por:
JOSÉ ALEJANDRO AYALA CORDÓN Carné: 13011-02
PREVIO A CONFERÍRSELE, EN EL GRADO ACADÉMICO DE LICENCIADO EL TÍTULO DE
INGENIERO AGRÓNOMO CON ENFASIS EN GERENCIA AGRÍCOLA
Guatemala, marzo de 2012Campus Central
AUTORIDADES DE LA UNIVERSIDAD RAFAEL LANDÍVAR
RECTOR: P. Rolando Enrique Alvarado López, S.J. VICERRECTORA ACADEMICA: Dra. Marta Lucrecia Méndez González de
Penedo VICERRECTOR DE INVESTIGACION Y PROYECCION: P. Carlos Rafael Cabarrús Pellecer, S.J. VICERRECTOR DE INTEGRACION UNIVERSITARIA: P. Eduardo Valdés Barría, S.J. VICERRECTOR ADMINISTRATIVO: Lic. Ariel Rivera Irías SECRETARIA GENERAL: Licda. Fabiola Padilla Beltranena AUTORIDADES DE LA FACULTAD DE CIENCIAS AMBIENTALES Y AGRÍCOLAS DECANO: Dr. Marco Antonio Arévalo Guerra VICEDECANO: Ing. Miguel Eduardo García Turnil, MSc SECRETARIA: Inga. María Regina Castañeda Fuentes DIRECTOR DE CARRERA: Licda. Anna Cristina Bailey Hernández, MA
NOMBRE DEL ASESOR DE TESIS
Ing. Julio Roberto Garcia Moran, MA
TRIBUNAL QUE PRACTICÓ LA DEFENSA PRIVADA
Licda. Anna Cristina Bailey Hernández, MA Ing. Harry Florencia de Mata Mendizábal
Ing. Hector Alfredo Sagastume Mena
AGRADECIMIENTOS
A:
Dios, mi Padre Celestial por darme la sabiduría y la oportunidad de realizarme
para tener una mejor vida.
Mi familia Ayala Cordón, por su apoyo incondicional.
Mis padres Mario Rubén Ayala Vásquez y Blanca Iris Cordón de Ayala, por
enseñarme a valorar el estudio.
La Universidad Rafael Landivar Campus Central, lugar donde me impartieron
los conocimientos de mi Carrera Profesional.
Ing. Edgar Escobar y Luis Cerrate por su apoyo incondicional en la realización
del estudio.
Ing. Julio Roberto Garcia Morán, MA por su apoyo y asesoría en el proyecto
de tesis.
Mis compañeros por proporcionarme su ayuda y todos los momentos
compartidos.
DEDICATORIA
A:
Dios: Mi Padre Celestial por darme la vida, y quien me deja seguir
progresando tanto en lo temporal como en lo espiritual.
Mis Padres: Mario Rubén Ayala Vásquez y Blanca Iris Cordón de Ayala, por
enseñarme a vencer los obstáculos que encontramos en la vida
y a valorar el estudio y el sagrado trabajo.
Hermanos: Mario Ruben Ayala Cordón, Luis Alexi Ayala Cordón, Francisco
Jorge Ricardo Ayala Cordón, Luis Arturo Ayala Cordón e Iris
Ashley Alejandra Ayala Cordón, por sus consejos, apoyo
incondicional y comprensión durante el transcurso de mi carrera.
Mis amigos: Por su apoyo, consejos y gratos recuerdos que compartí con
todos.
INDICE GENERAL
RESUMEN i SUMMARY ii
I. INTRODUCCION 1
II. MARCO TEORICO 3
2.1. Descripción del cultivo de gerbera 3
2.2. Origen de cultivo de gerbera 4
2.3. Clasificación taxonómica 4
2.4. Importancia del cultivo 4
2.5. Formas de reproducción 6
2.5.1. Propagación por semilla 6
2.5.2. Propagación vegetativa 7
2.5.3. Cultivo de tejidos 7
2.6. Fases del cultivo de tejidos 9
2.6.1. Preparación de la planta madre 9
2.6.2. Establecimiento del cultivo en condiciones de asepsia 10
2.6.3. Cultivo in vitro de callo 10
2.6.4. Multiplicación de los brotes 11
2.7. Explantes 11
2.8. Medios de cultivo 12
2.9 Reguladores de Crecimiento 13
2.9.1. Auxinas 13
2.9.2. Citocininas 15
2.10. Mercados 14
2.11. Trabajos realizados sobre micropropagación de Gerbera 15
III. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA 18
3.1. Problema y justificación 18
IV. OBJETIVOS 19
4.1. Objetivo general 19
4.2. Objetivos específicos 19
V. HIPOTESIS 20
VI. METODOLOGIA 21
6.1. Localización del trabajo 21
6.2. Material experimental 21
6.3. Factores estudiados 21
6.3.1. Protocolo de desinfección 21
6.3.2. Evaluación de medios 21
6.4. Descripción de los tratamientos 21
6.4.1. Protocolo de desinfección 21
6.4.2. Evaluación de suplementos al medio de cultivo 22
6.5. Diseño experimental 22
6.6. Modelo estadístico 22
6.7. Unidad experimental 23
6.8. Croquis de campo 23
6.9. Manejo del experimento 24
6.9.1. Preparación de las plantas 24
6.9.2. Preparación de soluciones madre 24
6.9.3. Elaboración del medio de cultivo 24
6.9.4. Esterilización de equipo 25
6.9.5. Siembra 25
6.9.6. Desinfección de explantes 25
6.9.7. Almacenamiento de frascos con medio 28
6.10. Variables de respuesta 28
6.10.1. Protocolo de desinfección 28
6.10.2. Evaluación de medios 29
6.11. Análisis de la información 29
6.11.1. Análisis estadístico 29
VII. RESULTADOS Y DISCUSION 30
7.1. Protocolo de desinfección 30
7.1.1. Contaminación de los medios 30
7.1.2 Sobrevivencia de explantes 31
7.2. Evaluación de reguladores de crecimiento 32
7.2.1 Contaminación 33 7.2.2 Sobrevivencia 33
7.2.3 Formación de callo 34
VIII. CONCLUSIONES 36
IX. RECOMENDACIONES 37
X. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS 38
XI. ANEXOS 41
INDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Tratamientos para desinfección de explantes de
G. jamesonii con hipoclorito de sodio al 1%. 22
Cuadro 2. Tratamientos para la formación de callo
en explante de G. jamesonii. 22
Cuadro 3. Resultados obtenidos en las variables contaminación y
sobrevivencia de explantes en las pruebas realizadas para establecer
el protocolo de desinfección. 30
Cuadro 4. Resultados obtenidos de la evaluación de los complementos
al medio MS para la formación de callo en hoja de Gerbera. 32
INDICE DE FIGURAS
Figura 1. Diagrama de la unidad experimental. 23
Figura 2. Croquis de evaluación de protocolo de desinfección 23
Figura 3. Croquis evaluación de medios 24
Figura 4. Tratamiento de medio MS completo 33
Figura 5. Formación de callo en medio MS suplementado con ANA 33
Figura 6. Tratamiento de medio MS suplementado con sulfato de adenina 33
Figura 7. Porcentaje de contaminación obtenido en los tiempos de inmersión
de explantes de Gerbera (Gerbera jamesonni) en hipoclorito de sodio al 1%. 46
Figura 8. Porcentaje de sobrevivencia de los explantes de gerbera
(Gerbera jamesonii) evaluados en los tiempos de inmersión en hipoclorito
De sodio al 1%. 46
Figura 9. Porcentaje de contaminación de los explantes de gerbera
(Gerbera jamesonii) evaluado en medio de cultivo MS con diferentes
Concentraciones de hormonas. 47
Figura 10. Porcentaje de sobrevivencia de los explantes de gerbera
(Gerbera jamesonii) evaluados en medio de cultico MS con diferentes
Concentraciones de hormonas. 47
Figura 11. Porcentaje de formación de callo de los explantes de gerbera
(Gerbera jamesonii) evaluado en medio de cultivo MS con diferentes
Concentraciones de hormonas. 48
EVALUACIÓN DE UN PROTOCOLO DE DESINFECCIÓN Y DE CUATRO REGULADORES DE CRECIMIENTO EN EL MEDIO MURASHIGE SKOOG (1962),
PARA GENERACIÓN IN VITRO DE CALLO A PARTIR DE HOJA DE GERBERA (Gerbera jamesonii)
RESUMEN
El presente trabajo se realizó en el laboratorio de Biotecnología de la Universidad Rafael Landívar, Guatemala. Tuvo como objetivo evaluar diferentes tiempos de inmersión de explantes de gerbera en hipoclorito de sodio al 1% y cuatro diferentes reguladores de crecimiento para el desarrollo de callo in vitro. Para cada estudio se utilizó diseño completamente al azar con cuatro tratamientos con 15 repeticiones en el protocolo de desinfección y tres tratamientos con 30 repeticiones en la evaluación de los reguladores de crecimiento. El mejor tratamiento para establecer el protocolo de desinfección fue la inmersión al hipoclorito de sodio al 1% durante 20 minutos brindando 45% de contaminación y donde la variable sobrevivencia brindó un mayor porcentaje (96%). En la evaluación de reguladores de crecimiento se obtuvo que el mejor tratamiento fue el medio MS + 2.5 mg/L ANA y el Medio MS + 40 mg/L de sulfato de adenina + 0.5 mg/L de AIA + 1 mg/L de BA con un porcentaje de 68.30% en la generación de callo. No se observaron diferencias significativas en la sobrevivencia de los explantes. Se recomienda sumergir en hipoclorito de sodio al 1% durante 20 minutos espaciados en tres intervalos (5, 10 y 5 minutos), después de cada intervalo se debe lavar tres veces con agua destilada como parte del proceso de desinfección; además, utilizar el regulador de crecimiento ANA en una concentración de 2.5 mg/L en el medio MS.
i
EVALUATION OF A DESINFECTION PROTOCOL AND FOUR GROWTH
REGULATORS IN THE MEDIUM Murashige Skoog (1962) FOR in vitro
GENERATION OF CALLUS, FROM GERBERA LEAF (Gerbera jamesonii)
SUMMARY
The present work was carried out in the Laboratory of Biotechnology of Universidad
Rafael Landivar, Guatemala and the objective was to evaluate different times of
immersion of explants of Gerbera in sodium hypochlorite 1% and four differents
growth regulators for the development of callus in vitro. For each study a complete
randomized desing was used with 4 treatments and 15 replicates in the desinfection
protocol and 3 treatments with 30 replicates in the evaluation of growth regulators.
The best treatment to determine the desinfection protocol was the immersion in
sodium hypochlorite 1% for 20 minutes, providing 45% of contamination and where
the variable survival gave a higher percentage (96%). In the evaluation of growth
regulators was obtained that the best treatment was MS médium + 2.5 mg/L of NAA
and MS médium + 40 mg/L of adenine sulfate + 0.5 mg/L of IAA + 1 mg/L of BA with
a percentage of 68.30% in the generation of callus. There were no significant
differences in the survival of the explants. It was recommended immerse in sodium
hypochlorite 1% during 20 minutes in three spaced intervals (5, 10 and 5 minutes),
after each interval should be washed three times with distilled water as part of the
desinfection process; also use the growth regulator NAA at concentration of 2.5 mg/L
in the MS medium.
ii
1
I. INTRODUCCION
El cultivo de tejidos es una técnica que fue desarrollada a partir de la
investigación de distintos laboratorios botánicos y fisiólogos vegetales desde
1950, en esta época se introdujo el término clon y fue aplicado a las plantas
propagadas vegetativamente, las cuales en su mayoría mantienen las mismas
características genotípicas y fenotípicas ya que a veces ocurren mutaciones y
cambios epigenéticos derivadas del cultivo in vitro que se evidencian con
cambios fenotípicos. La ciencia del cultivo de tejidos vegetales debe su origen
a la investigación sobre hormonas que controlan el crecimiento y desarrollo
vegetal. Este conocimiento se combinó con las técnicas básicas de
microbiología por las cuales los microorganismos se ponen a crecer en
medios estériles para reproducirlos e identificarlos. Por medio de esta técnica
las plantas u órganos de plantas se pueden multiplicar en gran número,
teniendo un crecimiento individual controlado, a través del cultivo de pequeños
trozos de tejido vegetal sobre un medio específico con nutrientes en un
recipiente estéril (Morgan, 2009).
Guatemala es muy conocida como tierra de flores debido a la diversidad de
ornamentales producidas dentro del país y que al mismo tiempo son
exportadas a Europa, Estados Unidos y Centro América, estas son producidas
en distintos departamentos del país, principalmente en el departamento de
Guatemala; alrededor de medio millón de plantas son exportadas. Este sector
es muy competitivo con otros países que producen la misma calidad de flores
como los son Colombia, Holanda y Ecuador (Morgan, 2009).
La gerbera (Gerbera jamesonii) es un cultivo exótico, en Guatemala se cuenta
con 40 variedades, las cuales han ganado espacio en el mercado de las
flores de corte y ornamentales, por la altura del tallo, el diámetro de flor, y por
su larga duración en floreros. La gerbera es un cultivo que se vuelve
complicado para exportar ya que los métodos de producción convencional no
permiten la producción de éstas en grandes cantidades (Morgan, 2009).
2
Con el presente trabajo se pretende desarrollar un protocolo de desinfección
para explantes en cultivo in vitro de G. jamesonii, así como también evaluar
cuatro suplementos hormonales para mejorar la producción de callos de
gerbera (Morgan, 2009).
3
II. MARCO TEORICO
2.1. Descripción del cultivo de gerbera
La gerbera (Gerbera jamesonii) pertenece a la familia Asteraceae. Es una
planta herbácea, en roseta, cuyo cultivo puede durar varios años, aunque
comercialmente solo se mantiene por dos o tres años el sistema radicular es
pivotante de origen, pero a medida que se desarrolla, se convierte en
fasciculado y está compuesto por gruesas raíces (Cultivo de Gerbera, 2004).
Las hojas tienen forma de roseta, son alargadas de unos 40 cm y ligeramente
hendidas en los bordes; del pecíolo de algunas de ellas evolucionan los brotes
florales, que van a desarrollar unos vástagos o pedúnculos con una
inflorescencia terminal en capítulo. El pedúnculo puede ser de distintos
grosores, y su longitud depende del cultivar y de las condiciones
medioambientales existentes (Cultivo de Gerbera, 2004).
El tallo forma una “corona” superficialmente enterrada, ramificada con rizomas
breves, de crecimiento definido, simpodial. La yema apical del tallo
subterráneo origina una inflorescencia y el rizoma continúa creciendo en
forma dicotómica por la acción de yemas laterales. En las yemas apicales se
forman tallos aéreos, muy compactos, con hojas en rosetas cuyo ápice
termina en una inflorescencia. Las yemas de otras hojas del tallo también dan
inflorescencias. Luego continúa la brotación de yemas laterales, de los nudos
del rizoma, dando brotes similares al de la yema apical (Salomón, 1978).
La raíz presenta un sistema fasciculado compuesto por numerosas raíces
gruesas de las que parten finas raicillas. De los rizomas nacen numerosas
raíces adventicias. Estas son fasciculadas (dispuestas en haz o manojo)
(Cultivo de Gerbera, 2004).
El capitulo floral está formado, desde el exterior hacia el interior, por varias
filas concéntricas de flores femeninas liguladas, normalmente una fila de flores
hermafroditas no funcionales, y colocándose en el centro, las flores
4
masculinas. Las flores liguladas son de forma y espesor variables y amplia
gama de colores (Cultivo de Gerbera, 2004).
2.2. Origen del cultivo de gerbera
La gerbera es originaria de Transvaal (Africa del Sur); también se conoce
como margarita del Transvaal. La gerbera lleva el nombre de Trangott Gerber,
un médico alemán que coleccionó muchas plantas, sobre todo en la península
danesa de Jutlandia (abcAgro, 2002).
Las variedades de cultivo comercial proceden de hibridaciones con especies
del sur de Africa (Gerbera jamesonii y G. viridifolia), donde el clima es tropical
de montaña. El nombre científico viene dado por un coleccionador de plantas
llamado Jameson, quien descubrió la gerbera en Transvaal (abcAgro, 2002).
2.3. Clasificación Taxonómica de Gerbera (Font, 1973)
REINO: Plantae
SUBREINO: Embryobionta
DIVISION: Anthophyta (angiospermas)
CLASE: Monocotiledonea
ORDEN: Liliopsida
FAMILIA: Asteraceae
GENERO: Gerbera
ESPECIE G. jamesonni
2.4. Importancia del Cultivo
En el cultivo de gerbera para la comercialización de flor cortada, la
importancia de la gerbera radica en que representa una flor ideal para
bouquets por la existencia de variedades de diferentes colores. También hay
que mencionar la importancia del cultivo industrial de la gerbera en maceta en
los últimos años (abcAgro, 2002).
5
A nivel mundial, los colores de las flores de gerbera más demandadas son:
rosa (incluye tonos fucsia, 40%), rojo (20%), amarillo (10%), blanco (10%),
naranja (10%) y otros. En función del tipo de inflorescencia, un 20 a 40 % de
los consumidores prefiere flores dobles, 20-40% prefiere las semidobles y del
30-60% las sencillas. Respecto al color de la parte central de la inflorescencia,
la demanda es del 20-30% para las flores de corazón negro y del 70-80% para
las de corazón verde (abcAgro, 2002).
Para comercializar las flores se emplean paneles especiales de cartón o
cálices de material plástico que impiden el roce de las lígulas entre ellas y con
las cajas que los contienen. El empaquetado de la flor es delicado y se
recomienda que se realice en la misma explotación para aquellas variedades
sensibles al roce.
El envasado se realiza en cajas de cartón de 12 cm de altura con capacidad
para 40 a 60 flores colocadas en dos paneles de cartón, con 20 a 30 flores
cada uno. También se comercializa en ramos de 10 flores, protegidos con
cálices de plástico (Cabrera, 2002).
Las cajas deben ser almacenadas boca abajo para evitar que los tallos se
tuerzan. La temperatura óptima de almacenamiento es de 2 a 8 ºC (Cabrera,
2002).
En el transporte de gerberas está el embalaje tipo "raqueta"; se trata de una
construcción de cartón con agujeros, por los cuales se meten los tallos,
teniendo su similitud con la de una raqueta. En una raqueta entran siete
gerberas; de esta manera las flores no se dañan. Este tipo de embalaje solo
se emplea en gerberas de primera categoría, las cuales se transportan en
este embalaje en agua. De este modo la calidad no se ve alterada.
En cuanto a los parámetros de calidad que sirven para la clasificación de la
flor, existen diversos criterios, aunque los más empleados son:
6
a) La longitud de la vara, medida desde la base del pedúnculo hasta la parte
superior del capítulo (abcAgro, 2002).
b) El diámetro del capítulo, que se refiere al número de centímetros
correspondientes al diámetro de la circunferencia que forman los extremos
exteriores de las lígulas de la inflorescencia (abcAgro, 2002).
c) Las especificaciones, que se refieren a las flores y a los tallos que deben
estar exentos de daños producidos por plagas y enfermedades que alteren su
aspecto y color, manchas o quemaduras producidas por productos
fitosanitarios, residuos visibles de tratamientos y magulladuras, defectos de
vegetación (lígulas torcidas), etc (abcAgro, 2002).
d) La tolerancia de calidad, que expresa el porcentaje de varas que pueden
presentar ligeros defectos, a condición de que la homogeneidad de la
presentación no se vea afectada (abcAgro, 2002).
e) La presentación de las flores en los envases descritos anteriormente, que
define las categorías extra, primera y segunda en función de la conservación
de los capítulos (abcAgro, 2002).
2.5. Formas de reproducción
2.5.1. Propagación por semilla
Este método de propagación se realiza para la mejora de esta planta, pero
también se emplea para la obtención de cultivares de gerbera para maceta.
Mediante este método se obtiene una disminución del vigor en la
autofecundación de esta especie por lo que hay que recurrir a
retrocruzamientos entre individuos bastantes alejados genotípicamente para
conseguir una gran cantidad de semilla y descendientes vigorosos (Cabrera,
2002).
7
Las condiciones climáticas son más favorables para el desarrollo del cultivo
ya que las condiciones son más controladas y se cuenta con una temperatura
ligeramente elevadas, de 22-24ºC y una humedad relativa entre el 40 y 50%.
Desde la polinización hasta la maduración de la semilla transcurren de 4 a 8
semanas, obteniéndose de 40 a 100 semillas por capítulo. El poder
germinativo se reduce al 50% después de tres meses a partir de la
polinización y al 5% después de seis meses (Cabrera, 2002).
2.5.2. Propagación vegetativa
Es el método más sencillo, pero comercialmente no se emplea por su baja
tasa de propagación. Para ello se arranca la planta adulta de más de un año,
podándose las raíces a una longitud de 10-12 cm, y seleccionando varias
hojas adultas cuyos limbos se recortan dejando un tercio de ellas.
Posteriormente se divide el rizoma en pequeñas porciones que contendrán
raíces y parte aérea. Estas porciones se desinfectan con un caldo fungicida
antes de su plantación y se colocan a continuación bajo mist-system a 25ºC o
bajo pequeños túneles de polietileno y se toman para el esquejado los brotes
que se desarrollen cuando tienen 2 a 3 hojas, los cuales se colocan en mesas
de multiplicación a 25ºC y humedad relativa del 80%. Se obtienen entre 4 y 10
plantas por cada planta madre. El enraizamiento se efectúa a los 15-20 días
(abcAgro, 2002).
2.5.3. Cultivo de Tejidos
Con la micropropagación se obtiene de una sola planta un gran número de
plántulas anualmente, comparándolo con el bajo número de plántulas que
permite obtener el método de propagación vegetativa mencionado
anteriormente. Se cultivan primero en tubos de ensayo y luego en frascos o
cajas de polypropyleno, fragmentos de capítulos muy jóvenes o meristemos.
Se obtienen plantas a los 3 ó 4 meses (Arévalo, 1995).
La expresión cultivo in vitro de plantas, significa cultivar plantas dentro de un
frasco de vidrio en un ambiente artificial. Esta forma de cultivar las plantas
8
tiene dos características fundamentales: la asepsia (ausencia de gérmenes,
etc), y el control de los factores que afectan el crecimiento. El avance
alcanzado por las ciencias biológicas ha permitido en los últimos años el
estudio detallado de las plantas tanto a nivel celular como molecular, y en
condiciones de laboratorio es posible actualmente reproducir todos los
factores que puedan incidir en el crecimiento y desarrollo de las plantas. Este
principio general se aplica también al cultivo in vitro de plantas. Haberlandt, un
científico alemán, postuló a principios del siglo pasado que las plantas eran
capaces de reproducir su crecimiento a partir de células aisladas, originando
la hipótesis de la totipotencia celular en plantas. Sin embargo, este
investigador no pudo demostrar en forma práctica su hipótesis, debido a que
la mayoría de los componentes complejos que integran los medios de cultivo
actuales todavía no habían sido descubiertos. Sería recién en la década de
los ´50 cuando se determina la importancia del balance hormonal en las
plantas, con el descubrimiento de las hormonas vegetales más usadas en la
actualidad (Hurtado y Merino, 1988).
Reproducir en condiciones de laboratorio todos los factores que conforman el
ambiente de la planta en la naturaleza es técnicamente muy complejo. Por
esa razón se realiza una simplificación de la realidad escogiendo aquellos
factores que se puedan mantener controlados. Cuando no se realiza el
estudio con todo el ser vivo sino con solamente una parte del mismo, se utiliza
el término explante para indicar la parte del órgano o tejido vegetal que se
cultiva in vitro (Arévalo, 1995).
A la dificultad de reproducir las condiciones naturales en condiciones de
laboratorio, se debe añadir en este caso la dificultad de suministrar al explante
todo aquello que antes obtenía del sistema completo. En resumen, el cultivo in
vitro de plantas es una técnica que exige un control específico del ambiente,
tanto físico como químico, en el que se sitúa al explante (Arévalo, 1995).
La micropropagación o propagación clonal, es una de las aplicaciones más
generalizadas del cultivo in vitro, a través de la micro propagación, a partir de
un fragmento (explante) de una planta madre, se obtiene una descendencia
9
uniforme, con plantas genéticamente idénticas, denominadas clones. El
explante más usado para los procesos de propagación in vitro son las yemas
vegetativas de las plantas. Los frascos que contienen las plantas se ubican en
estanterías con luz artificial dentro de la cámara de crecimiento, donde se fija
la temperatura en valores que oscilan entre los 25 y 28°C, además de
controlar la cantidad de horas de luz. Por su parte, el medio de cultivo se
compone de una mezcla de sales minerales, vitaminas reguladores de
crecimiento, azúcar, agua y agar. La composición del medio depende de la
especie vegetal y de la etapa del proceso de micropropagación (Arévalo,
1995).
Con finalidad descriptiva se puede clasificar los principales factores no
biológicos que afectaran al desarrollo del cultivo in vitro, así:
• Ambiente químico
• Composición del medio de cultivo
• pH
• Ambiente físico
• Temperatura
• Luz y fotoperiodo
• Humedad (Arévalo, 1995).
2.6. Fases del cultivo de tejidos
Según Rosell (1990), el proceso de cultivo de tejidos incluye seis fases que
son:
2.6.1. Preparación de la planta madre
Para establecer el cultivo en condiciones de asepsia, se deben obtener
explantes con un nivel nutricional y un grado de desarrollo adecuado. Para
obtener estos explantes es recomendable mantener a las plantas madre un
período de tiempo, que puede oscilar entre unas semanas o varios meses en
un invernadero, en el que se va a intentar cultivar la planta en condiciones
10
sanitarias óptimas y con un control de la nutrición de la radiación recibida
(Rosell, 1990).
2.6.2. Establecimiento del cultivo en condiciones de asepsia
Una vez escogida la planta madre, se extraen los fragmentos a partir de los
cuales se obtendrá los explantes. Antes de extraer los explantes se hace una
desinfección de los fragmentos de la planta madre para eliminar los
contaminantes externos. Una vez desinfectado el material vegetal, se debe
mantener en condiciones de asepsia. Ya en condiciones de asepsia se
extraen los explantes del material vegetal y se colocan en cultivo dentro de
un medio de iniciación dentro de un tubo de cultivo, para poder controlar la
sanidad y la viabilidad de los explantes (Rosell, 1990).
2.6.3. Cultivo in vitro de callo
Se parte de un trozo de hoja o de tallo; bien de una planta madre de maceta o
de una planta que viene de cultivo in vitro. El medio puede ser sólido o liquido.
Se forma entonces una estructura de callo, de la que parten brotes, o también
por embriones, que al unirse forman una estructura similar al embrión las
células vegetales que se desarrollan en condiciones asépticas sobre medios
de cultivo adicionados con hormonas vegetales, pueden dividirse dando como
respuesta una desdifereciación celular acompañada por un crecimiento
tumoral que da lugar a células indiferenciadas denominadas callo (Rosell,
1990).
Un callo consiste en una masa amorfa surgida de la proliferación de células
del parénquima frecuentemente como resultado de una herida en el corte de
un tallo o raíz. Los callos no tienen patrones predecibles de organización,
están presentes en centros localizados de actividad meristemática. Una de las
características importantes de este, desde un punto de vista funcional, es su
irregular crecimiento, teniendo el potencial para desarrollar raíces normales,
brotes y embriones que formarán plántulas (Billard, 1995).
11
2.6.4. Multiplicación de los brotes
Durante esta fase se espera que los explantes que sobrevivieron de la fase I
originen brotes con varios entrenudos. Periódicamente estos nuevos brotes
se deben subcultivar en un nuevo medio mediante divisiones y resiembras en
tubos de cultivo. Esto se realiza en las camas de flujo laminar (Rosell, 1990).
2.7. Explantes
La utilización de explantes es la técnica primordial en la micropropagación ya
que a raíz de éstos se producen las réplicas en masa. Dentro de los
explantes que se utilizan para la micro propagación están: yemas axilares,
ápices meristemáticos, microesquejes, meristemos, partes de hojas, de raíz y
por semilla (Arévalo, 1995).
Según Roca y Mroginski (1991), en los años 60, el desarrollo de
procedimientos para multiplicar y mantener plantas en cultivos asépticos,
recibió un impulso dramático; ello se debió al descubrimiento de la capacidad
que tienen las puntas de los brotes y los meristemos de la orquídea
Cymbidium sp.
Desde entonces se han usado los cultivos de puntas de brotes y de
meristemos de muchas otras plantas para obtener, mantener y multiplicar los
materiales genéticos; de un explante, que en algunos casos se puede
regenerar una planta y en otros casos se puede estimular la formación de
brotes múltiples (Styer y Chin, 1983).
Según Roca y Mroginski (1991), se puede definir como un explante una
porción separada de un vegetal, esta porción puede ser muy pequeña (5 – 10
mm), abarcando una porción de tejido u órgano. Cualquier explante que
contenga células nucleadas vivas, se puede emplear potencialmente para la
obtención directa de plantas o para la obtención indirecta de grupos celulares
amorfos. Puede ser tejido vivo de hoja, raíz, tallo, flores e inclusive semillas o
granos de polen.
12
El tipo de explante se seleccionará por razones prácticas como: disponibilidad,
facilidad de manipulación, homogeneidad, baja contaminación con
microorganismos y rápida respuesta al cultivo in vitro; es probable que en
estos casos se opte por explantes provenientes de plantas jóvenes que
crecen en el campo. Algunos estudios demuestran que los tejidos más
jóvenes se desdiferencian más rápido y producen mejores resultados en
menor tiempo, que tejidos más viejos (Roca y Mroginski, 1991).
En relación con la especie vegetal utilizada, es importante tener en cuenta la
variabilidad asociada con el genotipo de las plantas. Es muy frecuente que en
condiciones idénticas de medio de cultivo y ambiente, las respuestas in vitro
de un determinado explante de una especie dependan del cultivar empleado.
Las respuestas de los explantes cultivados in vitro pueden variar
notablemente, con el estado de desarrollo y edad ontogénica de los mismos.
Se debe tener en cuenta la incidencia de otros factores que a menudo pueden
afectar las respuestas de los explantes cultivados; como son; la época del año
en que se realizan los cultivos, las condiciones de crecimiento de las plantas
donantes y los pre tratamientos que se realizan a los explantes (Kuan y
Ospina, 1990).
A partir de cualquiera de estos tratamientos, se pueden obtener una planta
completa debido a la totipotencia de las células vegetales. Es decir a la
capacidad de des diferenciarse y retornar a un estado embriogénico que le
permite formar un individuo nuevo. En el caso de los ápices y yemas, estos no
se des diferencian, solo se les estimula para que se desarrollen y formen una
planta completa (Kuan y Ospina, 1990).
2.8. Medios de Cultivo
Una vez definido el objetivo perseguido con el cultivo in vitro de un
determinado explante, es necesario elegir un medio apropiado de cultivo, en el
cual hay que considerar no sólo sus componentes sino también su
preparación, pH, tipo de agua e inocuidad. Actualmente existen innumerables
13
formulaciones, cada una de las cuales contienen entre 15 y 32 compuestos
químicos que suministran: carbono, nutrientes, minerales, vitaminas,
sustancias reguladoras del crecimiento, compuestos orgánicos naturales y
agentes gelificantes. Todos ellos en las dosis adecuadas proveen al explante
de todos los requerimientos para crecer y desarrollarse adecuadamente
(Aguirre, 2003).
Los medios están constituidos en su mayor parte por agua, por tanto es
recomendable utilizar agua destilada para su intercambio catiónico ya que el
agua natural puede incluir microorganismos que dañen el desarrollo del
cultivo de tejidos. Para el desarrollo de la planta se necesitan componentes
químicos o inorgánicos dentro de los que se pueden mencionar se
encuentran: nitrógeno, fosforo, potasio, calcio, magnesio, hierro y micro
elementos teniendo cada uno de ellos una función específica (Usui, 1996).
Por otro lado también un medio contiene componentes orgánicos como
vitaminas, mioinositol y aminoácidos. En conjunto con componentes naturales
que dentro de ellos se encuentran caseína hidrolizada, agua de coco y
extracto de malta. Por último un medio contiene fitohormonas que pueden ser
utilizadas como reguladores de crecimiento tomando en cuenta su proporción
y cantidad (Usui, 1996).
2.9. Reguladores de crecimiento
2.9.1. Auxinas Auxina es un término genérico que se aplica al grupo de compuestos
caracterizados por su capacidad para inducir la extensión de las células de los
brotes. Por los efectos fisiológicos que provocan en las células vegetales, el
más importante es la elongación. Por lo general estos compuestos son ácidos
de núcleo cíclico insaturado o derivados de esos ácidos (Weaver, 1976).
Son consideradas como substancias de crecimiento y estimulan el
alargamiento celular, estimulan la mitosis en los meristemos secundarios.
14
Normalmente se encuentran en las plantas las auxinas naturales: ácido
indolacético (AIA). Otras son auxinas sintéticas: ácido indolbutírico (AIB)
(Perea y Navarro, 1988).
Algunos compuestos utilizados como herbicidas, se emplean para la iniciación de callos (Perea y Navarro, 1988):
2,4-D (ácido 2,4 diclorofenoxiacético).
2,4,5-T (ácido triclorofenoxiacético).
Embriogénesis: dicamba (ácido 3,6 dicloro anísico).
2.9.2. Citoquininas Las citoquininas estimulan la división celular. Se encuentran en casi todos los
tejidos, son particularmente abundantes en los granos, frutas y raíces. Las
citoquininas naturales como la zeatina son extraídas de las semillas del maíz.
Las citoquininas sintéticas tienen propiedades análogas, las más utilizadas
son: la kinetina y la bencilaminopurina (BAP o BA) (Perea y Navarro, 1988).
2.10. Mercados
Los cultivares aceptables de flor cortada tienen un alto tallo, grueso,
terminando en una inflorescencia perfectamente circular con posición al
exterior más que hacia arriba. Los colores de los flosculos de radio y disco
serán claros y limpios. Localmente no es exigente que sean de centro negro
ya que perecen gazanias. Las flores dobles deben tener pétalos firmes y el
estadio de recolección debe ser determinable. Para el mercado se requieren
flores de tamaño medio y no tan grandes. Las plantas deben recolectarse de
modo continuo, preferiblemente con pocas hojas, y cultivadas bajo protección,
continuaran floreciendo en invierno; es un merito adicional la resistencia a las
enfermedades y a la marchitez. Los floristas locales necesitan ser
convencidos de que las gerberas son flores nuevas, útiles y de larga duración.
Además su comercialización con un conservador floral aumentara la
satisfacción del consumidor.
15
2.11. Trabajos realizados sobre micropropagación de Gerbera
Actualmente se tienen conocimientos de estudios de cultivo in vitro de
Gerbera jamesonni, que datan desde Hussein (2007), Kumar y Kumar (2007),
Radice y Marconi (1998) en Argentina, Severin et al (2000) en Cuba y
Machado et al (2002) en India.
Se han utilizado diversos explantes de: hoja, capítulos florales, capítulos
desarrollados, pedúnculos florales, flores liguladas y ápices de gerbera; con la
finalidad de establecer una metodología para la micropropagación. Al mismo
tiempo se evaluó también sales del medio MS suplementadas con diversos
reguladores de crecimiento para la clonación in vitro y distintos tratamientos
de desinfección de G. Jamesonni.
Un estudio realizado por Radice y Marconi (1998), en donde se evaluó
también sales del medio MS suplementadas con diversos reguladores de
crecimiento para la clonación in vitro de G. jamesonii a partir de capítulos
florales, se obtuvo que del 70% al 100% de los brotes crecidos, enraizaron en
el medio MS con 0.5 mg/L de IBA (ácido Indol butírico).
Con el objetivo de optimizar la metodología para aumentar la tasa de
multiplicación de Gerbera spp, Severin et al (2000) evaluaron diversos
explantes para determinar cuál es el más adecuado en la Micropropagación.
De los explantes evaluados se utilizaron: capítulos desarrollados, pedúnculos
florales, flores liguladas, primordios de capítulos (5 mm) y ápices de rizomas.
El medio utilizado fue siempre el MS con diferentes reguladores de
crecimiento y de todos los explantes evaluados únicamente los ápices de
rizomas y los primordios de capítulos prosperaron.
Con el objetivo de establecer una metodología de propagación comercial in
vitro de G. jamesonii, Machado et al (2002) estudiaron los medios de cultivo y
manejo de los explantes en las diferentes fases de micropropagación. Dentro
de los resultados más relevantes obtuvieron que desinfectar los explantes con
hipoclorito de sodio al 0.5% durante 10 minutos se logra una alta desinfección,
16
así como también utilizar la combinación de 6-bencilaminopurina (6-BAP) 1.0
mg/L y ácido giberélico (AG) 0.1 mg/L al medio se obtiene mayor numero de
brotes del explante y en la fase de enraizamiento lograron determinar que la
adición de ácido indolacético (AIA) lograba influenciar positivamente en el
numero de raíces.
Según (Hussein, 2007), se desarrolló callo a partir de explantes de hojas
jóvenes de Gerbera jamesonii, utilizando el medio Murashige and Skoog (MS)
suplementado con diferentes concentraciones y combinaciones de
reguladores de crecimiento vegetal, el medio en el que se obtuvieron mejores
resultados fue el medio MS suplementado con 2 mg/l de benzilaminopurina y
2 mg/l ácido naftalenacético, en el cual se generó callo dentro de los 21 y 30
días después de la siembra.
De los explantes evaluados, el de Kumar y Kumar (2007) fue el que mejor
resultado dio a partir de formación de callo en explante de hoja. Se determinó
que el mayor porcentaje de callo formado se produjo en el medio con 1.5 y 2.0
mg/L de 2,4-D. De los medios probados, el medio MS suplementado con 1.0
mg/L de BA (benzil adenina) fue el que mayor numero de brotes por callo dió.
De estos estudios se puede determinar que la Micropropagación utilizando
explantes de hoja es la más eficiente debido a la complejidad que lleva el
protocolo de desinfección de otros explantes como lo son los primordios
florales y explantes de rizomas.
En estudios de propagación in vitro de guayabo, la contaminación en la fase
de iniciación es una limitante, especialmente cuando la fuente de material
vegetal proviene de arboles adultos establecidos en el campo. Al prospecto,
se han conducido investigaciones utilizando varios agentes de desinfección
tales como, cloruro de mercurio, hipoclorito de calcio, hipoclorito de sodio y
etanol, en diferentes concentraciones y tiempos, y se ha cuantificado su efecto
atreves del porcentaje de cultivos libres de contaminación y brotación de las
yemas. La mayoría de los resultados coinciden en que el emplear material
adulto, el agente es más efectivo para reducir la contaminación sin afectar la
17
brotación, es el cloruro de mercurio 0,05% por dos o tres minutos, combinando
con la utilización de etanol 70% por un minuto; mientras que cuando se usa
material juvenil, el empleo de etanol 70% o 80% por cinco minutos, seguido
por hipoclorito de sodio de 5 a 10 minutos, controla la contaminación
adecuadamente (Maracay, 1994).
18
III. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
3.1. Problema y Justificación
La floricultura es una rama de la horticultura que crece 15% anualmente en
Guatemala. Una de las problemáticas que existe con la gerbera es la poca
disposición de espacio y tecnología que cuentan los sistemas de producción
en Guatemala lo que hace ineficiente el proceso, además la planta ornamental
de gerbera presenta considerables dificultades para su propagación por
métodos convencionales, ya que las condiciones climáticas favorecen al
desarrollo de enfermedades que disminuyen el rendimiento de la planta, por
lo que se hace muy necesaria la evaluación de técnicas que puedan usarse
como alternativas para su propagación eficiente (AGEXPRONT, et al., 2000).
La biotecnología, como el caso del cultivo de tejidos, ofrece ventajas en la
propagación de plantas. Como ejemplo la propagación de muchos individuos
en relativamente poco tiempo y espacio. Sin embargo, es necesario generar
información que permita implementar estas técnicas para luego comparar sus
ventajas y de ser posible adoptarlas para generar desarrollo en el país. En
Guatemala aún no se ha intensificado el uso de la técnica de cultivo de tejidos
vegetales para la producción masiva de gerbera. Hay estudios realizados en
el Departamento de Biotecnología de la Universidad de Horticultura y
Forestería Solan en India que indican que a través del medio Murashige y
Skoog (MS) se puede obtener callo. Sin embargo la desinfección de los
explantes se realiza con cloruro de mercurio, un reactivo muy peligroso y
oneroso.
Esta investigación pretende contribuir en parte al desarrollo de una
metodología de desinfección con el uso de hipoclorito de sodio al 1% y
reguladores de crecimiento al medio MS para la formación de callo y así
proponer un protocolo de desinfección que no sea costoso y de reactivos que
son recurrentes de uso en los laboratorios. Busca evaluar los reguladores de
crecimiento al medio MS para la formación de callo como parte de proceso de
propagación de plantas de gerbera utilizando segmentos de hoja.
19
IV. OBJETIVOS
4.1. Objetivo General
Establecer un protocolo de desinfección de tejido foliar y desarrollar callo in
vitro de Gerbera jamesonii.
4.2. Objetivos Específicos
Establecer el tiempo de inmersión de explantes en hipoclorito de sodio al 1%
que menor contaminación presente en el medio de cultivo.
Determinar el regulador de crecimiento que mejor favorezca el desarrollo de
callo en los explantes de hojas de G. jamesonii.
Establecer el medio de cultivo en donde sobrevivan mayor número de
explantes de hojas de G. jamesonii.
20
V. HIPOTESIS
Al menos un tiempo de inmersión en hipoclorito de sodio al 1%, tendrá efecto
sobre las bacterias y hongos contaminantes de los medios MS.
Al menos un suplemento al medio MS tendrá mayor producción de callos
embriogénicos en los explantes de hoja de G. jamesonii
21
VI. METODOLOGIA
6.1. Localización del trabajo
La investigación se llevó a cabo en las instalaciones del laboratorio de
Biotecnología ubicado en el campus central de la Universidad Rafael
Landívar, zona 16 Guatemala.
6.2. Material experimental
El material que se utilizó como explante fueron hojas de Gerbera jamesonii,
jabón de extran, hipoclorito de sodio al 1%, el medio Murashige y Skoog (MS)
y los reguladores de crecimiento al medio: ácido naftalenacético (ANA), sulfato
de adenina, ácido indolacético (AIA) y benziladenina (BA).
6.3. Factores estudiados
6.3.1. Protocolo de desinfección
El factor que se estudió para la elaboración del protocolo de desinfección fue
el tiempo (en minutos) de inmersión en hipoclorito de sodio al 1%.
6.3.2. Evaluación de medios
El factor que se estudió para esta fase fue el regulador de crecimiento al
medio MS para la formación de callo en explantes de hoja de Gerbera
jamesonii
6.4. Descripción de los tratamientos
6.4.1. Protocolo de desinfección
Los tratamientos que se utilizaron para establecer el protocolo de desinfección
de explantes de G. jamesonii en cultivo in vitro se detallan en el cuadro 1.
22
Cuadro 1. Tratamientos para desinfección de explantes de G. jamesonii con
hipoclorito de sodio al 1%
TRATAMIENTO DESCRIPCION
T1 5 minutos de inmersión en hipoclorito de sodio al 1%
T2 10 minutos de inmersión en hipoclorito de sodio al 1%
T3 15 minutos de inmersión en hipoclorito de sodio al 1%
T4 20 minutos de inmersión en hipoclorito de sodio al 1%
6.4.2. Evaluación de suplementos al medio de cultivo
Los tratamientos que se utilizaron para esta fase están descritos en el cuadro
2.
Cuadro 2. Tratamientos para la formación de callo en explantes de G.
jamesonii.
TRATAMIENTO DESCRIPCION
T1 Medio Murashige y Skoog (MS)
T2
Medio MS + 2.5 mg/L de ácido
naftalenacético (ANA)
T3
Medio MS + 40 mg/L de sulfato de adenina
+ 0.5 mg/L de ácido indolacético (AIA )+ 1
mg/L de benzil adenina (BA)
6.5. Diseño experimental
Para cada estudio, por las condiciones controladas de laboratorio, se utilizó el
diseño completamente al azar. En establecimiento del protocolo de
desinfección fue de 4 tratamientos y 15 repeticiones. En la evaluación de
medios fue de 3 tratamientos con 30 repeticiones.
6.6. Modelo estadístico
Se detalla a continuación el modelo estadístico para el diseño completamente
al azar que se utilizó en todas las pruebas:
23
Yi = µ + ζi + εi
Donde:
Yi = Es la variable de respuesta
µ = Es la media general de las variables de respuesta
ζi = Efecto del i-ésimo tratamiento
εi = Error experimental
6.7. Unidad experimental
La unidad experimental para este estudio fue cada frasco conteniendo 3
explantes de hoja de G. jamesonii (figura 1).
Explantes
vista superior vista lateral
Figura 1. Diagrama de la unidad experimental caja petri.
6.8. Croquis de campo
El croquis de campo para el protocolo de desinfección ejemplificado en la
figura 2 y la evaluación de medios en la figura 3.
T3R
1
T1
R1
T3R
2
T4R
1
T1R
2
T2R
1
T3R
3
T2R
2
T4R
2
T2R
3
T1R
3
T4R
3
T1R
4
T3R
4
T2R
4
T1R
5
T1
R6
T3R
5
T2R
5
T3R
6
T4R
4
T2R
6
T3R
7
T3R
8
T2R
7
T2R
8
T1R
7
T1R
8
T3R
9
T2R
9
T3R
10
T4
R5
T3R
11
T2R
10
T2R
11
T2R
12
T2R
13
T1R
9
T3R
12
T3R
13
T3R
14
T2R
14
T1R
10
T3R
15
T4R
6
T2R
15
T4
R7
T1R
11
T4R
8
T4R
9
T4R
10
T1R
12
T4R
11
T1R
13
T4R
12
T1R
14
T1R
15
T4R
13
T4R
14
T4R
15
Figura. 2 Croquis de evaluación de protocolo de desinfección.
T = Tratamiento
R = Repetición
24
T
2
T
1
T
2
T
2
T
1
T
3
T
3
T
1
T
1
T
2
T
1
T
2
T
3
T
2
T
1
T
2
T
1
T
3
T
1
T
1
T
3
T
3
T
3
T
1
T
3
T
1
T
2
T
1
T
2
T
1
T
1
T
3
T
3
T
2
T
2
T
1
T
1
T
2
T
3
T
2
T
2
T
1
T
2
T
3
T
1
T
3
T
3
T
1
T
2
T
3
T
2
T
3
T
1
T
3
T
3
T
2
T
2
T
3
T
3
T
1
T
3
T
2
T
3
T
3
T
2
T
3
T
3
T
2
T
3
T
2
T
3
T
2
T
3
T
3
T
3
T
1
T
1
T
3
T
3
T
3
T
2
T
3
T
3
T
1
T
3
T
3
T
3
T
1
T
3
T
3
T
1
T
1
T
3
T
3
T
2
T
3
T
3
T
3
T
1
T
1
T
1
T
3
T
3
T
2
T
3
T
2
T
1
T
3
T
3
T
2
T
3
T
3
T
3
T
2
T
3
T
3
T
3
T
3
T
3
T
2
Figura 3. Croquis evaluación de medios
T = Tratamiento
6.9. Manejo del experimento
6.9.1. Preparación de las plantas
Antes de iniciar el experimento fue necesario aislar las plantas que fueron
utilizadas durante el estudio, lo cual permitió que a estas se les hicieran
aplicaciones de fertilizante, fungicidas y bactericidas, previo a la extracción de
tejido foliar.
6.9.2. Preparación de soluciones madre
Antes de la preparación del medio MS fue necesario preparar las soluciones
madre las cuales están formadas por macronutrientes (10x), micronutrientes
(200x), vitaminas (100x) y hierro (100X).
6.9.3. Elaboración del medio de cultivo
Se elaboraron los medios de cultivo MS completo, para cada experimento. Al
momento de establecer el protocolo de desinfección se procedió a elaborar los
medios MS nuevamente, con la diferencia que se agregaron reguladores de
crecimiento (tratamientos) 2.5 mg/L de ANA y otro suplementado con 40 mg/L
de sulfato de adenina + 1 mg/L de BA + 0.5 mg/L de AIA, el medio se
dispensó en frascos tipo gerber con tapadera de plástico, a los cuales se les
vertió 25 ml de medio para luego autoclavar (20 minutos a 121°C y 1
Atmósfera de presión). A todos los tratamientos se les ajustó el pH a 5.7
(Anexos 2).
25
6.9.4. Esterilización de equipo
Fue necesario que todos los instrumentos que se utilizaron fueran
esterilizados con una autoclave. Los instrumentos y la cristalería se
envolvieron en papel periódico y se colocaron dentro de la autoclave. Se
esterilizó por 20 minutos a 121°C y 1 atmósfera de presión.
6.9.5. Siembra
Se realizó la desinfección de los explantes conforme al protocolo existente de
preparación de los explantes y conforme a los cuatro tratamientos (evaluación
de tiempos 5,10,15 y 20 minutos en hipoclorito de sodio al 1%). Se colocaron
tres explantes dentro de cada frasco, identificando con marcador indeleble los
explantes que fueron desinfectados en los diferentes tiempos con hipoclorito
de sodio al 1%. De la misma manera, cuando se evaluaron los medios se
colocaron tres explantes por frasco identificando el tipo de medio y la
repetición. Posteriormente fueron colocados dentro del cuarto de crecimiento.
6.9.6. Desinfección de explantes
Protocolo de desinfección de los explantes de G. jamesonii para el tratamiento
1, (tiempo de inmersión 5 minutos).
En el invernadero:
Sumergir el material (explante de hoja) en un mL de Extran
En el Laboratorio
Lavar el material con Extran por 5 minutos a mano
Sumergir el material en agua estéril y agitar tres veces
Sumergir el material en cloro comercial
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
En el laboratorio (dentro de las campanas):
Sumergir el material en cloro al 1% durante 5 minutos
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en alcohol al 70% durante 2 minutos
26
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Dejar reposando en antioxidante mientras se siembra.
Protocolo de desinfección de los explantes de G. jamesonii para el tratamiento
2, (tiempo de inmersión 10 minutos).
En el invernadero:
Sumergir el material (explante de hoja) durante 5 minutos en una solución de
agua estéril + 1 ml de Extran
En el Laboratorio
Lavar el material con Extran por 5 minutos a mano
Sumergir el material en agua estéril y agitar tres veces
Sumergir el material en cloro comercial
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en cloro comercial nuevamente
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
En el laboratorio (dentro de las campanas):
Sumergir el material en cloro al 1% durante 5 minutos
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en cloro al 1% durante 5 minutos
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en alcohol al 70% durante 2 minutos
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Dejar reposando en antioxidante mientras se siembra.
Protocolo de desinfección de los explantes de G. jamesonii para el tratamiento
3, (tiempo de inmersión 15 minutos)
En el invernadero:
Sumergir el material (explante de hoja) durante 5 minutos en una solución de
agua estéril + 1 ml de Extran
27
En el Laboratorio
Sumergir el material en agua estéril y agitar
Sumergir el material durante 5 minutos en una solución de agua estéril + 1 ml
de Extran + 0.5 mL de cloro comercial nuevamente
Sumergir el material en agua estéril y agitar tres veces
Sumergir el material en cloro comercial
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en cloro comercial nuevamente
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
En el laboratorio (dentro de las campanas):
Sumergir el material en cloro al 1% durante 5 minutos
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en cloro al 1% durante 10 minutos
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en alcohol al 70% durante 2 minutos
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Dejar reposando en agua estéril mientras se siembra.
Protocolo de desinfección de los explantes de G. jamesonii para el tratamiento
4, (tiempo de inmersión 20 minutos)
En el invernadero:
Sumergir el material (explante de hoja) durante 5 minutos en una solución de
agua estéril + 1 ml de Extran
En el Laboratorio
Sumergir el material en agua estéril y agitar
Sumergir el material durante 5 minutos en una solución de agua estéril + 1 mL
de Extran + 0.5 mL de cloro comercial nuevamente
Sumergir el material en agua estéril y agitar tras veces
Sumergir el material en cloro comercial
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en cloro comercial nuevamente
28
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
En el laboratorio (dentro de las campanas):
Sumergir el material en cloro al 1% durante 5 minutos
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en cloro al 1% durante 10 minutos
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en cloro al 1% durante 5 minutos
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en alcohol al 70% durante 2 minutos
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Dejar reposando en agua estéril mientras se siembra.
6.9.7. Almacenamiento de frascos con medio
Los frascos que contenían el medio previamente esterilizado fueron colocados
en un cuarto con condiciones controladas donde la temperatura fue entre 25 –
28 °C para evitar la evaporación de medio y muerte de los explantes, con un
fotoperiodo de 16 horas de luz y 8 de oscuridad y una intensidad lumínica de
2,000 lux para su desarrollo.
6.10. Variables de respuesta
6.10.1. Protocolo de desinfección
Para efecto de establecer el protocolo de desinfección se tomaron lecturas a
los 3 y 8 días después de siembra tomando en cuenta el 100% de los frascos
en cada variable; las variables estudiadas fueron las siguientes:
Contaminación: De cada frasco con el explante se consideró que el medio
estuvo contaminado cuando hubo presencia de bacterias u hongos.
Sobrevivencia: De cada frasco se anotó si el explante estaba vivo o no, sin
importar si el frasco con el medio estaba contaminado.
29
6.10.2. Evaluación de medios
Para la evaluación de medios se tomaron lecturas a los 3, 8, 15, 30 días de la
manera siguiente:
Formación de callo: De cada frasco se determinó si los explantes formaron
callo o no.
Contaminación: De cada frasco con los explantes se considero que el medio
estaba contaminado cuando hubo presencia de bacterias u hongos.
Sobrevivencia: De cada frasco se anotó si el explante estaba vivo o no.
6.11. Análisis de la información
6.11.1. Análisis estadístico
Para cada variable en estudio se realizó una prueba de ajuste Shapiro Wilks
para determinar la normalidad de los datos. Se utilizó la transformación
para los datos que no se ajustan a la distribución normal.
Posteriormente se realizó un análisis de varianza para determinar significancia
entre tratamientos y al haber, se realizó una prueba de medias de Duncan al
5% de significancia con ayuda del software estadístico INFOSTAT. Se
graficaron y se realizaron tablas resumen de los resultados obtenidos para
analizar de una mejor manera lo obtenido.
30
VII. RESULTADOS Y DISCUSION
7.1. Protocolo de desinfección
Se realizó un análisis de los distintos tiempos evaluados de hipoclorito de
sodio al 1% obteniendo los siguientes resultados en las variables. A pesar de
que hubo diferencias observables entre los diferentes tratamientos. En el
cuadro 3 se presentan los datos obtenidos para las variables en estudio.
Cuadro 3. Porcentaje de contaminación y sobrevivencia de explantes en las
pruebas realizadas para establecer el protocolo de desinfección
Tratamiento Contaminación
% Sobrevivencia
%
20 minutos 45 a 97 a
15 minutos 45 a 95 a
10 minutos 80 b 83 a
5 minutos 80 b 87 a
Probabilidad 0.04 15.42
C.V. * 10.48 5.12 *el C.V. que se presenta en la tabla es el del ANDEVA con los datos transformados
7.1.1. Contaminación de los medios
El análisis realizado se puede observar en el cuadro 3 donde se determina
que los tratamientos tienen diferencia significativa, siendo la inmersión de 15 y
20 minutos en hipoclorito de sodio los que menos contaminación obtuvieron
alcanzando un 45%, por lo cual son estadísticamente iguales. Los tiempos de
5 y 10 minutos presentan mayores índices de contaminación (80%). Para
efectos de este estudio se contempló la sobrevivencia aunque el medio
estuviera contaminado, de esta manera se simplifica el análisis del diseño
experimental planteado, sin embargo es importante reconocer que en la
aplicación de este protocolo en la práctica se debe descartar los frascos
contaminados como punto critico de control de asepsia.
Según López et al, (2004), el hipoclorito de sodio provoca la oxidación de las
proteínas de la pared celular de las bacterias, de la membrana citoplasmática
y del citoplasma. En sentido general se puede decir que las paredes celulares
31
de las esporas bacterianas son igualmente atacadas ya que este compuesto
también tiene actividad esporicida, por lo cual no deben ser aplicadas durante
períodos excesivamente largos. Se observó que al someter altos tiempos en
el hipoclorito de sodio, algunos explantes mueren, lo que justifica la
evaluación de la sobrevivencia de estos.
Pierik (1990), indica que una de las cuatro fuentes de infección mas
importante en el establecimiento de cultivo de tejidos, es el operario, si se ha
realizado una buena esterilización química del material vegetal, puede existir
la tendencia que al momento de que el operario manipule los explantes sea
fuente de contaminación directa al realizar la siembra respectiva del segmento
foliar.
Con los resultados obtenidos de dicha siembra, la contaminación está
presente en todos los procesos involucrados en un cultivo de tejidos, que
puede abarcar desde la esterilización de los instrumentos hasta la fumigación
de las plantas en el invernadero o que también al momento de la siembra de
los explantes puede influir un factor microbiológico que pueda contaminar
dicho explante.
7.1.2. Sobrevivencia de explantes
Según el cuadro 3 donde se presenta el resumen de resultados y análisis del
efecto de la inmersión del hipoclorito de sodio al 1%, en donde se puede
determinar que los tratamientos son estadísticamente iguales entre si
(P=0.1542) (anexo 3).
En estudios realizados por Radice y Marconi (1998), donde se hicieron
pruebas para reproducir in vitro Gerbera jamesonii a partir de capítulos
florales, se utilizó para desinfectar los explantes una solución de hipoclorito
de sodio al 20 % durante 20 minutos y bicloruro de mercurio al 0.1 % (solución
acuosa) durante 10 minutos. Con esta metodología alcanzaron una
contaminación mínima de 10% y una máxima de 75% en algunos
tratamientos. Comparando los resultados del estudio se puede decir que es
32
posible obtener un rango de contaminación similar (cuadro 3) obviando el uso
del bicloruro de mercurio que puede ser muy costoso y muy tóxico para el
operario en explantes de hoja de G. jamesonii.
Con estos resultados y luego de realizar la preparación de la muestra se
propone un protocolo de desinfección de los explantes de G. jamesonii según
la metodología del tratamiento 4, el cual se utilizó en la evaluación de
reguladores de crecimiento al medio de cultivo Murashigue y Skoog (MS).
7.2. Evaluación de reguladores de crecimiento
Se evaluaron tres tratamientos para la formación de callo en explantes de G.
jamesonii. Los tratamientos utilizados fueron, medio MS (T1), medio MS + 2.5
mg/L de ácido naftalenacético (T2), medio MS + 40 mg/L de sulfato de
adenina + 0.5 mg/L de ácido indolacético + 1 ml/L de benziladenina (T3).
En el tratamiento 1 no hubo ningún efecto sobre la formación de callo ya que
este no contenía ningún regulador de crecimiento que indujera el desarrollo
del mismo. El tratamiento 2 y el 3 fueron los que más efecto tuvieron sobre los
explantes de hoja siendo estadísticamente iguales con un 68% de formación
de callo.
Cuadro 4. Resultados obtenidos de la evaluación de los complementos al
medio MS para la formación de callo en hoja de Gerbera.
Tratamiento Formación
Callo %
Contaminación %
Sobrevivencia %
T1 MS (testigo) 0 a 4 a 88 a
T2 MS+2.5mg/L ANA 68 b 7 a 93 a
T3 MS+40mg/L SA+0.5mg/L AIA+1 mg/L BA
68 b 14 a 94 a
Probabilidad 0.01 6.99 6.76
C.V.* 9.19 7.60 2.52
*el C.V. que se presenta en la tabla es el del ANDEVA con los datos
transformados
33
Figura 4. Tratamiento de Figura 5. Formación de callo en Medio MS completo medio MS suplementado con ANA
Figura 6. Tratamiento de medio MS suplementado con sulfato de adenina
7.2.1 Contaminación por frasco
Para esta variable, se obtuvieron los resultados que se observan en el cuadro
4. Donde no se determina diferencia significativa entre los tres tratamientos
(P=0.0699, α=5%). El protocolo utilizado para esta evaluación fue el mismo
generado anteriormente basado en los resultados obtenidos (20 minutos en
hipoclorito de sodio), por lo que se puede decir que la desinfección se llevó
correctamente debido a la igualdad estadística que resultó. De esta manera se
valida el protocolo anterior y se puede decir que no hay influencia de la
contaminación sobre las otras variables.
7.2.2 Sobrevivencia por frasco
Para esta variable se obtuvieron los resultados que se presentan en el cuadro
4, donde se observa que en el tratamiento 1 obtuvo un 88% de sobrevivencia,
el tratamiento 2 un 93% y el tratamiento 3 obtuvo 94%, sin embargo los tres
tratamientos son estadísticamente iguales.
34
7.2.3. Formación de callo frasco
Para esta variable, se obtuvieron los resultados que se observan en el cuadro
4, donde se presentó diferencia significativa entre los tratamientos (P<0.0001,
α=5%). Siendo el tratamiento 2 (MS + 2.5 mg/L de ANA) y el tratamiento 3
(MS + 40 mg/L de SA + 0.5 mg/L de AIA + 1 mg/L de BA) estadísticamente
iguales, alcanzando 68.30% de formación de callo. En el testigo (MS) no se
observó callo en los explantes.
Lo cual comprueba estudios realizados por Hussein (2007), donde observó
que estos reguladores de crecimiento a nivel celular formaban una
estimulación en la formación de callo. No se observó formación de callo en
las primeras dos lecturas (8DDS y 15 DDS), se observó formación de callo a
partir de 21-30 días por las condiciones controladas.
Para esta variable los tratamientos 2 y 3 presentan mayor índice para la
formación de callo 68.30% en comparación con el tratamiento 1 en donde no
se obtuvo. Esto demuestra que las células vegetales que se desarrollan en
condiciones asépticas sobre medios de cultivo adicionados con reguladores
vegetales, pueden dividirse dando como respuesta una desdiferenciación
celular acompañada por un crecimiento tumoral que da lugar a células
indiferenciadas denominadas callo (Rosell, 1990).
Pierik (1990) explica que la capacidad regenerativa de los órganos o tejidos
de una planta disminuye a medida que van estos madurando, siendo los
tejidos jóvenes los más apropiados para el cultivo de tejidos. En la evaluación
se utilizaron únicamente tejidos jóvenes evitando este error sistemático del
estado fisiológico del explante. Se puede decir que la formación de callo
estuvo influenciada por la adición de los reguladores de crecimiento en los
medios, y también debido a que el testigo (MS) sin ninguna adición de
hormonas no presentó formación de callo.
De esta manera se confirma evaluaciones realizadas por Geier (1990), donde
explica que en ausencia de reguladores de crecimiento, muy pocos explantes
foliares forman callo. Las auxinas generalmente inducen la división celular o
35
formación de callo, expansión de tejidos y formación de raíces adventicias.
Además, según Murashigue y Skoog (1962), las citocininas son unas
sustancias muy activas al igual que la auxina, las cuales presentan muchas
formas de actuar como a la elongación de las células para las auxinas y la
división celular y la producción de callos como lo promueven las citocininas,
sobre los segmentos foliares de hoja. Las dos se complementan,
obteniéndose que la auxina favorece a la duplicación del ADN y la citocinina
hace posible la separación de los cromosomas, un papel muy claro en la
organogénesis indirecta, en la que brinda estimulación considerable sobre los
explantes de hoja para la formación de callo.
36
VIII. CONCLUSIONES
Se desarrolló un protocolo de desinfección basado en tiempos de inmersión
en hipoclorito de sodio al 1%, siendo los tiempos de 15 y 20 minutos los que
menor contaminación tuvieron alcanzando un 45% (P=0.0004, α=5%).
En la evaluación de medios el tratamiento MS + 2.5 mg/L de ácido
naftalenacético y el tratamiento MS + 40 mg/L de sultfato de adenina + 0.5
mg/L de ácido indolacético + 1 mg/L de benziladenina son estadísticamente
iguales, alcanzando 68% de formación de callo. En el testigo (MS) no se
observó formación de callo en los explantes.
No se observaron diferencias en la sobrevivencia de los explantes en ningún
factor evaluado.
37
IX. RECOMENDACIONES
Se recomienda sumergir en hipoclorito de sodio al 1% durante 20 minutos
espaciados en 5,10 y 5 minutos, después de cada tiempo lavar tres veces con
agua destilada estéril como parte del proceso de desinfección previo a la
siembra de explantes de Gerbera jamesonii.
Se recomienda adicionar al medio MS, 2.5 mg/L de ANA (ácido
naftalenacetico) para generar callo in vitro de G. jamesonii.
Se recomienda evaluar factores asociados a la sobrevivencia de explantes de
G. jamesonii en cultivo in vitro como tamaño del explante, temperatura,
oxidación del medio, entre otros. Esto con el fin de evitar la pérdida de
explantes que pueden ser potenciales en producción de plantas.
Se recomienda continuar estudios con los reguladores de crecimiento al
medio MS, evaluando diferentes concentraciones y diferentes tipos de
reguladores (auxinas o citoquininas) para mejorar el porcentaje de formación
de callo en explantes de hoja de G. jamesonii, tomando en cuenta las
características morfológicas de los callos (tamaño, tipo de callo, color, etc.).
Al momento de realizar evaluaciones con propagación de G. jamesonii in vitro
se sugiere que se realice con la mayor cantidad de réplicas posibles además
de contemplar subréplicas para disminuir la variabilidad de los datos.
38
X. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
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W.M. Morgan., (2009). Cultivo de tejido vegetal. International Plant Laboratories. UK.
41
XI. Anexos 1
Protocolo de desinfección de los explantes de G. jamesonii para el tratamiento
4, (tiempo de inmersión 20 minutos)
En el invernadero:
Sumergir el material (explante de hoja) durante 5 minutos en una solución de
Agua estéril + 1 ml de Extran
En el Laboratorio
Sumergir el material en agua estéril y agitar
Sumergir el material durante 5 minutos en una solución de Agua estéril + 1 ml
de Extran + 0.5 ml de cloro comercial nuevamente
Sumergir el material en agua estéril y agitar tras veces
Sumergir el material en cloro comercial
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en cloro comercial nuevamente
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
En el laboratorio (dentro de las campanas):
Sumergir el material en cloro al 1% durante 5 minutos
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en cloro al 1% durante 10 minutos
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en cloro al 1% durante 5 minutos
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Sumergir el material en alcohol al 70% durante (2 minutos)
Lavar el material con agua estéril 3 veces (3 minutos c/u)
Dejar reposando en agua estéril mientras se siembra.
42
Anexo 2
Preparación del medio MS para el tratamiento 1 (tiempo de inmersión 5
minutos), 2 (tiempo de inmersión 10 minutos), 3 (tiempo de inmersión 15
minutos) y 4 (tiempo de inmersión 20 minutos).
Macronutrientes 50 mL
Micronutrientes 5 mL
Hierro 5 mL
Na2EDTA 5 mL
Inositol 0.05 g
Tiamina 0.05 g
Piridoxina 2.5 mL
Sacarosa 15 g
Agar 4 g
pH 5.7
Preparación del medio MS + ANA para el tratamiento 1 (tiempo de inmersión 5
minutos), 2 (tiempo de inmersión 10 minutos), 3 (tiempo de inmersión 15
minutos) y 4 (tiempo de inmersión 20 minutos).
Macronutrientes 50 mL
Micronutrientes 5 mL
Hierro 5 mL
Na2EDTA 5 mL
Inositol 0.05 g
Tiamina 0.05 g
Piridoxina 0.05 g
ANA 2.5 mL
Sacarosa 15 g
Agar 4 g
pH 5.7
Preparación del medio MS + sulfato de adenina para el tratamiento 1 (tiempo
de inmersión 5 minutos), 2 (tiempo de inmersión 10 minutos), 3 (tiempo de
inmersión 15 minutos) y 4 (tiempo de inmersión 20 minutos).
Macronutrientes 25 mL
Micronutrientes 2.5 mL
Hierro 2.5 mL
Na2EDTA 2.5 mL
Inositol 0.05 g
Tiamina 2.5 g
Piridoxina 2.5 g
BA 1 mL
AIA 0.5 mL
Sulfato de adenina 40 mL
Sacarosa 15 g
Agar 4 g
PH 5.7
43
Anexo 3
Análisis de varianza para el protocolo de desinfección para los índices
presentados de contaminación, sobrevivencia de explantes y análisis de
varianza para evaluación de suplementos hormonales.
44
Gráficas con los datos transformados.
Análisis de varianza para las variables presentados de prueba de
suplementos hormonales al medio MS para formación de callo en hoja de
gerbera.
45
46
Figura 7. Porcentaje de contaminación obtenido en los tiempos de inmersión
de explantes de Gerbera (gerbera jamesonii) en hipoclorito de sodio al 1%.
Figura 8. Porcentaje de sobrevivencia de los explantes de gerbera (Gerbera
jamesonii) evaluados en los tiempos de inmersión en hipoclorito de sodio al
1%.
47
Figura 9. Porcentaje de contaminación de los explantes de gerbera (gerbera
jamesonii) evaluado en medio de cultivo MS con diferentes concentraciones
de hormonas.
Figura 10. Porcentaje de sobrevivencia de los explantes de gerbera (Gerbera
jamesonii) evaluados en medio de cultivo MS con diferentes concentraciones
de hormonas.
48
Figura 11. Porcentaje de formación de callo de los explantes de gerbera
(Gerbera jamesonii) evaluado en medio de cultivo MS con diferentes
concentraciones de hormonas.
49
Anexo 4
SOLUCIONES STOCK PARA MEDIO MS
(Murashing y Skoog, 1962)
Solución MACRONUTRIENTES (10X) gramos/litro
1 LITRO 500 mL
NH4NO3 16.5 8.25 KNO3 19 9.5 CaCl2.2H2O 4.4 2.2 MgSO4.7H2O 3.7 1.85 KH2PO4 1.7 0.85
Autoclavar y guardar a temperatura ambiente
Solución MICROCRONUTRIENTES (200 X) gramos/litro
1 LITRO 500 mL
H3BO3 1.24 0.62 MnSO4, 4H2O 4.46 2.23 ZnSO4.7H2O 0.72 0.86 Kl 0.166 0.083 NaMoO4.2H2O 0.05 0.025 CuSO4.5H2O 0.005 0.0025 CoCl2.6H2O 0.005 0.0025
Autoclavar y guardar en la refrigeradora
Solución de HIERRO (100 X) gramos/litro
1 LITRO 500 mL 250 mL
Na2EDTA 3.73 1.86 0.93 FeSO4.7H2O 2.78 1.4 0.7
EL EDTA debe estar completamente disuelto con NaOH 3M antes de agregar
el hierro. Se agrega el EDTA en un poco de agua y se pone a disolver, se va
agregando NaOH 3M hasta que disuelva completamente (son tres gotas más
o menos) sin llegar a un pH de 8.0. Luego se añade el sulfato de hierro y se
mide nuevamente el pH que debe estar en 2.5.
El frasco debe forrarse con papel aluminio para evitar la fotodegradación,
luego se puede autoclavar y guardar en la refrigeradora.
50
Solución de VITAMINAS (100X) gramos/litro
1 LITRO 500 mL
Myo-Inositol 10 5 Glicina 0.2 0.1 Acido nicotínico 0.05 0.025 Piridoxina HCl 0.05 0.025 Tiamina HCl 0.01 0.005
No se autoclavan, se guardan pequeñas cantidades en envases y se
congelan. Preparar la mínima cantidad posible, se contaminan muy
rápido.
PREPARACION DE MEDIO – MS COMPLETO
1 LITRO 500 mL
MACRONUTRIENTES 100mL 50 mL MICRONUTRIENTES 5 mL 2.5 mL HIERRO 10 mL 5 mL VITAMINAS 10 mL 5 mL SACAROSA 30 g 15 g
pH 5.7 – 6.0
Aforar a un litro
Agar 7 gramos
Hervir para disolver el agar, servir y autoclavar en SLOW (líquidos) por
20 minutos.
51
Anexo 5
Datos de campo
Evaluación de tiempos de inmersión en hipoclorito de sodio 1%
Tratamiento Repetición Contaminación Sobrevivencia
5 min 1 1 1
5 min 2 1 0.5
5 min 3 1 0.5
5 min 4 1 1
5 min 5 1 0.5
5 min 6 0.5 1
5 min 7 0.5 1
5 min 8 1 1
5 min 9 0.5 1
5 min 10 0.5 1
5 min 11 1 0.5
5 min 12 1 1
5 min 13 0.5 1
5 min 14 1 1
5 min 15 0.5 1
10 min 1 1 0.5
10 min 2 1 1
10 min 3 1 1
10 min 4 1 0.5
10 min 5 0.5 1
10 min 6 0.5 0.5
10 min 7 1 1
10 min 8 1 0.5
10 min 9 1 1
10 min 10 0.5 1
10 min 11 0.5 1
10 min 12 0.5 0.5
10 min 13 0.5 1
10 min 14 1 1
10 min 15 1 1
15 min 1 0.75 1
15 min 2 0.5 1
15 min 3 0.5 1
15 min 4 0.75 0.75
15 min 5 0.75 1
15 min 6 0.25 1
15 min 7 0.75 0.75
52
15 min 8 0 1
15 min 9 0.5 0.75
15 min 10 0.5 1
15 min 11 0 1
15 min 12 0.25 1
15 min 13 0.75 1
15 min 14 0.25 1
15 min 15 0.25 1
20 min 1 0 1
20 min 2 1 1
20 min 3 0 1
20 min 4 0 1
20 min 5 1 1
20 min 6 0.5 1
20 min 7 1 0.5
20 min 8 1 1
20 min 9 1 1
20 min 10 0 1
20 min 11 0.5 1
20 min 12 0 1
20 min 13 0 1
20 min 14 0 1
20 min 15 0 1
Evaluación de suplementos hormonales al medio MS
Tratamiento Rep Formación
Callo 8DDS
Formación Callo
15DDS
Formación Callo
30DDS Contaminación Sobrevivencia
MS (testigo) 1 0.000 0.000 0.000 0.000 0.833
MS (testigo) 2 0.000 0.000 0.000 0.000 0.833
MS (testigo) 3 0.000 0.000 0.000 0.000 0.833
MS (testigo) 4 0.000 0.000 0.000 0.000 0.833
MS (testigo) 5 0.000 0.000 0.000 0.000 0.833
MS (testigo) 6 0.000 0.000 0.000 0.000 0.833
MS (testigo) 7 0.000 0.000 0.000 0.000 0.833
MS (testigo) 8 0.000 0.000 0.000 0.000 0.833
MS (testigo) 9 0.000 0.000 0.000 0.000 0.833
MS (testigo) 10 0.000 0.000 0.000 0.167 0.667
MS (testigo) 11 0.000 0.000 0.000 0.000 1.000
MS (testigo) 12 0.000 0.000 0.000 0.000 1.000
MS (testigo) 13 0.000 0.000 0.000 0.000 0.833
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53
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DDS = días después de siembra