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1
UNIVERSIDAD NACIONAL MAYOR DE SAN
MARCOS Universidad del Perú, Decana de América
Fundada en 1551
FACULTAD DE ODONTOLOGÍA
Escuela Académico - Profesional de Odontología
“CAPACIDAD ANTIBACTERIANA DEL YODURO DE POTASIO YODADO
AL 2% COMO SOLUCION ANTISÉPTICA DEL CONDUCTO RADICULAR
EN PACIENTES CON PIEZAS NECRÓTICAS”
TESIS PARA OPTAR
EL TÍTULO DE CIRUJANO DENTISTA
Bachiller: Rosa Nadheza García Villegas
LIMA – PERÚ
2
2010 CAPACIDAD ANTIBACTERIANA DEL YODURO DE POTASIO
YODADO AL 2% COMO SOLUCION ANTISÉPTICA DEL CONDUCTO
RADICULAR EN PACIENTES CON PIEZAS NECRÓTICAS
I. INTRODUCCIÒN 1
II. MARCO TEÓRICO
2.1 Antecedentes 4
2.2 Bases teóricas 14
2.2.1 Enfermedad pulpar 14
2.2.1.1. Necrosis pulpar 16
2.2.1.2. Reacciones inflamatorias de la pulpa 17
• Mecanismo de la inflamación 17
• Microbiología endodóntica 20
2.2.1.3. Infecciones de la pulpa 28
2.2.1.4. Vías de acceso de las bacterias al tejido pulpar 29
• Caries dental 29
• Enfermedad periodontal 30
• Anacoresis 31
• Fractura o exposición mecánica 32
2.2.1.5. Infección bacteriana de la pulpa 33
• Toxinas y otros factores 34
2.2.2 Tratamiento de endodoncia 37
2.2.2.1. Preparación biomecánica 37
2.2.2.2. Irrigación 39
• Objetivos 42
• Beneficios 43
• Mecanismo de la irrigación 45
• Técnica de irrigación 46
3
• Soluciones irrigantes 48
o Clasificación 49
- Alcoholes 49
- Compuestos fenólicos
50
- Sales de metales pesados 50
- Detergentes catiónicos 51
- Peróxido de hidrógeno
51
- Gluconato de clorhexidina
52
- Halógenos 52
Hipoclorito de sodio 52
Yoduro de potasio yodado
55
2.2.3 Diagnóstico microbiológico de las infecciones pulpares
69
2.2.3.1. Indicaciones para la recogida de la muestra 71
2.2.3.2. Recogida de la muestra 71
2.2.3.3. Métodos para el control microbiológico de los
conductos radiculares 72
2.2.3.4. Técnica de cultivo e identificación 74
2.2.3.5. Medios de cultivo 77
2.2.3.6. Medios de transporte 79
2.2.3.7. Técnica para determinar el número y la viabilidad de las
células 79
2.3 Definición de términos básicos
82
2.4 Planteamiento del problema 83
2.4.1. Área problema 83
2.4.2. Delimitación del problema 87
2.4.3. Formulación del problema 89
4
2.5 Justificación 89
2.6 Objetivos 92
2.6.1 Objetivos general 92
2.6.2 Objetivos específicos 92
2.7. Hipótesis 93
III. MATERIALES Y MÉTODOS
94
3.1 Tipo de estudio 94
3.2 Universo 94
3.2.1. Población 94
3.2.2. Muestra 94
3.2.3. Distribución de la muestra 95
3.2.4. Tipo de muestreo 95
3.2.5. Unidad de muestreo 95
3.2.6. Unidad de análisis
95
3.2.7. Criterios de inclusión 96
3.2.8. Criterios de exclusión 96
3.3 Operacionalización de variables 97
3.4 Método, técnica e instrumento de recolección de datos
98
3.4.1 Recursos 98
3.4.2 Procedimiento para la recolección de muestra 101
3.4.3 Métodos e instrumento para la recolección de datos
101
3.4.4 Registro de datos 108
3.4.5. Procesamiento para la recolección de datos 108
IV. RESULTADOS 109
V. DISCUSIÓN 128
5
VI. CONCLUSIONES 132
VII. RECOMENDACIONES 134
RESUMEN/ABSTRACT 135
REFERENCIAS BIBLIOGRAFÍAS 137
ANEXOS 144
6
JURADO DE SUSTENTACIÓN
PRESIDENTE : Mg. Blga. Hilda Moromi Nakata
MIEMBRO : C.D. Tulio Abuhadba Hoyos
MIEMBRO ASESOR : C.D. María S. Ventocilla Huasupoma
7
DEDICATORIA
A Dios por ser mi fortaleza
y por darme la dicha de
haber logrado cumplir mi
primer objetivo.
A mi madre María Villegas,
por su amor, esfuerzo, apoyo
incondicional, por ser la
verdadera artífice de este
trabajo y por ser mi guía y
ejemplo a seguir.
A mi padre Pedro García,
mi angelito desde hace dos
años, porque sé que desde
el cielo me brinda una
sonrisa por la satisfacción
de la promesa cumplida.
A mis tíos Luis y Rosa, por el
cariño y apoyo constante en
el transcurso de toda mi vida
y por permitirme ser parte
importante en su hogar.
8
AGRADECIMIENTOS
A la C.D. María S. Ventocilla Huasupoma por su amistad, asesoría
permanente y apoyo incondicional en la realización del presente
trabajo.
A la Mg. Blga. Hilda Moromi Nakata por su asesoría y constante
orientación científica en el transcurso de la ejecución y redacción del
presente trabajo de investigación.
Al C.D. Tulio Abuhadba Hoyos por su motivación, por sus
conocimientos impartidos y por su interés desarrollado en el tema.
A la Srta. Violeta Chavesta y a la Sra. Maximiana Aquino, personal
técnico del laboratorio de Microbiología de la Facultad de
Odontología de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos por su
valiosa ayuda durante el proceso de ejecución del presente trabajo.
A Edward Chávez, por su apoyo incondicional y motivación constante
para la culminación del presente trabajo.
A todos mis amigos de mi Alma Mater, en especial a Jorge, Jeinmy,
Melissa, Jocy, Vanessa y Magaly, por la amistad brindada durante
todos estos años, por los momentos compartidos y por el apoyo
desinteresado durante la ejecución del presente trabajo de
investigación.
9
I. INTRODUCCIÓN
Los microorganismos orales y las sustancias producidas por ellos
pueden invadir el conducto radicular y lesionar a los tejidos pulpares y
perirradiculares produciendo un cuadro inflamatorio.
La importancia del tratamiento de endodoncia se basa en la obtención
de una conformación cónica de los conductos radiculares por medio de
la preparación biomecánica y alcanzar la máxima limpieza del mismo a
través de diversos agentes físicos, químicos y mecánicos, a fin de
lograr su desinfección completa.
La irrigación, acompañada de la aspiración, es un auxiliar importante
en la instrumentación del conducto radicular que permite la remoción
de los detritos, la reducción del número de bacterias (por acción
mecánica y antimicrobiana de la sustancia utilizada), y el facilitar la
instrumentación al mantener las paredes dentinarias hidratadas,
ejerciendo acción de lubricación.
En piezas dentarias que presentan vitalidad, sin contaminación
bacteriana, se prefiere la aplicación de sustancias biocompatibles que
respeten el remanente pulpar, el tejido periapical y que favorezcan el
reparo posterior. Pero en el caso de piezas dentarias no vitales, el
objetivo de la irrigación será lograr la desinfección del conducto
radicular y la neutralización de las toxinas presentes en el contenido
10
necrótico, optando por productos que cumplan dichos requisitos y que
no agredan a los tejidos periapicales.
En el mercado odontológico existen diferentes tipos de irrigantes que
buscan alcanzar una mejor desinfección y limpieza. Debido a su gran
acción antibacteriana y por ser disolvente tisular, además de
neutralizante de tejidos tóxicos, el hipoclorito de sodio es considerado
el irrigante de primera elección en el tratamiento de piezas no vitales.
Sin embargo, se señala que su poder bactericida es proporcional a su
concentración, además de los diversos reportes de accidentes
ocurridos cuando se sobrepasa más allá del ápice dentario
produciendo diversos síntomas y molestias en el paciente.
La flora de los conductos radiculares relacionados con fracasos en el
tratamiento de endodoncia está formada por un limitado número de
especies microbianas predominantemente grampositivas, entre las
cuales algunas sobreviven al tratamiento quimiomecánico, siendo uno
de ellos el Enterococcus faecalis, con gran capacidad de adaptación y
tolerancia a las condiciones de un medio adverso, siendo difícil su
erradicación.
Se han realizado diversos estudios basados en la búsqueda de la
solución ideal que desinfecte el conducto necrótico sin causar daños a
los tejidos de la mucosa oral.
11
Las soluciones a base de yodo han sido empleadas por décadas en la
odontología, siendo el yodo molecular (I2) el responsable de la
actividad antimicrobiana. Dentro de estas soluciones, el yoduro de
potasio yodado (IKI) ha sido comúnmente utilizado en el campo de la
endodoncia como irrigante y medicación entre citas, demostrando una
alta efectividad, incluso sobre el Enterococcus faecalis.
El propósito del trabajo de investigación es evaluar clínicamente la
capacidad antibacteriana del yoduro de potasio yodado al 2% sobre
bacterias anaerobias como solución irrigante del conducto radicular en
piezas dentarias con necrosis pulpar, bajo la técnica telescópica o Step
Back, comparándolo con el hipoclorito de sodio al 2,5% por ser la
solución de mayor uso y con el suero fisiológico como grupo control.
12
II. MARCO TEÓRICO
2.1. ANTECEDENTES
• Tello (2008) investigó el efecto in vitro del yoduro de potasio yodado
(IKI) al 2% posterior a la preparación quimiomecánica de conductos
radiculares infectados con Enterococcus faecalis. Para ello, empleó
72 primeras molares inferiores permanentes humanos y los infectó
con E. faecalis ATCC 29212, preparó los conductos mediante
instrumentación rotatoria y los distribuyó de manera aleatoria en
cuatro grupos según el irrigante empleado: agua destilada estéril,
hipoclorito de sodio (NaOCl) 1%, NaOCl 1% más IKI 2% durante
cinco minutos y NaOCl 1% más IKI 2% durante 15 minutos. Se
tomaron muestras postoperatorias de los conductos y se realizó la
semicuantificación microbiológica de las unidades formadoras de
colonias (UFC) de las bacterias, para luego comparar los grupos
usando la prueba de Kruskal Wallis con un nivel de significancia de
p>0.05. Los resultados señalaron que el E. faecalis demostró ser
capaz de infectar in vitro consistentemente el sistema de conductos
radiculares y que todos los irrigantes empleados fueron capaces de
disminuir el E. faecalis con el siguiente orden de efectividad de
mayor a menor: NaOCl al 1% más IKI al 2% durante 15 minutos
(95%), NaOCl al 1% más IKI al 2% durante 5 minutos (44%), NaOCl
al 1% (17%) y agua destilada (0%), concluyendo así que bajo las
13
condiciones in vitro del estudio, el uso del yoduro de potasio yodado
al 2% empleado después de la instrumentación por 15 minutos fue
capaz de disminuir significativamente el número de UFC de E.
faecalis con respecto a la irrigación con NaOCl al 1% (p>0,001),
demostrando ser el método más efectivo para eliminar las bacterias
del conducto radicular.1
• Calderón y col (2007) compararon la capacidad de tres
medicamentos intraconductos: clorhexidina (CHX), hidróxido de
calcio (Ca(OH)2) y yoduro de potasio yodado (IKI), individualmente y
en diferentes combinaciones, para inhibir el crecimiento de
Fusobacterium nucleatum. Se sembró dicho microorganismo en
placas de agar y se embebieron discos de papel filtro con cada
medicamento colocándolos sobre la superficie de agar. Las placas
fueron incubadas en una cámara de anaerobiosis durante 7 días. Se
efectuó el registro en milímetros de los radios de las zonas de
inhibición del crecimiento obteniendo que la capacidad
antimicrobiana fue mayor para CHX, seguida por IKI con una
actividad moderada y Ca(OH)2 que presentó escasa capacidad para
inhibir el crecimiento del F. nucleatum. La CHX al 2% inhibió
significativamente mejor el crecimiento bacteriano que el IKI al 4% +
2% y mostró una capacidad antimicrobiana significativamente mayor
que cualquiera de las concentraciones de Ca(OH)2. Por otro lado,
ninguna de las combinaciones de medicamentos intraconductos
14
potenció los efectos antimicrobianos de los medicamentos
evaluados.2
• Baker y col (2004) investigaron la eficacia del Ca(OH)2, Betadine,
Betadine Scrub y del yoduro de potasio yodado (IKI) en la
eliminación de E faecalis de túbulos dentinarios infectados y el
aumento de su acción antimicrobiana con la adición de surfactantes,
además, si el efecto de los medicamentos que contenían yodo
ocurrían durante el tiempo de exposición o si era un efecto residual.
Para ello, se seccionaron 5 mm de discos de dentina de 129 raíces
de incisivos bovinos y se infectaron con E faecalis. Los conductos
fueron instrumentados y se colocaron en cada uno de ellos uno de
los siete medicamentos (10% Ca(OH)2, Betadine e IKI, cada uno con
o sin surfactante, y Betadine Scrub), mientras que los controles
recibieron solución salina. Las muestras fueron incubadas y divididos
en dos grupos según tiempo de exposición: 15 minutos y 24 horas.
Los hallazgos determinaron que a las 24 horas, tanto el Betadine
Scrub como el IKI arrojaron 90% de muestras estériles, el Betadine
sólo un 10% y el Ca(OH)2 fracasó en la eliminación del E. faecalis.
Por otro lado, Betadine (3.3 ± 1.6) y Betadine Scrub (1.8 ± 1.7)
fueron significativamente menos efectivos a los 15 minutos que a las
24 horas, mientras que el IKI (0.1 ± 0.4) fue el único agente eficaz en
ambos casos, por lo que se concluyó que tiene una muy alta
probabilidad de eliminar E .faecalis cuando el tiempo de contacto es
15
corto, como son 15 minutos, lo cual corresponde al tiempo clínico de
contacto de un irrigante endodóncico. Además, los resultados
mostraron que la adición de surfactante no mejoró la acción
antimicrobiana de ningún medicamento y que ningún efecto residual
del yodo contenido en los medicamentos podía ser confirmado.3
• Sirén y col (2004) basándose en diversos estudios que demostraron
una alta tasa de éxito cuando la terapia de canales radiculares se
encuentran libres de bacterias al momento de la obturación y la
asociación existente del Enterococcus faecalis con infecciones
endodóncicas persistentes, decidieron comprobar la efectividad in
vitro del hidróxido de calcio y de su incremento en su actividad
antibacteriana en conjunto con el yoduro de potasio yodado y
clorhexidina, y evaluar la citotoxicidad de dichas combinaciones y su
efecto en la alcalinidad. Trabajaron con muestras de dientes de
bovino; mientras que el hidróxido de calcio era incapaz de matar E.
faecalis en la dentina, el IKI fue el agente más efectivo logrando una
desinfección hasta de una profundidad de 700 µm en un día,
mientras que la clorhexidina, y las combinaciones de hidróxido de
calcio con clorhexidina y con IKI respectivamente mostraron
actividad antibacteriana poco más de 200 µm; en una segunda
revisión, luego de 7 días, recién se observó una actividad tanto de la
clorhexidina, IKI y combinaciones a una profundidad de 950 µm,
siendo nula para el hidróxido de calcio; todo esto sin afectar la
16
alcalinidad de la suspensión del hidróxido de calcio. Esto podría ser
asumido como que las combinaciones tienen el potencial para ser
usado como medicamentos de largo plazo, sin resultar más tóxicos
que sus componentes puros.4
• Portenier y col (2002) investigaron la actividad antibacteriana del
digluconato de clorhexidina y del yoduro de potasio yodado sobre el
Enterococcus faecalis en presencia de dentina, matriz de dentina,
dentina tratada previamente por EDTA y ácido cítrico, colágeno y
células muertas de Enterococcus faecalis y Candida albicans. Las
bacterias sobrevivientes fueron tomadas como muestras después de
una hora y de 24 horas de incubación. La matriz de dentina y las
células muertas fueron los inhibidores más efectivos de la
clorhexidina, la dentina pretratada por ácido cítrico y EDTA mostró
solo una pequeña inhibición, mientras que la dentina y las fibras de
colágeno mostraron poca inhibición a la hora pero no después de las
24 horas. El yoduro de potasio yodado fue efectivamente inhibido
por la dentina, matriz de dentina y células microbianas muertas,
mientras que las fibras de colágeno y dentina pretratadas por EDTA
o por ácido cítrico mostraron un pequeño o casi ningún efecto
inhibitorio, concluyéndose así que los diversos componentes de la
dentina son responsables por los patrones divergentes de inhibición
de la actividad antibacteriana del digluconato de clorhexidina y el
yoduro de potasio yodado, y que el tratamiento químico de dentina
17
antes de la aplicación de la medicación dentro de los canales
radiculares podría alterar el efecto antibacteriano de la medicación.5
• Basson y col (2001) evaluaron la efectividad de dos medicamentos
radiculares y de la clorhexidina en solución con respecto al
Actinomyces israelii en los túbulos dentinarios in vitro, debido a la
persistencia de las bacterias anaeróbicas en el sistema de canales
radiculares, y a su retención en los túbulos dentinarios, lo cual a
menudo conlleva a un tratamiento no exitoso. Los túbulos
dentinarios de las paredes radiculares fueron experimentalmente
infectados con A. israelii y posteriormente expuestos a IKI, hidróxido
de calcio o clorhexidina al 2% por periodos de 3, 7 y 60 días. Al final
del periodo de medicación, las muestras fueron removidas a
diferentes profundidades y se midió la viabilidad del A. israelii,
hallando que la solución de clorhexidina fue el único desinfectante
capaz de eliminar dicho microorganismo de todas las muestras
mientras que el 25% de especies tratadas con IKI y 50% de especies
tratadas con hidróxido de calcio todavía tenían dichas bacterias
viables luego del tratamiento, concluyendo así la superioridad de
dicho irrigante sobre los otros dos medicamentos en la eliminación
del A. israelii.6
18
• Peciuliene y col (2001) en un estudio realizado determinaron la
frecuencia y el rol de cepas gramnegativas y especies de
Enterococcus en dientes obturados asintomáticos con periodontitis
apical crónica y el efecto antimicrobiano de la irrigación del yoduro
de potasio yodado. Los pacientes fueron divididos en dos grupos: en
el grupo A los conductos radiculares fueron medicados con hidróxido
de calcio por 10-14 días luego de haber sido instrumentados,
mientras que el grupo B los canales fueron irrigados con IKI por 5
minutos luego de la instrumentación. Muestras biológicas fueron
tomadas antes y después de la preparación quimiomecánica y luego
de la irrigación con IKI (grupo B) Los resultados mostraron que los
microorganismos aislados fueron Escherichia coli, Klebsiella
pneumoniae y Proteus mirabilis, pero con predominio del E. faecalis.
En el grupo A se detectó un 82,5% de crecimiento bacteriano, con E.
faecalis presente en el 64% de los cultivos positivos, mientras que
en el grupo B todas las muestras excepto una (2.5%) fueron
negativos. Se concluyó que existe una alta prevalencia de bacterias
entéricas en dientes obturados con periodontitis apical crónica, y que
la solución de yoduro de potasio yodado (IKI) mejoró el efecto
antimicrobiano del tratamiento.7
• Gencoglu y col (1992) estudiaron in vitro la efectividad antibacteriana
de cuatro medicamentos intraconductos: hidróxido de calcio
(CALACEPT), paraclorofenol alcanforado (CPCP), Cresophene y
19
yoduro de potasio yodado (IKI) al 2% contra cuatro
microorganismos anaeróbicos obligados como son Streptococcus
mutans, Peptostreptococcus anaerobius, Porphyromonas gingivalis y
Fusobacterium nucleatum, por 10 y 15 minutos. Se utilizaron 24
puntas de papel absorbente reesterilizadas donde 20 fueron
sumergidos en una placa petri conteniendo el inóculo (de uno de los
microorganismos) por 3 minutos mientras que las 4 puntas restantes
fueron usadas como control. 10 ml de uno de los medicamentos a
evaluar fueron colocados en cada una de las 20 placas, donde se
colocaron las puntas de papel para ser removidas diez de ellas
después de 10 minutos y las diez restantes luego de 15 minutos, y
ser colocadas en tubos con 10 ml de tioglicolato, para luego ser
transportadas a placas con agar sangre, dentro de un Sistema de
Jarra Gas Pack Anaeróbica para lograr condiciones anaeróbicas,
incubadas a 37°C por 72 horas. IKI al 2% resultó ser efectivo sólo
contra F. nucleatum y P. gingivalis, mientras que los otros fueron
efectivos contra los cuatro microorganismos.8
• Ørstavik y col (1990) probaron la efectividad de ciertos irrigantes y
medicamentos endodóncicos sobre microorganismos en muestras
de dentina de bovinos infectados experimentalmente con
Enterococcus faecalis, Streptococcus sanguis, Escherichia coli y
Pseudomona aeruginosa. Los conductos radiculares fueron
preparados y limpiados con tratamiento ultrasónico con EDTA e
20
hipoclorito de sodio, para luego ser infectados con dichos
microorganismos por un periodo no menor de 14 días. E. faecalis
infectó rápidamente la longitud total de los túbulos dentinarios, S.
sanguis requirió 2 semanas para una completa infección, E. coli sólo
penetró 600 micrones luego de un largo periodo de incubación,
mientras que P. aeruginosa infectó la dentina rápidamente pero en
muy baja cantidad. E. faecalis persistió al menos 10 días después
del retiro de los nutrientes mientras que los otros murieron en un
periodo de 4 a 48 horas. Los medicamentos endodóncicos fueron
aplicados a fin de realizar una comparación de su potencia
antimicrobiana, hallándose que el paramonoclorofenol alcanforado
fue más eficiente que el Calasept (hidróxido de calcio), y que de los
irrigantes puestos a prueba, el yoduro de potasio yodado resultó ser
más potente que el hipoclorito de sodio y la clorhexidina, además de
ser capaz de penetrar los túbulos dentinarios para eliminar S.
sanguis a una profundidad mayor de 1000 µm dentro en un tiempo
de 5 minutos. La presencia del barro dentinario retrasó, pero no
eliminó los efectos de dichos medicamentos.9
• Safavi y col (1990) realizaron un estudio en el cual infectaron in vitro
Streptococcus faecium dentro de los túbulos dentinarios de canales
radiculares. Dichas muestras, divididas en dos grupos, fueron
expuestas a hidróxido de calcio y a yoduro de potasio yodado por
separado, en distintos periodos de tiempo. Los efectos de los dos
21
agentes sobre la viabilidad microbiana fueron evaluados y
comparados, resultando que el yoduro de potasio yodado logró una
desinfección efectiva, eliminando Streptococcus faecium de los
túbulos dentinarios infectados en 10 minutos, en contraste con las
bacterias que permanecieron viables en la dentina después de
tratamiento de hidróxido de calcio, al cual le tomó 24 horas.10
22
2.2. BASES TEÓRICAS
2.2.1. ENFERMEDAD PULPAR
La mayor parte de la terapia de endodoncia está encaminada,
directa o indirectamente, a la eliminación de los microorganismos
existentes y a la prevención de la infección o reinfecciones de la
pulpa y tejidos periapicales.
Dos hechos pueden tener lugar después de un primer daño a la
pulpa: las lesiones desaparecen después de algún tiempo, o se
destruye gradualmente y finalmente se necrosa.11
Entre los factores que causan la inflamación de la pulpa dental
destacan los siguientes:
- Pérdida de tejido dental (caries, abrasión, atrición, erosión, al
dejar los túbulos dentinarios expuestos a las bacterias y sus
productos)
- Tratamientos restauradores (al seccionar los procesos
odontoblásticos, generar calor y provocar deshidratación).
- Materiales de restauración (toxicidad, acidez, calor que generan
al fraguar y su capacidad de producir deshidratación, eliminación
incompleta de la caries, contaminación salivar e incorporación de
bacterias a la capa de barrillo dentinario durante la preparación
de la cavidad)
23
- Microfiltraciones (las bacterias y sus productos pueden
difundirse por los túbulos dentinarios e inducir una respuesta
inflamatoria)12
La causa más común de una destrucción pulpar son los
microorganismos orales, cuyos productos nocivos aumentan la
necrosis de dicho tejido, directa o indirectamente a través de una
reacción inflamatoria.11
Por lo general, los análisis radiográficos de los dientes infectados
presentan destrucción periapical, mientras que los dientes estériles
no muestran señales radiográficas de inflamación en el periápice.13
Las características patogénicas de una infección endodóncica
dependen de las propiedades de las especies bacterianas
infectantes, las condiciones de los tejidos de la pulpa y los factores
de defensa del hospedador.11
Ingle muestra estudios realizados por otros investigadores en el
que más de 60% de todas las pulpas necróticas estaban infectadas
en el momento de la apertura inicial. En dientes que también tenían
lesiones periapicales, un 80% en promedio estaban infectados.
En un estudio pequeño pero bien controlado de pulpas necróticas
que tenían intactas las cámaras, por medio de una técnica
anaeróbica estricta, Sundqvist observó que todas las piezas con
radiolucidez periapical estaban infectadas. El tipo de
24
microorganismos señalados varió notablemente e incluyó todas las
especies bacterianas de la cavidad bucal. La mayor parte de los
microorganismos infectantes eran anaerobios.14
2.2.1.1. NECROSIS PULPAR
Es la muerte de la pulpa y el final de su patología, cuando no
pudo reintegrarse a su normalidad funcional. Se transforma en
gangrena por invasión de los gérmenes saprofitos de la cavidad
bucal que provocan importantes cambios en el tejido
necróticos.15
Por lo general son dientes asintomáticos ante cualquier tipo de
estímulo (frío, calor, vitalómetro, percusión, prueba cavitaria,
etc.), con cambio de coloración de la corona. Radiográficamente
se observa caries profunda con formación de un área
radiolúcida, indicativa de la lesión. No presenta vitalidad, dolor,
movilidad ni edema.16
La necrosis puede aparecer tras una pulpitis irreversible o como
consecuencia de un traumatismo que interrumpa el aporte
sanguíneo pulpar. No se obtienen resultados en las pruebas
pulpares térmicas o eléctricas, aunque en un diente posterior
puede mantener su vitalidad el tejido pulpar de más de un
conducto, por lo que los resultados no serán concluyentes. En la
mayoría de los casos se observarán cambios perirradiculares en
las radiografías. La palpación y la percusión darán resultados
25
positivos si la alteración pulpar se ha extendido al tejido
perirradicular.12
Pueden considerarse dos situaciones:
• Necrosis aséptica. Es la muerte pulpar sin participación de
microorganismos. Generalmente es originada por
traumatismos que provocan la ruptura del paquete vásculo
nervioso a nivel del foramen apical. Al quedar sin irrigación el
tejido pulpar se necrosa. También ocurre en traumatismos
progresivos de mediana intensidad como en la oclusión
traumática.17
• Necrosis séptica. Es la muerte pulpar por invasión bacteriana,
frecuentemente a causa de la caries dental. También es
causada por una pulpitis crónica no tratada. El proceso es
continuo y progresivo hasta comprometer íntegramente la
pulpa dentaria, no sólo el conducto radicular directamente
relacionado sino también los conductos radiculares más
distantes.17
2.2.1.2. REACCIONES INFLAMATORIAS DE LA PULPA
o MECANISMO DE LA INFLAMACIÓN
Las estructuras y funciones pulpares son alteradas, en
ocasiones en forma radical, por las lesiones y la inflamación
resultante.18
26
Como parte de la reacción inflamatoria, los leucocitos
polimorfonucleares son atraídos por quimiotaxis hasta el sitio
afectado tratando de establecer una barrera en la zona de
ataque. Las bacterias o las células pulpares moribundas son
fagocitadas y expuestas a estímulos mortales, causando la
liberación de enzimas lisosómicas, pudiendo atacar al tejido
normal circundante, dando por resultado daño adicional.15, 18
Los subproductos de la hidrólisis de colágeno y fibrinógeno
pueden actuar como cininas, produciendo vasodilatación y
aumento en la permeabilidad vascular. El líquido que escapa
tiende a acumularse en los espacios intersticiales de la pulpa,
pero debido a que estos espacios son limitados, se eleva la
presión dentro de la cámara pulpar. Esta presión tisular elevada
produce graves efectos sobre la microcirculación local.
Cuando la presión tisular local excede a la presión venosa local,
los vasos locales tienden a cerrarse, lo que incrementa su
resistencia; de este modo la sangre se aleja de esta zona de
mayor presión tisular en busca de zonas de menor resistencia.18
La presión persistente continúa obstaculizando la circulación.
Las consecuencias de un descenso en el flujo sanguíneo son
mínimas en los tejidos normales pero graves en los tejidos
inflamados, debido a que el bloqueo de la circulación permite
que se acumulen irritantes tales como enzimas nocivas, factores
quimiotóxicos y toxinas bacterianas.
27
Este evento puede propiciar el desarrollo del “síndrome de
compartimento”, en el cual la presión tisular elevada en un
espacio limitado altera la estructura y deprime gravemente el
funcionamiento de los tejidos localizados dentro de ese espacio,
lo que conduce a la muerte celular, que a su vez produce
inflamación con escape de líquido y aumento de la presión
dentro del compartimento. El aumento de la presión cierra las
venas, incrementando así la resistencia al flujo sanguíneo a
través de los capilares. La sangre es entonces desviada de las
raíces de presión alta hacia áreas más “normales”. Así, se
produce un círculo vicioso en el que las regiones inflamadas
tienden a inflamarse más debido a que tienden a limitar su
propio flujo de nutrientes sanguíneos.18
La inclusión del tejido pulpar dentro de las duras paredes de
dentina previene su expansión durante las fases hiperémica y
edematosa de la inflamación, con lo que ésta da lugar a un
incremento de la presión interna. Este hecho afecta seriamente a
la circulación de la pulpa inflamada, 11 con la imposibilidad de
lograr una cicatrización calcificada y puede consecuentemente
necrosarse, con el exiguo escombro de elementos destruidos a
través del foramen apical.15
El efecto simultáneo de productos tóxicos y otros irritantes da
lugar a menudo a una muerte más rápida y una necrosis final de
28
toda la pulpa. Si se elimina el irritante o se debilita en un estadío
precoz de la inflamación, la pulpitis aguda evoluciona a una
pulpitis crónica o puede revertir. La mayor parte de las pulpas
infectadas necróticas no producen dolor.11
En base a ciertos hallazgos, se asume que los lipolisacáridos de
bacterias gramnegativas juegan un rol en las respuestas
inflamatorias e inmunológicas de los tejidos periapicales con
canales radiculares infectados. Gunnar señala que la actividad
de las endotoxinas de muestras de canales radiculares fue
correlacionada con la presencia y el número de bacterias
gramnegativas en los conductos radiculares.13
Si el irritante perdura, la pulpitis crónica desemboca en una
necrosis completa de la pulpa. 11
o MICROBIOLOGÍA ENDODÓNTICA
Las bacterias son microorganismos unicelulares, procariotas,
que no tienen núcleo ni orgánulos internos. Presentan una
amplia variedad de tamaños y formas, en la que se distingue tres
tipos fundamentales: coco, bacilo y formas helicoidales (vibrio,
espirilo, espiroqueta)
ESTRUCTURA DE LA CÉLULA BACTERIANA
Carecen de un núcleo delimitado por una membrana aunque
presentan un nucleoide. El citoplasma carece de orgánulos
29
delimitados por membranas y de las formaciones
protoplasmáticas propias de las células eucariotas. Presenta
plásmidos, pequeñas moléculas circulares de ADN que
coexisten con el nucleoide, vacuolas (gránulos que contienen
sustancias de reserva) y ribosomas de tipo 70S (utilizados en la
síntesis de proteínas).
Una membrana citoplasmática compuesta de lípidos rodea el
citoplasma. La mayoría posee una pared celular, compuesta por
peptidoglicano. Algunas bacterias presentan una segunda
membrana lipídica (membrana externa) rodeando a la pared
celular. El espacio comprendido entre la membrana
citoplasmática y la pared celular (o la membrana externa si esta
existe) se denomina espacio periplásmico. Algunas presentan
una cápsula y otras son capaces de evolucionar a endosporas.
Entre las formaciones exteriores propias de la célula bacteriana
destacan los flagelos y los pili. (Figura 1)
jkkA. Pili jkkB. Ribosomas
jkkC. Cápsula jkkD. Pared celular
jkkE. Flagelo jkkF. Citoplasma jkkG.Vacuola jkkH. Plásmido
jkkI. Nucleoide J-J. J. J. iiiiiJ. Membrana
iiiiiiiiicitoplasmática
FIGURA 1. ESTRUCTURA DE LA CÉLULA BACTERIANA.
30
ESTRUCTURAS INTRACELULARES
La membrana citoplasmática bacteriana es una bicapa lipídica
compuesta fundamentalmente de fosfolípidos en la que se
insertan moléculas de proteínas. Realiza numerosas funciones
entre las que se incluyen las de barrera osmótica, transporte,
biosíntesis, transducción de energía, centro de replicación de
ADN y punto de anclaje para los flagelos. Muchas importantes
reacciones bioquímicas que tienen lugar en las células se
producen por la existencia de gradientes de concentración a
ambos lados de una membrana. La ausencia de membranas
internas en las bacterias significa que estas reacciones tienen
que producirse a través de la propia membrana citoplasmática.
Las bacterias carecen de núcleo celular, mitocondrias,
cloroplastos y de los otros orgánulos presentes en las células
eucariotas, tales como el aparato de Golgi y el retículo
endoplasmático. El material genético está organizado en un
único cromosoma situado en el citoplasma, dentro del nucleoide,
y contiene al cromosoma, proteínas asociadas y ARN.
ESTRUCTURAS EXTRACELULARES
Disponen de una pared celular que rodea a su membrana
citoplasmática, compuesta de peptidoglicano, sustancia formada
por cadenas de polisacárido enlazadas por péptidos que
31
contienen aminoácidos D, que no se encuentran en las
proteínas, y protegen a la pared de las peptidasas.
Existen dos tipos de pared celular:
- Grampositivas, con una pared celular gruesa conteniendo
numerosas capas de peptidoglicano en las que se inserta
ácido teicoico.
- Gramnegativas, con una pared fina, consistente en pocas
capas de peptidoglicano, rodeada por una segunda
membrana lipídica (membrana externa) conteniendo
lipopolisacáridos y lipoproteínas. (Figura 2)
Bacteria Grampositiva. 1. Membrana citoplasmática. 2. Pared celular. 3. Espacio periplásmico.
Bacteria Gramnegativa. 4. Membrana citoplasmática. 5. Pared celular. 6. Membrana externa. 7. Espacio periplásmico.
FIGURA 2. PAREDES CELULARES BACTERIANAS.
Muchas bacterias son capaces de acumular material en el
exterior para recubrir su superficie. Dependiendo de la rigidez y
su relación con la célula se clasifican en cápsulas y glicocálix.
Estas estructuras protegen a las bacterias pues dificultan que
sean fagocitadas por los macrófagos. También pueden actuar
como antígenos y estar implicadas en el reconocimiento
32
bacteriano, así como ayudar a la adherencia superficial y a la
formación de biopelículas.
La invasión bacteriana de las superficies dentinarias expuestas
dentro de los túbulos dentinarios es menos extensiva en dientes
vitales que en no vitales debido a que los primeros tienen
procesos odontoblásticos con vida y soporte de fibras colágenas
dentro de los túbulos que dirigen el flujo del fluido de dentina de
la pulpa a una presión constante.19
En la actualidad, son más de 300 especies bacterianas
reconocidas como habitantes normales en la cavidad oral,
aunque muy pocas han sido aisladas de los conductos
infectados.4
La variedad de gérmenes es mucho menor en contacto con la
zona periapical y predominan en la mayoría de los casos los
Estreptococos viridans (alfahemolíticos), pudiendo encontrarse
también, aunque en una proporción muy inferior, otras
variedades de estreptococos (betahemolíticos, gamma no
hemolíticos y enterococos), Estafilococos albus y aureus
(predominando los primeros), lactobacilos y hongos (Candida
albicans). La presencia de lactobacilos y hongos en la
profundidad del conducto indica generalmente contaminación del
medio bucal.15
33
Los microorganismos anaerobios han sido encontrados en
ciertos casos de necrosis pulpar y lesiones periapicales.8 Según
Muñante, en un estudio realizado en 18 conductos radiculares
con diagnóstico de necrosis pulpar séptica asintomática, se
identificaron bacterias anaerobias estrictas y facultativas
obteniendo que los géneros bacterianos más frecuentemente
aislados fueron: Actinomyces, Fusobacterium, Prevotella,
Bifidobacterium, Veillonella y Lactobacillus, concluyendo así que
las infecciones predominantes en los conductos radiculares son
del tipo mixto, existiendo un alto porcentaje de microorganismos
anaerobios estrictos involucrados en la patología pulpar y
periapical.20
Asimismo, Pumarola y colaboradores definen que las bacterias
anaeróbicas juegan un papel trascendente en las gangrenas
pulpares y periodontitis apicales, colonizando con mayor
prevalencia ambas floras microbianas.
Por otro lado, siendo las bacterias anaeróbicas las observadas
en mayor número en los canales radiculares dolorosos,
comparado con las vistas en aquellos canales sin dolor, esto es
un indicador de su papel en la patogénesis del dolor.21
En los casos de conductos infectados que no han estado en
contacto aparente con el medio bucal, los microorganismos que
34
se localizan casi con exclusividad son los estreptococos, y en
alguna ocasión los estafilococos, e incluso los neumococos.15
Concretamente se han encontrado que microorganismos
anaerobios gramnegativos predominan en los canales
radiculares con pulpas necróticas de piezas donde no se ha
efectuado tratamiento y que están asociados a procesos
agudos.13 Por otra parte, y luego de efectuado el tratamiento de
conductos, el número de estos anaerobios gramnegativos es
reducido considerablemente cediendo paso a una microflora
dominada por bacterias anaerobias facultativas grampositivas
que son, aparentemente, mucho más resistentes a las medidas
terapéuticas.
Cuando las condiciones ecológicas en el conducto radicular
cambian durante el tratamiento, los microorganismos que
sobreviven a ellos puedan tolerar la alcalinidad, la carencia de
nutrientes y el incremento del nivel de O2. Por ello, la infección
cambia de ser polimicrobiana hacia una población de flora
anaeróbica a una facultativa, o inclusive monoinfecciosa, siendo
el E. faecalis reportado como capaz de sobrevivir en un
ambiente alcalino, y sus especies asociados a menudo con
infecciones endodóncicas persistentes.4
35
CUADRO 01. BACTERIAS AISLADAS FRECUENTEMENTE DE PULPAS NECRÓTICAS INFECTADAS 22
GÉNERO ESPECIES COMUNES
BACTERIAS ANAEROBIAS ESTRICTAS
Bacilos gramnegativos
Porphyromonas P. gingivalis, P.
endodontalis
Prevotella P. oralis, P. oris
P. buccae, P. Intermedia
P. melanigenica
Mitsuokella
Fusobacterium F. nucleatum
F. necrophorum y otras
Selenomonas S. sputigena
Treponema
Bacilos grampositivos Eubacterium E. alactolyticum, E.
lentum
Cocos grampositivos
PeptostreptococcusP. anaerobius, P. micros
P. prevotti, P. magnus
P. Asaccharolytictus
Cocos gramnegativos Veillonella V. parvula
BACTERIAS ANAEROBIAS FACULTATIVAS
Cocos grampositivos Streptococcus S. mitis, S. Anginosus
S. oralis, S. intermedius
Enterococcus E. faecalis, E. faecium
Campylobacter
36
2.2.1.3. INFECCIONES DE LA PULPA
Los microorganismos pueden encontrarse libres en el conducto
radicular o colonizando en grado variable las paredes de los
conductos y los túbulos dentinarios hasta el agujero apical.12
El carácter y la extensión del daño, las condiciones del tejido
pulpar, el número total de bacterias y los factores de virulencia
de los microorganismos infectantes determinan el curso de la
infección bacteriana.
Los factores de virulencia tienen un efecto directo en los tejidos
iniciando las reacciones inflamatorias. Las combinaciones de
distintas especies bacterianas a menudo se potencian causando
una infección más grave.11
Una flora mixta parece en mejores condiciones de sobrevivir que
las monoinfecciones, ya que una cepa puede sintetizar
nutrientes que necesita otra; sin embargo, la proliferación de una
especie puede producir la desaparición de otra.
Al cambiar la fuente de nutrientes y las concentraciones de los
diversos productos metabólicos también varía la flora
microbiana, y de esta relación entre los microorganismos y las
condiciones imperantes dependerán qué cepas sobreviven. Por
consiguiente, la virulencia de la flora puede variar con el tiempo.
Los microorganismos pueden quedar suspendidos en la luz del
conducto radicular si éste se llena de líquido, o en las paredes
37
de los conductos radiculares formando colonias de una sola
forma bacteriana o agregados de varias formas.12
2.2.1.4. VÍAS DE ACCESO DE LAS BACTERIAS AL TEJIDO PULPAR
Las bacterias, para producir problemas endodóncicos deben
llegar a la cavidad pulpar, lográndolo por diversas vías.14, 23
• Caries dental
Es la causa más frecuente de muerte pulpar.15 En los procesos
cariosos las bacterias se identifican siempre en los túbulos de
dentina ya que el tamaño promedio de las bacterias (0.3 µm)
aisladas de la cavidad pulpar es menor del diámetro promedio
del túbulo (1 a 3 µm)
La muerte de la pulpa como consecuencia de la acción
toxicobacteriana en una caries penetrante, anula la barrera
defensiva que impide a los gérmenes alcanzar las paredes del
conducto y el tejido conectivo periapical.15 El resultado es la
comunicación de los tejidos pulpares blandos con la cavidad
bucal a través de los túbulos dentinarios, como se ha
demostrado por estudios de penetración de colorantes y por
experimentos con marcadores radiactivos.18
Las bacterias grampositivas predominan entre las bacterias
invasoras en un proceso carioso. Algunos investigadores han
encontrado exclusivamente lactobacilos, mientras que otros
38
también han encontrado estreptococos (p.e. Streptococcus
oralis y Streptococcus arginosus), propionibacterias,
Actinomyces spp, y algunos bacilos grampositivos y
gramnegativos anaerobios estrictos no esporulados, la mayoría
no móviles.11, 24
Si parte de la pulpa está dañada e incluso necrótica, las
bacterias aumentan rápidamente en número, y numerosos
leucocitos polimorfonucleares contribuyen a la formación de
pus.11
• Enfermedad periodontal
Las bolsas periodontales profundas permiten el acceso a las
bacterias y sus productos al espacio pulpar a través de los
canales bilaterales que a menudo surgen en la región de
bifurcación de las raíces y en el tercio apical.14, 23
En piezas intactas pero con ataque del periodonto, la mayor
parte de las pulpas (79%) muestran algún grado de inflamación
con pulpitis (37%), pulposis (32%) y necrosis (10%). Sin
embargo, Langeland ha señalado que la pulpa queda seriamente
dañada sólo cuando las bacterias penetran en el agujero apical y
en los grandes vasos sanguíneos.14, 23 Se han encontrado que
anaerobios como Veillonellas, Fusobacterium y Actinomyces
tienen especial predilección por esta vía.23
39
Proliferación selectiva después de invasión bacteriana de
caries y lesiones periodontales
Las dos entidades patológicas comunes que son caries y
periodontitis “escogen” a las bacterias para la infección pulpar,
microorganismos que toleran los medios anaerobios y
acidúricos.
Dentro de la dinámica de estas lesiones, muchas especies
proliferan y desaparecen. Al tener edad la lesión, el número
relativo de anaerobios obligados como son Veillonella,
Fusobacterium, y Actinomyces aumenta a expensas de bacterias
aerobias como Nocardia y especies aerobias de Neisseria.14
• Anacoresis
La pulpa también puede quedar sembrada de microorganismos
por el mecanismo de la anacoresis, en el cual el tejido enfermo
atrae bacterias cuando ocurre bacteremia.14 Si bien no ha podido
probarse la localización de gérmenes provenientes del sistema
circulatorio en la pulpa sana de un diente normal, esta fijación
parece ser factible en pulpas previamente inflamadas.15 Stanley
ha llegado inclusive a encontrar cepas de Mycobacterium leprae,
lo que da a entender que cualquier microorganismo presente en
una bacteriemia puede llegar al tejido pulpar.23
Casi todas las bacterias aisladas de piezas no vitales intactas se
han calificado como especies que residen en la cavidad bucal.
40
Una gran proporción de ellas son anaerobios de los géneros
Bacteroides, Peptostreptococcus y Corynebacterium.
Grossman intentó identificar el origen de las bacterias en dientes
intactos al colocar una especie bacteriana fácilmente
identificable Serratia marcesens dentro del surco gingival de
dientes de perro, y sólo después que fueron sometidos a
traumatismo intenso, pudo recuperarse de la pulpa la especie
mencionada. Según se piensa, las vías que mediaron entre el
surco gingival y el tejido traumatizado fueron la hematógena o
por los conductos linfáticos.14
• Fractura o exposición mecánica
La exposición o descubrimiento del tejido pulpar en un diente
intacto asintomático permite la penetración de bacterias
residentes y transitorias provenientes de la cavidad bucal. Las
primeras habitan por lo regular en tejidos blandos y duros de la
boca, en tanto que las segundas incluyen miembros de la familia
Enterobacteriaceae, como son Escherichia coli, Pseudomona
aeruginosa y Proteus vulgaris.
Por esta vía obviamente no hay una “selección” activa de los
microorganismos, sino la casualidad es la que rige la naturaleza
y el número de bacterias que infectan la pulpa.14
Si un golpe provoca la muerte de la pulpa y no la expone al
medio bucal, el tejido pulpar necrótico suele permanecer mucho
41
tiempo encerrado en su rígida cubierta por esmalte sin
infectarse; pero los microorganismos pueden también alcanzarlo
por distintas vías, dándole carácter infeccioso al trastorno.15
2.2.1.5. INFECCIÓN BACTERIANA DE LA PULPA
Algunas especies bacterianas aisladas del espacio pulpar tienen
características que complican el proceso patológico y su
tratamiento:
1. Algunas son refractarias a la acción de antibacterianos
(Bacteroides fragilis, Pseudomona aeruginosa,
Staphylococcus aerus y Streptococcus faecalis)
2. Algunas pueden sintetizar productos que cambian el equilibrio
del proceso infeccioso a favor del microorganismo invasor,
como toxinas, cápsulas, irritantes metabólicos y enzimas
extracelulares que degradan tejidos o inactivan antibióticos.
3. Algunas pueden iniciar infecciones en sitios distantes de la
pieza dental por la aparición de bacteremia.14
Suelen aceptarse que estas características, junto con otras,
generan los atributos invasores, tóxicos o de ambos tipos, que
se necesita para que ocurra a plenitud la invasión bacteriana. La
invasividad es la capacidad de la bacteria para pasar por el
punto de entrada y diseminarse a otras regiones, ocasionando
lesión notable de los tejidos en la vecindad inmediata al punto de
42
entrada, en tanto que las toxinas dañan los tejidos en sitios
distantes.14
• Toxinas y otros factores
En el tejido pulpar infectado también se han identificado
endotoxinas y enzimas extracelulares. Las primeras son un
componente superficial integral de la pared de los gramnegativos
y casi todas las bacterias de esta categoría elaboran endotoxina
en forma de complejos de los lipopolisacáridos de la pared. La
endotoxina es liberada después de la desintegración de la
partícula bacteriana, y es la que produce diversos efectos
biológicos que incluyen fiebre, intensificación de las respuestas
sistémicas a la adrenalina, choque vasomotor, estimulación de la
actividad linfocítica y reabsorción de hueso.14
La importancia clínica de la fase de proliferación o crecimiento
muestra la eficiencia y velocidad con la cual se sintetizan las
toxinas, enzimas extracelulares, e irritantes metabólicos. La
obturación de un canal radicular que cierra el orificio de la raíz al
paso de estas sustancias aminora sin duda la posibilidad de que
persistan lesiones activas.
En una pulpa o tejido periapical fuertemente infectado cabe
recurrir a medicamentos, sustancias de irrigación antibacteriana
o antibióticos, ya que es importante la asepsia y el
43
desbridamiento meticuloso del conducto radicular para mejorar
la curación y la eficacia de los agentes endodóncicos.14
El mayor problema en el tratamiento de un conducto con
gangrena pulpar es la presencia de gérmenes en las paredes de
la dentina, en la profundidad de la misma y en los posibles
conductos laterales y delta apical. Si estos gérmenes persisten
después de la intervención y son capaces de alcanzar el tejido
conectivo del periápice, provocarán, mantendrán o agravarán
una lesión periapical de acuerdo con el número, patogenicidad y
virulencia de las bacterias presentes.15
Numerosos estudios clínico-prospectivos efectuados posterior a
la fase de obturación han demostrado la importancia de la
eliminación bacteriana en el éxito del tratamiento de
conductos.24, 25
La causa principal de la infección residual en los conductos fue
la eliminación incompleta del sustrato,18 mostrando algunos
estudios una alta tasa de éxitos en casos donde los conductos
estaban libres de microorganismos al ser obturados.4
Aunque la complicación periapical es un problema agregado al
de la gangrena pulpar, conviene dejar bien establecido que por
tratarse de una consecuencia de esta última, sólo si se elimina la
infección del conducto, es decir, la causa originaria, se logrará
44
su curación y la restitución del tejido conectivo a su normalidad
funcional.15
Sjögren y col, luego de un seguimiento de 5 años de piezas
dentarias obturadas con periodontitis apical inicial, observaron
que aquellos que presentaban cultivos negativos sucedió una
completa curación periapical en un 94%, mientras que en las
muestras que tenían cultivo positivo, el éxito solo fue de 68%,
hallando diversas especies de Actinomyces en la mayoría de
fracasos, lo cual implica que su eliminación completa de los
conductos radiculares favorece el pronóstico de la terapia.25
Otros estudios además, han manifestado que la total eliminación
de microorganismos de los canales radiculares es una tarea
sumamente difícil sino imposible de realizar, existiendo una
variedad de factores no microbiológicos de carácter clínico-
técnico indicados como causales de la persistencia de
infecciones endodóncicas posteriores al tratamiento.
Entre estos factores se encuentran, por ejemplo, el uso de
técnicas inadecuadas de instrumentación mecánica, irrigación
insuficiente con agentes antimicrobianos, el desuso de
medicación intracanal entre citas, obturaciones deficientes, etc.
No obstante, y sin ánimo de desmerecer la importancia que
tienen estos factores técnicos en el éxito del tratamiento de
conductos, se han reportado ciertos casos donde, a pesar del
45
control minucioso de la técnica, se han producido infecciones
recidivantes.
Esta circunstancia indica claramente la existencia de otros
determinantes, no controlables por el operador, que influyen en
la persistencia de microorganismos en los conductos
radiculares.24
Recientes investigaciones han demostrado que la flora
predominante en casos de fracasos endodóncicos, con lesiones
periapicales persistentes, fueron microorganismos grampositivos,
siendo la bacteria más comúnmente aislada el E. faecalis,26,27
anaerobio facultativo, asociado con periodontitis apical
persistente y capaz de sobrevivir en los túbulos dentinarios luego
de una semana de exposición de Ca(OH)2.3, 28, 29
2.2.2. TRATAMIENTO DE ENDODONCIA
Al revisar el efecto de los antimicrobianos se observó que la
preparación biomecánica del conducto de la raíz, junto con el
lavado y la aspiración, constituían el principal método para
aminorar en gran medida la población bacteriana del conducto.14
2.2.2.1. PREPARACIÓN BIOMECÁNICA
El tratamiento de elección para la enfermedad periapical es la
eliminación de los microorganismos y sus productos del sistema
46
de conductos radiculares por medios mecánicos o químicos,
mas la complejidad de los mismos hace casi imposible
esterilizarlos. En la mayoría de los casos de tratamientos de
endodoncia es suficiente una reducción del contenido
microbiano de los sistemas de conductos para que se produzca
la cicatrización perirradicular, en otros casos, la cicatrización
puede deberse a una flora residual alterada y menos
patológica.12
La instrumentación mecánica por sí sola no es capaz de tornar
estéril el sistema de conductos radiculares. Ella reduce la
infección bacteriana en el interior de los conductos en apenas
50%,30 existiendo la necesidad de usar un lavado abundante
como arrastre mecánico.11
La porción apical del conducto radicular es muy importante, en
virtud de su relación con el tejido perirradicular y si bien la
instrumentación constituye el método primario para la limpieza
del conducto, la irrigación representa un auxiliar decisivo ya que
las irregularidades en los sistemas del conducto, como los
istmos estrechos y los deltas apicales, impiden el
desbridamiento completo si sólo se recurriera a la
instrumentación mecánica.14 Además, aparte del arrastre de los
detritus, se debe ejercer una acción bactericida y/o
47
bacteriostática que estimule las defensas inespecíficas del
organismo por parte de los irrigantes.11
2.2.2.2. IRRIGACIÓN
Es la maniobra conjunta destinada a coadyuvar en la limpieza de
la cámara pulpar, conducto radicular, o ambos, por el
movimiento y renovación de un líquido en su interior.31
La irrigación de la cámara pulpar y de los conductos radiculares
es una intervención necesaria durante toda la preparación de
conductos,32 siendo sus ventajas actualmente reconocidas por la
mayoría de los autores.15
La irrigación acompañada de la aspiración, es un auxiliar muy
importante durante la instrumentación del conducto radicular
cuyo objetivo es la remoción de los detritos,30 llámese restos
pulpares remanentes, virutas de dentina movilizados durante la
preparación y en el caso de conductos comunicados con la
cavidad bucal, la remoción de restos de alimentos o sustancias
extrañas introducidas durante la masticación.15 También permite
la reducción del número de bacterias existentes en el interior de
los conductos radiculares, tanto por la acción mecánica como
por la acción antimicrobiana de la solución utilizada,30 consigue
la disolución de restos orgánicos,33 facilita la instrumentación al
mantener las paredes dentinarias hidratadas, ejerciendo acción
48
lubricante,30,34 y permite la apertura de los túbulos dentinarios
para la remoción del smear layer.14,33
El empleo sistemático del aspirador permitirá efectuar un
abundante lavado; en condiciones semejantes, cuanto mayor
sea la cantidad de líquido empleado, tanto más efectiva resultará
la limpieza de las paredes del conducto.
Terminada la irrigación, se prolonga durante aproximadamente 1
minuto la acción del aspirador a la entrada del conducto, para
facilitar la eliminación del líquido contenido en el mismo y lograr
una discreta deshidratación de las paredes dentinarias.15
Es muy recomendable que siempre se instrumenten los
conductos mientras contengan una solución de irrigación, un
agente lubricante, o ambos a la vez. La instrumentación de esta
manera evitará la complicación de que se pierda contacto con el
control de la medida debido a la acumulación de residuo en el
segmento apical del conducto,14 aunque pueden suceder dos
problemas:
1. Puede ser difícil asegurar que el irrigante penetre hasta el
estrecho ápice y hasta las ramificaciones del sistema del
conducto radicular.
2. Incluso si se consigue la penetración, la naturaleza de las
colonias microbianas, que son de varias capas y
tridimensionales, así como las características de su matriz de
49
polisacáridos, pueden proteger a las capas más profundas de
los microorganismos.
El primer problema se soluciona agrandando lo suficiente el
conducto radicular para que el irrigante penetre hasta el ápice
utilizando una aguja hipodérmica estrecha. El segundo puede
solucionarse utilizando una concentración y un volumen de
irrigante suficiente como para evitar que se consuma por
reacción química con el detritus orgánico y los
microorganismos.12
Buchanan observó que las soluciones irrigantes solas son las
que limpian los conductos accesorios ya que de ninguna manera
los instrumentos pueden llegar hasta estos rincones. Sólo el
empleo generoso de una solución de irrigación que disuelva los
tejidos y que se deje colocada durante 5 a 10 minutos asegurará
una y otra vez la limpieza de los conductos auxiliares.14
En los dientes con vitalidad pulpar, la ausencia de contaminación
bacteriana incipiente excluye el uso de productos antisépticos y
en su lugar se recomienda la aplicación de sustancias
biocompatibles, que respeten el remanente pulpar y los tejidos
periapicales, para favorecer la reparación. En los dientes sin
vitalidad, la irrigación ayuda a la desinfección del conducto
radicular y a la neutralización de las toxinas presentes en el
contenido necrótico. La preferencia es, entonces, por productos
50
con acción antiséptica, poder de disolución de material orgánico
y capacidad de neutralizar las toxinas sin agredir los tejidos
periapicales.30
Es posible que la irrigación extruya de manera forzada la
solución y los residuos hacia el vértice. Esto plantea dudas en
torno a la mejor solución de irrigación, el mejor método para
aplicarla y el volumen que debe utilizarse.14
OBJETIVOS DE LA IRRIGACIÓN
1. Limpieza o arrastre físico de trozos de pulpa esfacelada,
sangre líquida o coagulada, virutas de dentina, polvo de
cemento, plasma, exudados, restos alimenticios, medicación
anterior, etc.32
2. Neutralizar y diluir sustancias (irritantes, toxinas)
3. Lubricar el conducto para facilitar la instrumentación
mecánica.
4. Reducir el número de microorganismos.
5. Acción detergente y de lavado por la formación de espuma y
burbujas de oxígeno naciente desprendido de los
medicamentos usados.31
6. Acción antiséptica o desinfectante propia de los fármacos
empleados.
51
7. Acción blanqueadora, debido a la presencia de oxígeno
naciente, dejando el diente así tratado menos coloreado.32
8. Humedecimiento de los remanentes tisulares
9. Humectación del diente
10. Ampliar el área de limpieza, desinfección o ambos,
11. Mejorar el contacto y acción farmacológica de los
medicamentos locales.
12. Presentar baja toxicidad, no ser agresivo para los tejidos
perirradiculares. 31
Las sustancias químicas en endodoncia deben presentar
biocompatibilidad y tensoactividad en el sentido de evitar los
tejidos remanentes participantes del proceso reparador y al
mismo tiempo, auxiliar la preparación quirúrgica del conducto
radicular.
BENEFICIOS DE LA IRRIGACIÓN
• Desbridamiento quimiomecánico
La eliminación de los residuos del conducto radicular mediante la
irrigación se trata del proceso más importante en el tratamiento
endodóncico19 y está relacionado con la viscosidad o tensión de
superficie de la solución, el diámetro y la profundidad de
penetración de la aguja para irrigación, las características
52
anatómicas del conducto y del volumen y la frecuencia de la
solución empleada.14
Una cantidad de irrigante apropiada es al menos de 1-2 ml cada
vez que se limpia el canal. La clave para mejorar la eficacia de
los irrigantes en el ápice es utilizar una lima maestra antes de
cada irrigación ya que suelta los detritos compactados dentro del
ápice y ayuda a suspenderlos en los líquidos del canal, siendo
así más susceptibles de ser expulsados.11
• Eliminación de los microorganismos
La solución irrigante ideal debe ser bactericida, actuando contra
hongos y esporas, desinfectando la luz y las paredes de los
conductos radiculares, destruyendo las bacterias y sus
componentes y cualquier sustancia de naturaleza antigénica.
Desde principios de siglo se han utilizado una serie de
sustancias como irrigantes incluyendo soluciones químicamente
inactivas y activas, como enzimas, ácidos, álcalis, agentes
quelantes, agentes oxidantes, agentes antibacterianos y
detergentes.35
• Disolución de restos pulpares
Una de las funciones más importantes del irrigante es la
disolución del detritus orgánico de la pulpa, tanto en la luz de los
conductos principales como en la totalidad del sistema,
53
sobretodo en aquellos conductos accesorios que se dirigen
hacia el periodonto.35
• Eliminación del barrillo dentinario
El barrillo dentinario se compone de detritos compactados,
trozos de dentina resquebrajada y de tejidos blandos del canal
dentro de de los túbulos dentinarios por la acción de los
instrumentos. Estos materiales se liberan del hueco de las
estrías de los instrumentos, ensuciando la superficie del canal al
arrastrar las puntas de los mismos. Dado que el barrillo
dentinario está calcificado, la manera más eficaz de eliminarlo es
mediante la acción de ácidos débiles y de agentes quelantes.11
MECANISMO DE LA IRRIGACIÓN
Movimiento ordenado = chorro (flujo) área de impacto
(superficie/partícula) energía cinética presión
hidrodinámica movimiento desordenado (turbulencia o
torbellino) reflujo 31
La membrana bacteriana constituye una barrera selectiva que
regula la concentración de sustancias vitales en el interior y
exterior de la célula, y es necesaria para el metabolismo y
función, por lo que se necesita que esté intacta. Algunas
54
sustancias, como los detergentes, actúan como germicidas al
modificar y dañar las propiedades físicas y químicas de la
membrana bacteriana, provocando la desnaturalización de las
proteínas del microorganismo.14
Las proteínas enzimáticas que contienen cisteína poseen
cadenas laterales que terminan en grupos sulfhidrilo (_SH). Las
sustancias como el yodo, el cloro y los metales pesados que
oxidan o se ligan a los grupos _SH, son potentes inhibidores
enzimáticos que también tienen efecto destructivo en los
microorganismos.14
TÉCNICA DE IRRIGACIÓN
La técnica consiste en insertar la aguja en el conducto,
procurando no obliterarlo para facilitar la circulación de retorno y
que no pueda penetrar más allá del ápice, e inyectar lentamente
de medio a un centímetro cúbico de la solución irrigadora, para
que la punta del aspirador absorba todo el líquido que fluye del
conducto, en secuencias alternantes con el aumento gradual en
el calibre de los instrumentos empleados.32
El peligro es máximo cuando se fuerza la solución de irrigación,
y el residuo del conducto hacia el tejido perirradicular debido a
un efecto semejante al de un pistón.
55
Se han hallado complicaciones graves por forzar las soluciones
de irrigación más allá del ápice al encajar la aguja en el conducto
y no permitir un flujo retrógrado adecuado ya que cuanto más
cerca esté la punta de la aguja del ápice, tanto mayor será la
posibilidad de que se dañen los tejidos perirradiculares.14
Se emplea como complemento de la irrigación el uso sistemático
de los conos de papel para lograr una completa limpieza e
irrigación e los conductos, durante la preparación biomecánica y
después de ella. Tanto en este uso, como cuando se utilizan
para tomar las muestras de cultivo y realizar las siembras en los
medios apropiados, es aconsejable que los conos de papel sean
calibrados, para evitar que traspasen el ápice y provoquen
hemorragias o lesionen el tejido periapical.
Los conos absorbentes son esenciales en el proceso de lavado o
irrigación y a veces son indispensables para llevar el líquido
irrigador al tercio apical, sobre todo en conductos estrechos.32
Existe otra forma de aplicación como es por medio de una bolita
de algodón dentro de la cámara pulpar, aunque es más empírica
y no tiene tanta exactitud ya que requiere vaporización del
medicamento para que alcance a los microorganismos en el
espacio pulpar. Para que sean eficaces, los vapores germicidas
deben disolverse en tejidos y células, la concentración del
56
medicamento al ser aplicado en una bolita de algodón debe ser
ciento de veces mayor que la eficaz cuando se aplica
directamente. Además, sólo unos cuantos antisépticos poseen
capacidad “vaporógena” notable, como aquellos que contienen
cloro, yodo y formaldehido, que sí son eficaces.14
Casi todos los antisépticos depositados se inactivan en el
conducto radicular en breve lapso. Los compuestos de yodo y
cloro pierden gran parte de su actividad en término de un día, los
fenoles alcanforados lo hacen en término de tres a cinco días, y
el formocresol en término de una semana.14
SOLUCIONES IRRIGANTES
Clínicamente la efectividad antimicrobiana de un agente
dependerá de la cantidad de microorganismos presentes en el
conducto radicular, de la virulencia de los mismos y de la
anatomía del conducto.
Según Ringel y colaboradores, la diversidad de microorganismos
encontrada en el sistema de conductos radiculares indica que
estos existen en relaciones simbióticas, lo que confiere
resistencia adicional a la desinfección química.30
Teniendo en cuenta que los objetivos de la irrigación de
conductos son el lavado de los residuos (arrastre mecánico),
57
disolución hística, acción antibacteriana y lubricación de los
mismos y que estos restos a eliminar son de distinto tipo: vitales,
necróticos, blandos y calcificados (barro dentinario) es de
suponer que no todos los antisépticos utilizados actúan con igual
eficacia.11
CLASIFICACIÓN
Se dispone de una amplia gama de agentes para irrigación,
debiendo comprenderse las posibles ventajas y desventajas del
agente a utilizarse.14
El suero fisiológico puede utilizarse como único irrigador cuando
se han empleado otros, como el último a usar cuando se desea
eliminar el remanente líquido anterior.32
1. Alcoholes
Los alcoholes etílico (CH3-CH2-OH) e isopropílico ((CH3)2-
CHOH) desnaturalizan proteínas y se aplican en grandes
concentraciones. Los alcoholes secundarios son más eficaces
que los primeros. En ausencia de agua, hay menor posibilidad
de que surja la desnaturalización, lo cual explica por qué el
alcohol de 70% es más eficaz que los alcoholes de 96, 99 ó
100%. No se recomienda el uso de alcoholes como antisépticos
intracanaliculares por su poco efecto antimicrobiano; sumergir o
flamear los instrumentos tampoco constituye un método seguro
58
para destruir microorganismos. Sin embargo, el alcohol utilizado
para deshidratar la dentina en el conducto radicular mejorará la
capacidad de la obturación de algunos selladores
endodóncicos.14
2. Compuestos fenólicos
El fenol (C6H5OH) o ácido carbólico constituye una base para
diversos derivados usados ampliamente en odontología. Es un
tóxico del protoplasma, y por ello es muy eficaz inclusive en
concentraciones de 1 a 2%, como medicación que forma vapor a
nivel intracanalicular. Dentro de este grupo se encuentra: el fenol
alcanforado, el monoclorofenol (paramonoclorofenol), el cresol
(formocresol), entre otros.14
3. Sales de metales pesados
Las sales de plata, cobre y mercurio coagulan proteínas y actúan
como inhibidores enzimáticos y suelen ser tóxicas. En
circunstancias normales, las sales de mercurio son buenos
antisépticos para desinfectar materiales desvitalizados, sin
embargo, constituyen alternativas poco prácticas en la
medicación intracanalicular porque pierden gran parte de su
eficacia en contacto con las proteínas de los líquidos tisulares.14
59
4. Detergentes catiónicos
Los compuestos de amonio cuaternario son soluciones inodoras
y estables que tienen alguna acción tensioactiva y buen efecto
limpiador. Si bien fueron considerados como antisépticos
óptimos, según nuevas investigaciones su toxicidad puede ser
notable, sin embargo, concentraciones bajas in vivo, no causan
una reacción inicial inflamatoria mayor que otros antisépticos de
acción moderada. Además, inhiben y retrasan la cicatrización de
los tejidos, no constituyendo así como líquido ideal para lavado,
por su efecto en la cicatrización, y su limitada acción
antimicrobiana.14
5. Peróxido de hidrógeno
El peróxido de hidrógeno es otra de las soluciones usadas por
muchos operadores como irrigante, alternando con el hipoclorito
de sodio, cuya interacción produce una efervescencia de
oxígeno naciente y cloro, lo que facilita la extrusión y eliminación
del material residual, producto de la propia
instrumentación.14,36,37
Su uso como irrigante es dudoso ya que el peróxido de
hidrógeno es un veneno protoplasmático y Schilder y Amsterdam
(1959) han demostrado que la soda clorada es dañina a los ojos
y al tejido conjuntivo subcutáneo del conejo, asumiendo así que
será perjudicial también a los tejidos periapicales del hombre.36
60
6. Gluconato de clorhexidina
Es un agente antiséptico eficaz, con acción antimicrobiana de
amplio espectro, sustantividad y falta relativa de toxicidad; sin
embargo, no se sabe si posee propiedad disolvente de tejido.
Confiere actividad antimicrobiana eficaz durante muchas horas
después de la instrumentación.14
7. Halógenos
El cloro y el yodo son la base de diversos antisépticos oxidantes
muy usados en endodoncia.17
• Hipoclorito de Sodio
Grossman preconiza al hipoclorito de sodio como coadyuvante
químico para la disolución de los materiales orgánicos
remanentes en el interior del conducto,38 además de ser
excelente antiséptico por la liberación de iones de cloro. Se
utiliza desde 1920 en diferentes concentraciones que varían del
0,5% al 5,25%. Tiene baja tensión superficial razón por la cual
se difunde rápidamente por las superficies duras con las cuales
entran en contacto. Allí actúa sobre la materia orgánica viva, en
descomposición o descompuestos, desnaturalizando las
proteínas y transformándolas en aminoácidos hidrosolubles de
fácil eliminación. Su avidez por el agua acaba por propiciar la
ruptura de las paredes celulares bacterianas retirando el agua,
61
componente vital del protoplasma celular.37 Su actividad continúa
por lo menos una hora después del contacto de los tejidos.
Las interrogantes en torno al empleo del hipoclorito de sodio a
menudo se enfocan a la concentración apropiada, el método de
administración y la preocupación por el daño celular que
ocasiona la extrusión hacia los tejidos perirradiculares. Los
investigadores no se ponen de acuerdo sobre la concentración
precisa del hipoclorito de sodio que es aconsejable utilizar.14
Ingle sugirió que una solución al 0.5% (solución de Dakin) que
tenía poca toxicidad, atacaba sólo el tejido necrótico. Sin
embargo, la solución de hipoclorito de sodio al 1% es “agresiva”
aunque tiene un mejor efecto antimicrobiano. Las
concentraciones de NaOCl mayores (2,5 y 5%) atacan el tejido
vivo activamente sin mejorar notablemente el tratamiento. Su
efecto decrece en forma notable en zonas confinadas, y dado
que la actividad de las soluciones débiles decrece rápidamente,
el lavado debe ser frecuente y abundante. Aunque otros autores
señalan que sin un medicamento antibacteriano entre citas, la
instrumentación mecánica y el lavado con hipoclorito de sodio
sólo podrían eliminar el 50% de los microorganismos, lo cual
resultaría en una completa falla del tratamiento del canal
radicular a largo plazo.8
62
El empleo de antisépticos coaguladores de proteínas y el
formocresol alterará el tejido de la pulpa en grado tal que se
necesita una concentración mucho mayor del irrigante (o debe
permanecer por un lapso mucho mayor) para que haya
disolución del tejido. Por lo expuesto, cuando se utiliza
formocresol o paraclorofenol como antisépticos, se necesitan
concentraciones de hipoclorito dos o tres veces mayores de lo
común, para disolver los restos de tejido necrótico.
También se señala que la eficacia de las bajas concentraciones
de NaOCl mejora con el uso de mayores volúmenes de solución
de irrigación o con la presencia de solución de irrigación
restituida en los conductos por periodos más prolongados.14 Por
otra parte, una mayor concentración de hipoclorito de sodio
podría tener la misma eficacia en periodos más breves.14
“El irrigante puede ser expulsado durante la instrumentación y si
es hipoclorito puede dar reacciones violentas en los tejidos y
dolor insoportable”, según Leonardo.11 No obstante las
propiedades ventajosas que posee, es preciso establecer que en
concentraciones elevadas es un agente extremadamente
cáustico pudiendo generar accidentes graves al no ser selectivo
para el tejido vivo actuando sobre ellos y desnaturalizándolos de
manera definitiva.
63
Durante la instrumentación pueden producirse algunos
accidentes como la extrusión de una solución irrigante a la zona
periapical o tejidos de vecindad producido por una falsa vía o
perforación como por el ajuste excesivo de la punta de la aguja
de la jeringa a la luz del conducto radicular, no permitiendo el
retorno del irrigante e impulsándolo hacia el periápice a través
del foramen.37 En ambos casos el cuadro clínico es similar, La
reacción será violenta, inmediata y muy dolorosa acompañada
de sensación de quemaduras, equimosis, tumefacción, edema,
aumento de volumen, necrosis y abscesos. Las complicaciones
se producen por el efecto oxidante del hipoclorito de sodio sobre
los tejidos vitales que rodean al diente en tratamiento seguido de
una reacción inflamatoria del organismo.33, 37
• Yoduro de Potasio Yodado
El yodo ha sido utilizado durante años, y tiene un efecto de
mediana intensidad en tejido vivo,14 por ser efectivo contra una
amplia variedad de microorganismos encontrados.4
En odontología, específicamente en endodoncia, se emplean las
soluciones yodo yoduradas de enérgica acción antiséptica, fácil
manejo y resolutiva en procesos de periodontitis aguda.32
La fuerte acción antimicrobiana del yodo sobre las diferentes
especies de microorganismos ha sido demostrada y se sabe que
resulta eficaz contra bacterias grampositivas y gramnegativas,
64
actuando también como fungicida y virucida, además de mostrar
efectos esporicidas.39
Las dos preparaciones más comunes usadas en odontología son
la tintura (5% en alcohol) y el yodo yoduro de potasio (IKI). La
primera solución se utiliza para desinfección de los campos
quirúrgicos en endodoncia, y la segunda como medicación
intracanalicular14 con la siguiente fórmula:
a. Yodo 5 g (2%)
b. Yoduro potásico 10 g (4%)
c. Agua destilada, c.s.p. 100 ml (94%) 32
Preparación. Se disuelve el yodo (50 g) y yoduro de potasio
(100 g) en agua destilada cada 100 ml y después se agrega
suficiente agua purificada hasta completar 1000 ml. El yoduro de
potasio (IKI) sólo se agrega para aumentar la solubilidad del
yodo.40
Usos. La presencia de yodo libre en la solución de yodo fuerte
hace que este preparado sea muy útil como germicida y
fungicida. En consecuencia conserva la mayoría de las
propiedades de la tintura de yodo, sin la irritación que produce el
alcohol de esta última.40
65
Es un desinfectante tradicional del canal radicular,34 y al igual
que el cloro, ha sido utilizado en medicina durante muchos años.
Se lo encuentra codificado en la farmacopea como solución débil
de yodo, con una concentración al 2% y solución fuerte al 7%,41
teniendo la solución del 2% una muy baja toxicidad a los tejidos
vivos en comparación a otros medicamentos intracanales,
inclusive que el hidróxido de calcio.4
Posee gran capacidad germicida dada su alta
reactividad.41Actúa sobre un gran espectro de microorganismos
encontrados en los canales radiculares,34 bacterias
gramnegativas, grampositivas, esporas, hongos y virus,41 pero
mostrando una relativamente baja toxicidad en experimentos
usados en cultivo de tejidos,34 así como poca capacidad de irritar
tejidos, de forma que su efecto antimicrobiano activo persiste en
concentraciones que no son citotóxicas.
Como medicamento intracanal, es una muestra sobresaliente de
una antiséptico que combina una excelente actividad
antimicrobiana con baja irritación tisular.8 También es adecuado
su efecto de formación de vapores y con ello posee actividad
antimicrobiana. Sin embargo, antes de utilizar cualquier producto
de yodo hay que interrogar al paciente sobre posible sensibilidad
a estos compuestos.14, 41
66
FIGURA 3. TOXICIDAD DE LOS ANTISÉPTICOS ENDODÓNCICOS. EFECTO CITOTÓXICO DE CÉLULAS L929 IN VITRO.
Las barras indican diluciones en las que el antiséptico destruye todas las células en el cultivo. Mientras más larga la barra, mayor la toxicidad (escala logarítmica) 14
FIGURA 4. EFECTO ANTIMICROBIANO DE LOS ANTISÉPTICOS ENDODÓNCICOS EN CUATRO ESPECIES DIFERENTES DE MICROORGANISMOS AISLADOS DE LOS CONDUCTOS
RADICULARES.
Las barras indican diluciones en las que el antiséptico es eficaz y destruye todos los microorganismos en el cultivo. Mientras más larga la barra, más potente el efecto
antimicrobiano (escala logarítmica) La dilución denota la solución de las concentraciones utilizadas: -10-1 _ 10 veces la dilución, etc. 14
67
El yodo fue utilizado durante años por Lambert, R.A: (1916) y
Salle A.S. (1937) con una fórmula de yoduro de potasio (yodo
2%, yoduro de potasio 4% y agua destilada 94%), pero se
reconoció claramente como antiséptico eficaz recién en 1974 al
ser aprobado por el Consejo de Terapéutica Dental de la
Asociación Dental Americana. Además es reconocido por
Spanberg por tener una actividad antimicrobiana excelente, no
ser citotóxico pero tener en cuenta las reacciones alérgicas de
algunos pacientes. 41
Si bien inicialmente los problemas iniciales fueron el olor
desagradable, la tinción, la inestabilidad y la toxicidad, estos
fueron superados a medida que aparecieron nuevas
formulaciones. Pero se debe evitar la ingesta prolongada de
yodo pues puede interferir con el metabolismo tiroideo.41
La primera solución de lugol fue empleada por los investigadores
suecos Nyborg y Tullin (Malmo, 1965) y Strindberg (Estocolmo,
1956 y 1963), demostrando el último de los autores citados que
el yodo es tan antibacteriano como la penicilina, la
estreptomicina y los compuestos de amonio cuaternario,
teniendo mayor espectro bacteriano que ellos.
Las soluciones de yodo yoduro potásico son ampliamente
utilizadas en los países escandinavos, en restauraciones
68
oclusales. Spangberg y cols (1973) consideran que una solución
de yodo al 2% y yoduro potásico al 4% en agua destilada es tan
efectiva como el formocresol y el clorofenol alcanforado, pero
mucho menos tóxico.
Para Hasselgren y Stromberg (Suecia, 1976), la solución
propuesta por Strindberg en 1956 (yodo 10%, yoduro potásico
20% y agua destilada 70%), no solamente es un buen fármaco
para ser sellado en cura oclusiva, sino que puede servir como
material de contraste roentgen opaco intradental, llevándolo a la
cámara pulpar y al interior de los conductos.32
Mecanismo de acción
El yodo y sus compuestos penetran rápidamente a través de las
paredes celulares de los microorganismos y se cree que los
efectos que producen resultan de la desnaturalización de las
proteínas y de la inactivación de los ácidos nucleicos,34 actuando
como un agente oxidante al reaccionar con grupos libres
sulfidrilos de enzimas bacterianas, resultando en enlaces
bisulfuros.4, 34
Es poco soluble en agua, acción que favorece al agregarle
yoduro de potasio. La mezcla de yoduro de potasio y compuesto
clorado libera yodo libre y ácido hipoiodoso, el yodo libre es
constantemente regenerado ya que en contacto con sustancia
69
orgánica se reduce a yoduro y vuelve a reoxidarse por el cloro
que permite este reciclaje.41
En solución acuosa, forma el sistema complejo yodo-agua, que
genera gran variedad de iones: ácido hipoiódico (OI–O2), ion
triioduro (I3), ion molecular (I2), ácido hipoiodoso (HOI) y
catión hidratado (HB2OI+).
El yodo molecular I2 y el ácido hipoiodoso HOI (libera yodo con
pH entre 6 y 9), se encuentran en cantidades apreciables y son
los que ejercen su acción microbicida.
El I2 penetra la pared celular bacteriana y actúa bloqueando la
unión hidrógeno en proteínas, oxida uniones sulfidrilos y
reacciona con los ácidos grasos alterando las propiedades de la
membrana lipídica.
La concentración del yodo molecular (I2) y ácido hipoiodoso
(HOI) presentes en la solución a 25°C depende del pH del medio
y de otras sustancias. Reacciona con grupos nitrogenados
básicos y grupos sulfidrilos de aminoácidos, dando lugar a N-
yododerivados y disulfuros. También se forman mono y
diyododerivados.
Según la Enciclopedia Británica, “la acción protoplasmática del
yodo puede utilizarse con fines terapéuticos para acelerar la
reabsorción de exudados. Los yoduros modifican el estado
fisicoquímico de los coloides, aumentando la dispersión y la
70
solubilidad; a esta propiedad se atribuyen algunos de sus
efectos por vía interna, como la fluidificación de secreciones
bronquiales y la reabsorción de tejidos patológicos” 41
Spangberg y col estudiaron la acción tóxica y el efecto
antimicrobiano de algunas soluciones irrigadoras y
medicamentos usados en forma tópica en el interior de los
conductos radiculares, destacando que el yodo al 2%
desempeña una acción antimicrobiana diez veces mayor de la
necesaria para la muerte de los microorganismos estudiados.11
En la actualidad, una variedad de agentes antimicrobianos han
sido probados por su habilidad en erradicar microorganismos
hidróxido de calcio resistentes de los conductos radiculares y
túbulos dentinarios, incluyendo al paramonoclorofenol
alcanforado, combinaciones de esteroides y agentes
antibacterianos e irrigantes como IKI, clorhexidina e hipoclorito.
Dichos estudios in vitro mostraron que los componentes
fenólicos IKI y clorhexidina pueden matar E. faecalis en los
túbulos dentinarios más efectivamente que el hidróxido de
calcio.4 Por otro lado, Santander reafirma lo dicho por Ingle: “Si
todos los factores son considerados, es evidente que el
antiséptico intracanalicular más eficaz e inocuo,
71
independientemente de su forma de aplicación es el yodo yoduro
de potasio en concentración del 2%.”14
De acuerdo a un estudio in vitro realizado en el cual los valores
antibacteriales y ausencia de toxicidad fueron combinados para
conformar un índice de biocompatibilidad, el yodo yoduro
potásico ocupó el primer lugar, seguido por el eugenol, EDTA,
NaOCl, formocresol, cresatín y el paramonoclorofenol
alcanforado.14, 23
CUADRO 02. EFECTO GERMICIDA DE DISTINTOS FÁRMACOS SEGÚN SU CAPACIDAD DE FORMAR VAPORES.14
Cada cifra representó la media de 10 experimentos, donde se
observa que el fenol alcanforado y el paramonoclorofenol
alcanforado parecen ser muy poco activos cuando se utilizan de
esta forma.14
EFECTOS GERMICIDAS DE FÁRMACOS
MEDICAMENTO INHIBICIÓN (EN MM)
Yodoyoduro de potasio (5%) 37
Yodoyoduro de potasio (2%) 29
Formocresol 82
Fenol alcanforado 0
Paramonoclorofenol alcanforado 0
Agua destilada 0
72
Como ya se mencionó, muchos medicamentos, tales como el
fenol, soluciones yodadas, formocresol y otros antibióticos han
sido usados para desinfectar los conductos radiculares. Lo que
aún es cuestionable es si suficiente cantidad de los
medicamentos comúnmente usados pueden penetrar dentro de
los túbulos para lograr la desinfección.19
Biral, en condiciones clínicas simuladas, observó que la solución
de yodo al 2% presentaba acción antiséptica a una distancia de
3 mm del foramen apical. En pruebas de acción indirecta, por
medio de vapores, el mencionado producto reveló eficaz acción
antiséptica mientras que el paramonoclorfenol, tanto en
concentraciones bajas como en las elevadas, se mostró efectivo
contra los microorganismos estudiados, con excepción de P.
aeruginosa.11
Siqueira y col demostraron en un estudio in vitro que la pasta
Ca(OH) – PMCP alcanforado eliminó efectivamente los
microorganismos en los túbulos luego de un periodo de una hora
de exposición, excepto por el E. faecalis que requirió un día de
exposición, en contraste con la pasta de Ca(OH) que resultó ser
inefectiva contra E. faecalis y F. nucleatum luego de una semana
de exposición concluyendo así el incremento del poder
antibacterial del Ca(OH) con la adición del PCMP alcanforado.28
Por ello, si bien, el Ca(OH)2 ha mostrado su efectividad al
eliminar una gran cantidad de microorganismos cuando es
73
usado por 7 días,42 el E. faecalis, es capaz de sobrevivir en los
túbulos dentinarios a pesar de largos periodos de terapia de
dicho medicamento, incluso superficialmente 3,4,28,29 mientras
que el yoduro de potasio yodado sí mostró mayor efectividad,3,43
siendo capaz de matar bacterias hidróxido de calcio resistentes.4
Fuss y col en un estudio demostraron que el yoduro de potasio
yodado aumenta significativamente las propiedades
antibacterianas del hidróxido de calcio en los túbulos dentinarios,
reduciendo la viabilidad bacteriana en dichos túbulos a una
profundidad de 200 – 500 µm.44
Por otro lado, Ingle señala que en experimentos en animales
para evaluar las propiedades de irritación inicial de los tejidos, se
observan variaciones notables en la respuesta inflamatoria a los
antisépticos usados. El menos tóxico resultó ser el yodo yoduro
de potasio y los más tóxicos el formocresol y el
paramonoclorofenol alcanforado, seguidos muy de cerca por el
Cresatín.14
La acción terapéutica del yodo en las distinta fórmulas
presentadas, ha sido corroborada experimental y clínicamente
desde hace muchos años por diversos autores y en definitiva
para la práctica endodóncica la clínica resulta importante.41 Pero
pese a sus cualidades, ha sido relegado muchas veces debido a
su fuerte olor y a la marcada pigmentación de las coronas
dentales, la cual ha sido corregida con el aislamiento coronario.23
74
CUADRO 03. ACTIVIDAD DE DISTINTOS IRRIGANTES CONTRA MICROORGANISMOS.7
ACTIVIDAD DE DISTINTOS IRRIGANTES CONTRA MICROORGANISMOS
HIPOCLORITO DE
SODIO (NaOCl)
CLORHEXIDINA
(CHX)
YODURO DE POTASIO
YODADO (IKI)
HIDRÓXIDO DE CALCIO
Enterococcus
3 minutos al 0.0005% de solución de
especies en papel de filtro.
15 minutos al
0.25% de solución en restos
de dentina contaminada.
30 minutos al
0.5% de solución y 2 minutos al
5.25% de solución en
contacto directo con la bacteria
7 días de 0.5% de recubrimiento resultó en una eliminación
completa de restos de dentina a una
profundidad de 950 µm.
24 horas para reducir el cultivo de bacterias debajo del límite de
detección.
24 horas de exposición de yodo (2%) en yoduro de potasio (4%) resultó
en la eliminación completa de los restos de
dentina a una profundidad de 700 µm
1 hora para reducir las
bacterias por debajo del 0.1% y 24 horas para
reducir debajo del límite de detección; sin
embargo, la pérdida de actividad se nota a través
del barillo dentinario.
24 horas para reducir el cultivo de bacterias debajo del límite de detección, pero su actividad es
inhibida por el barrillo dentinario, hidroxiapatita y suero
de albúmina
7 días para rendir conductos libres de bacterias, pero mostró
poca efectividad contra Enterococcus faecalis, resultando en la eliminación completa en los
restos de dentina a una profundidad de 950 µm
7 días de Ca(OH)2 en 0.5% de
recubrimiento de acetato de clorhexidina resulta en una completa eliminación de los
restos de dentina a una profundidad total de 950 µm.
Actinomycess
1 minuto al 1% de solución.
10 segundos al
0.5% de solución en contacto
directo con la bacteria.
No hay crecimiento directamente después
de la aplicación de clorhexidina al 2% en pacientes con necrosis pulpar y/o granuloma
apical
3 días para que la clorhexidina al 2%
elimine Actinomyces israelii de todas las muestras de dentina
infectada.
75
Candida
1 hora al 1% o
5% sobre dentina radicular con
barro dentinario.
30 segundos para soluciones de
0.5% para matar todas las células
en cultivos.
1 hora en la solución al 0.12% sobre dentina
radicular con barro dentinario.
10 segundos en la
solución del 0.5% en contacto directo con la
bacteria.
5 minutos en la solución del 0.5% para
matar todo tipo de hongos y 1 hora en solución al 0.05%. Resultó ser menos efectivo que IKI y
NaOCl.
30 segundos para las soluciones al 2% y al 4% para eliminar todo tipo de células en el cultivo. Las
soluciones del 0.2% y 0.4% fueron tan efectivos
como 0.5% de clorhexidina.
.
Después de 1 hora y 24 horas solo una pequeña reducción de
UFC fue observada.
Distribución sistémica de sustancias desde la dentina y la pulpa
El índice de riego sanguíneo en la pulpa es moderadamente alto
y ésta se clasifica en un lugar intermedio entre los órganos de
perfusión baja, como los músculos esqueléticos, y los órganos
de perfusión alta, como el cerebro o el riñón.
Dado que el líquido dentinario se encuentra comunicado con el
tejido vascular de la pulpa, en teoría las sustancias colocadas
directamente sobre la pulpa o la dentina se difunden hacia el
líquido intersticial y son absorbidas rápidamente por el torrente
circulatorio o los linfáticos. La prueba en vivo indica que ambas
situaciones pueden presentarse.
Numerosos autores han demostrado que las sustancias
colocadas sobre la dentina o en las cámaras pulpares son
absorbidas en forma sistémica. Entre ellas se incluyen cortisona,
76
tetraciclina, plomo y formocresol con marcas radioactivas. Esta
comunicación directa de la dentina con la circulación general fue
comprobada por Pashley, quien demostró que el yoduro y la
albúmina radioactivos colocados en la dentina de perros
produjeron niveles determinables en sangre de estas sustancias.
La aparición sistémica del yodo fue medida en sitios de
pulpotomía en monos tanto antes como después del tratamiento
de los muñones pulpares con formocresol.
Por ello se señala que la relación de los dientes con los sistemas
linfáticos y cardiovasculares es íntima y absoluta, lo cual es
necesario recordar ya que la colocación de materiales sobre la
dentina o la pulpa puede dar como resultado la distribución
amplia de ese material o medicamento.18
77
2.2.3. DIAGNÓSTICO MICROBIOLÓGICO DE LAS INFECCIONES
PULPARES
El propósito más importante del tratamiento endodóncico es
eliminar bacterias del canal y de los dientes con pulpas
necróticas,22 dañando en el menor grado posible los tejidos
encargados de la reparación que son los responsables del éxito o
del fracaso,15 por lo que es necesario incluir un control de la
eficacia del tratamiento.22,38
Ya en 1901, Onderdonk sostenía que “debe hacerse el cultivo de la
punta absorbente en que se lleva la medicación y de otra tomada
después de la desinfección completa del conducto, una vez que
éste se considere en condiciones de ser obturado” 38
Existen dos razones clínicas para hacer cultivos de materiales de
conductos radiculares:
a. Precisar el estado bacteriológico del sistema de canales
radiculares antes de la obturación, y con ello evaluar la eficacia
de las técnicas de desbridamiento.
b. Aislar la flora microbiana para hacer estudios de
antibioticogramas y perfil de resistencia microbiana,
especialmente en caso de infecciones persistentes.14
78
La esterilidad de un conducto no puede determinarse por la vista y
el olfato. No todos los microorganismos producen olores
desagradables y sólo unos pocos son cromógenos.38
La complejidad de la anatomía interna del conducto radicular y las
limitaciones en la obtención de muestras de dicho conducto,
compuestos por coágulos y restos histológicos, contribuyen a los
errores de muestreo y la incertidumbre de detectar toda la flora del
conducto. Además, no hay un solo medio de cultivo que permita
niveles de proliferación óptima de todos los microorganismos
aislados en los conductos.14 Los caldos que facilitan la proliferación
de algunas bacterias anulan la de otras.
Los buenos resultados sin la práctica de cultivos se han atribuido a
algunos de los factores siguientes:
1. Empleo de técnicas asépticas
2. Eliminación mecánica, química o de ambos tipos, de casi todos
los restos tisulares y microorganismos.
3. Empleo de medicamentos.
4. Obturación completa del espacio pulpar, con “sepultamiento”
de los microorganismos y tejidos residuales.14
Un grupo holandés justifica el hecho de no hacer las técnicas
bacteriológicas de cultivo en caso de no haber zonas radiolúcidas
periapicales señalando que en esos casos identificaron cultivos
positivos sólo en 28% de las muestras.14
79
También debe destacarse que en un porcentaje elevado de casos,
aunque muy variable entre las comprobaciones de distintos
autores, conductos con pulpa necrótica y zonas periapicales
patológicas a la visión radiográfica, dieron repetidamente cultivos
negativos. Ostrander y Crowley (1948) obtuvieron cultivos
negativos en el 38% de 199 dientes con complicaciones
periapicales. Además, la flora microbiana de los dientes cerrados
es apreciablemente menor que la de dientes cuyos conductos
están comunicados con el medio bucal.15
2.2.3.1. INDICACIONES PARA LA RECOGIDA DE MUESTRA
- Síntomas persistentes (fracaso del tratamiento)
- Población de riesgo (tratamiento inmunosupresor, riesgo
elevado de endocarditis, prótesis valvulares múltiples)
- Control de la técnica (control de la esterilidad) 22
2.2.3.2. RECOGIDA DE MUESTRA
Se realiza tras la esterilización con un desinfectante tópico
(clorhexidina o derivado yodado) del campo operatorio.
El área de entrada del canal dental no debe tratarse con ningún
antimicrobiano. La muestra se recoge mediante puntas de papel
absorbente que se introducen en el canal; una vez extraídas, se
introducen en un medio de transporte para enviarse al
laboratorio de microbiología en el menor tiempo posible. 20
80
2.2.3.3. MÉTODOS PARA EL CONTROL MICROBIOLÓGICO DE CONDUCTOS
RADICULARES
Se describen dos métodos para investigar la presencia de
gérmenes en el conducto radicular:
Frotis
Técnica sencilla (extensión sobre portaobjetos, fijación,
coloración por el método de Gram u otros y examen al
microscopio) y de resultado prácticamente inmediato, aunque
inseguro. No exige elementos de laboratorio que no están
dentro de las posibilidades de un consultorio.45
Cultivo
De resultado mediato, posee gran precisión para determinar
el estado bacteriológico del conducto.15,38 El cultivo es el
desarrollo de los microorganismos en el laboratorio, en un
medio propicio de nutrición semejante al que encuentran en
sus ambientes naturales.
Debido a la compleja flora microbiana del conducto radicular,
sólo será útil un adecuado medio de cultivo, lo cual deberá
favorecer el desarrollo, tanto de las bacterias aerobias como
de las anaerobias. Permitirá también la proliferación de las
levaduras y neutralizará in vitro la posible acción bacteriana
residual de antibióticos y antisépticos empleados en la
esterilización de los conductos radiculares y que pudieran
81
venir acompañados con la muestra tomada del conducto,
impidiendo el desarrollo de los gérmenes en el cultivo.
Hoy en día, los medios de cultivo más utilizados en
endodoncia son los caldos de glucosa-ascitis, cerebro-
corazón, soya tripticasa y tioglicolato, con el agregado
frecuente de 0,1 a 0,3% agar, para enriquecer el medio y
estimular el crecimiento bacteriano, así como de glucosa para
favorecer el desarrollo de los microorganismos acidógenos.
Para la identificación de levaduras en el conducto radicular
(Candida albicans) se utiliza especialmente como medio de
cultivo el de Sabouraud, que suprime el desarrollo
bacteriano.15
Se cultiva las muestras del canal dental utilizando medios
para cultivos de microorganismos anaerobios y facultativos y
que indiquen las proporciones relativas de las cepas
presentes.
Es una técnica exacta, se debe realizar evitando cualquier
contaminación durante la recogida de muestras clínicas para
interpretar posteriormente los resultados; las muestras
contaminadas con saliva o instrumentos mal esterilizados
pueden conducir a decisiones erróneas en el tratamiento.22
82
2.2.3.4. TÉCNICA DE CULTIVO E IDENTIFICACIÓN
El objetivo del tratamiento endodóncico es eliminar bacterias de
los canales radiculares de los dientes afectados y permitir
además resolver y reparar cualquier tejido perirradicular
dañado.
Muchos autores no suelen realizar este procedimiento porque
las actuales técnicas estándar han probado ser eficaces para
eliminar la mayoría de estos microorganismos.
Es posible realizar una prueba para comprobar la esterilidad
del cultivo. La muestra, colocada en un medio que soporte un
gran crecimiento de microorganismos, sólo requiere un análisis
de crecimiento-no crecimiento para ver si el operador mantiene
una técnica aséptica en el campo o en la operación. El proceso
actual de muestreo del cultivo microbiano debe practicarse
adecuadamente para que los resultados sean fiables.46
Toma de cultivos
Para poder analizar los microorganismos de la pulpa necrótica
y del periápice se requiere la obtención de muestras, un medio
de transporte anaeróbico y técnicas de cultivo para anaerobios
estrictos.39
La toma de muestra del canal radicular requiere el uso de
técnicas que permitan el crecimiento de la bacteria facultativa y
de la anaeróbica. El clínico debe tener presente que la
83
contaminación con la flora oral normal como consecuencia del
contacto con la saliva o debido a una manipulación poco
cuidadosa puede dar lugar a resultados de cultivo falsos.46
Una técnica con buena asepsia en el proceso de recogida es
un requisito absolutamente necesario.15, 18 Lo siguiente en
importancia es llevar la muestra a un laboratorio microbiológico
donde poder realizar el proceso con la menor demora posible.
Debe utilizarse un medio de transporte que mantenga la
viabilidad de todos los organismos de la muestra. En realidad,
la técnica de muestreo no es difícil de llevar a cabo. Es
importante recordar que la preparación inicial de la zona
determina en gran medida el éxito o el fracaso de una buena
muestra de cultivo.
En los dientes de los que se toma una muestra, es esencial
aislarlos en primer lugar y desinfectar la corona y el dique de
goma.46 El conducto radicular no debe haber sido tratado con
agentes antimicrobianos antes de la toma y debe estar aislado
para evitar una contaminación con saliva que conduciría a
resultados erróneos.39
Se debe retirar y desechar cualquier empaste. También hay
que tener cuidado de eliminar cualquier exceso de
desinfectante que pueda contaminar la muestra bacteriológica.
84
Las sustancias químicas antibacterianas no deben colocarse
en el canal radicular antes de tomar la muestra.
Una vez expuesto el canal, se inserta una punta absorbente
estéril en el interior del mismo y se deja ahí para que absorba
toda la exudación posible, si la hubiera.
Si el canal está seco, es posible humedecerlo utilizando una
punta de papel húmedo y estéril. Se extrae esa punta,
utilizando para ello una pinza estéril para algodón, y se coloca
lo antes posible en un medio o solución transportadora.46 Si se
emplean varias puntas absorbentes, son las dos primeras las
de mayor valor para lograr el crecimiento bacteriano.45
La rapidez de la manipulación y el cuidado en la elección del
medio aumentan las posibilidades de aislar los
microorganismos más problemáticos.
Una vez recogida la muestra, es importante llevarla al
laboratorio de microbiología lo antes posible con el fin de
asegurar el éxito en los resultados del cultivo. La mayoría de
los odontólogos no tienen contacto directo con un laboratorio
adecuado, por lo que deben utilizar los medios apropiados y los
procedimientos de incubación necesarios para conseguir el
crecimiento de los organismos anaeróbicos y facultativos.46
Se acepta que si el conducto está estéril tiene que estarlo
también el periápice; este concepto enunciado por Hedman en
85
1938 y citado por Rickless, ratifica la importancia que tiene la
certidumbre de esta comprobación bacteriológica. 32
2.2.3.5. MEDIOS DE CULTIVO
Existen varios medios para cultivar el material de conductos
radiculares.38
Los medios de cultivo son sustancias nutritivas que permiten
obtener in vitro, el desarrollo de los microorganismos, que debe
aportar los nutrientes adecuados para el microorganismo que
se desea cultivar en él, conteniendo por lo general
aminoácidos, nucleótidos, factores de crecimiento, glucosa y
ciertos iones inorgánicos.39
Clasificación
- Naturales (leche, suero, papa)
- Artificiales, como todos los que se preparan en el laboratorio,
pudiendo ser líquido, semisólido y sólido. Dentro de estos
últimos tenemos los medios comunes (caldo, agar caldo o
agar nutritivo) y los enriquecidos si se les agrega suero o
sangre (agar sangre o agar suero) para microorganismos
con más requerimientos nutritivos.39
Los medios que utilizan habitualmente la mayoría de los
laboratorios permiten el crecimiento de la bacteria que suele
86
quedar identificada como causante de las infecciones
endondóncicas.46
• El medio más usado es probablemente el caldo infusión
cerebro-corazón, por ser muy favorable para el desarrollo de
los microorganismos del conducto radicular. El agregado de 0,1
a 0,2 por ciento de agar, enriquece el medio de cultivo y
estimula el desarrollo de los microorganismos anaerobios.38
• El agar sangre (sanguíneo) enriquecido para apoyar el
crecimiento de las especias Brucella puede servir como
excelente medio para los microorganismos facultativos y para
los anaeróbicos dañinos.
• El caldo de carne permite igualmente el crecimiento de
ambos. Los medios que se acomodan a las necesidades
específicas de los organismos, como la levadura, el moho o las
especies Mycobacterium, pueden obtenerse con facilidad y
pueden utilizarse siguiendo las instrucciones del microbiólogo.
Es fácil conseguir la identificación específica de una amplia
gama de microorganismos orales.46
• El agar Schaedler, es un medio de aislamiento particularmente
útil para la detección de bacterias anaerobias estrictas y
facultativas. La presencia de factores de crecimiento como el
extracto de levadura, la hemina y la vitamina K3 y la adición de
sangre de cordero permite el crecimiento incluso de las
especies más exigentes. El agente reductor (L-cistina) y la
87
elevada concentración de dextrosa en el medio favorecen el
crecimiento de especies anaerobias.47
• El caldo de thioglicolato, (suplementado con hemina y
vitamina K1) permite el crecimiento de microorganismos
anaerobios, microaerófilos y aerobios, por lo que es apropiado
como medio de enriquecimiento directo de muestras clínicas.
Disminuye el potencial de óxido-reducción del medio, hecho
que le hace especialmente adecuado para el crecimiento de
bacterias anaerobias.
2.2.3.6. MEDIOS DE TRANSPORTE
Sirven para trasladar el material obtenido de un paciente y
brindan las condiciones adecuadas para mantener la viabilidad
de la especie que se sospecha que causa la lesión. Se trata de
medios de gran utilidad, sobre todo si se desea aislar
gérmenes anaerobios.
2.2.3.7. TÉCNICA PARA DETERMINAR EL NÚMERO Y LA VIABILIDAD DE LAS
CÉLULAS
Existen distintas técnicas, siendo una de ellas el recuento de
elementos viables. Para ello hay que cultivar las células y partir
de la base de que cada bacteria es capaz de originar una
colonia. Esto requiere un tiempo mínimo de 24 horas, para
88
confirmar el número de elementos viables expresados como
unidades formadoras de colonias (UFC).
Los microorganismos no sólo necesitan nutrientes para crecer;
también dependen de la temperatura, el pH, la presión
osmótica y las condiciones atmosféricas adecuadas. Además
influyen otros factores como la humedad, la desecación y las
radiaciones.39
La siembra o cultivo debe hacerse durante cada sesión y,
después de permanecer en la incubadora o estufa 48 a 72
horas, será examinado o “leído” macroscópicamente. Si
pasado dicho tiempo el líquido aparece transparente y diáfano,
se interpreta como negativo; si por el contrario, ha quedado
turbio o con masas blanquecinas, es positivo.32 El medio de
cultivo deberá incubarse durante un periodo mínimo de 48
horas en una estufa automática de cultivo regulada a 37°C.
Grossman comprobó sobre aproximadamente 1000 casos, que
el 2% de los cultivos que se mantenían negativos a las 48
horas de incubados, resultaban positivos después de 10 días
de permanecer en la estufa, por lo tanto, aconseja prolongar la
incubación por un periodo mayor de 2 días.15
Dos cultivos negativos se interpretan como comprobación de la
esterilidad del conducto. Para algunos autores y cuando se
trate de urgencia bastará con un solo cultivo negativo.32
89
Causas que invalidan el resultado del control microbiológico
- El medio de cultivo puede no ser el adecuado para el
desarrollo de las distintas variedades de gérmenes
existentes en el conducto radicular.
- Los restos de antisépticos remanentes en el conducto
radicular pueden interferir el crecimiento microbiano en el
medio de cultivo, acusando un control negativo erróneo.
- La cantidad de material infectado tomada del conducto
radicular puede no ser suficiente para provocar el
crecimiento bacteriano en el medio de cultivo.
- Cuando el cultivo se realiza con material obtenido de
conductos de dientes multiradiculares, si se pretende
individualizar la raíz o las raíces infectadas.
- El material infectado se toma generalmente de la parte
accesible del conducto radicular. Resulta problemático hasta
el momento actual controlar por medio de los cultivos, la
infección de la zona periapical y de la profundidad de la
dentina.
- El control microbiológico negativo informa con respecto a la
acción de las drogas utilizadas en el tratamiento sobre
microorganismos sensibles, pero no asegura el éxito a
distancia de la intervención, ni permite prejuzgar la evolución
de los tejidos periapicales posterior a la obturación de los
conductos.15
90
2.3. DEFINICIÓN DE TÉRMINOS BÁSICOS
• Antisepsia. Conjunto de procedimientos destinados a destruir o
inhibir los microorganismos hallados en los tejidos vivos.
• Antiséptico. Sustancia química que actúa matando o inhibiendo
microorganismos, pudiendo usarse sobre piel y mucosas.
• Asepsia. Medida encaminada para impedir el acceso de
microorganismos al campo de trabajo.
• Agente antimicrobiano. Agente físico, mecánico o químico
producido en forma natural o sintética en el laboratorio. Puede ser
antibacteriano, antifúngico o antivírico en cuanto a su espectro de
acción y en cuanto a su actividad, bacteriostático o bactericida.
• Bactericida. Sustancia capaz de eliminar a las bacterias, ejerciendo
una acción letal e irreversible sobre el mismo.
• Bacteriostático. Sustancia que inhibe el crecimiento de las
bacterias, sin causar su muerte, permitiendo que las propias
defensas del huésped pueden eliminar a las bacterias.
• Necrosis pulpar. Muerte pulpar a consecuencia de una inflamación
aguda o crónica. Puede ser asintomática (necrosis aséptica) o
sintomática (gangrena pulpar) en la que hay una invasión bacteriana,
producción de supuración y dolor.
• Sepsis. Es la presencia (entrada) de gérmenes patógenos en el
organismo, capaces o no de producir enfermedad, dependiendo de
su virulencia, la puerta de entrada, la cantidad y el estado defensivo
del organismo.
91
2.4. PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
2.4.1. ÁREA PROBLEMA
La necrosis pulpar es un cuadro irreversible caracterizado por la
destrucción del tejido pulpar, siendo uno de los orígenes la caries
dental, cuyas toxinas bacterianas presentes son las causantes de
dicha destrucción,15 la misma que va a ser directamente
proporcional a los niveles de endotoxinas, lo que muchas veces
produce una alta reproducción celular y síntesis de colágeno por
parte de la pulpa como mecanismo de defensa.
Además, está comprobado que las bacterias y sus productos
juegan un papel fundamental en el desarrollo de las patologías
pulpares y periapicales, por ese motivo es fundamental lograr la
asepsia de los conductos radiculares antes de su obturación y
mantenerla después de la conclusión del tratamiento.15,30
El tratamiento de conductos es el indicado en estos casos, ya que
tiene como uno de sus principales objetivos la desinfección, el
lograr la completa remoción del tejido pulpar y de los
microorganismos que se encuentren dentro de la cámara pulpar y
en los conductos radiculares,33,45 otorgando de esta manera un sitio
apropiado para su posterior obturación y reparación de los tejidos
circundantes.48
92
Asimismo, es vital y primordial mantener la cadena aséptica,
teniendo cuidado en la limpieza en todo momento pues los
microorganismos contenidos en la saliva podrían penetrar de la
cámara pulpar al periápice provocando alguna reacción
indeseable.21
El tejido pulpar que no ha sido adecuadamente removido por la
instrumentación y/o por los agentes irrigantes puede dar lugar a
que las proteínas se descompongan formando productos tóxicos,
filtrándose en los tejidos periapicales y originando una infección.49
Para tal fin es que se realiza la preparación biomecánica de los
canales radiculares, siempre teniendo en cuenta que todas las
fases del tratamiento: instrumentación, desinfección y obturación
están correlacionadas y cualquier descuido en una de ellas podría
provocar el fracaso del tratamiento endodóncico; aunque ciertos
autores como Auerbach (1953), Stewart (1955), Vella (1955)
consideran la preparación biomecánica como la fase más
importante del tratamiento de conducto. Asimismo, Leonardo
(1991), en base a innumerables trabajos científicos comparte la
idea del papel relevante de la preparación biomecánica de los
canales radiculares señalando que “lo más importante de la terapia
de los canales radiculares es lo que se retira del interior y no lo
que en él se pone" 14
93
La preparación biomecánica es realizada por medio de la
instrumentación manual y/o mecánica del canal radicular utilizando
limas en conjunto con soluciones irrigadoras debido a las
irregularidades morfológicas dentro del conducto; la limpieza
mecánica por sí sola no elimina todos los remanentes de tejido de
paredes radiculares.33
Leonardo señala también que “la preparación biomecánica
desempeña un importante papel en la desinfección, pero no pone
al conducto radicular en condiciones de ser obturado. Reduce
parcial y temporalmente la cantidad de microorganismos, debiendo
ser complementado por la acción coadyuvante de agentes
antimicrobianos para actuar sobre las bacterias que escaparon a la
acción mecánica y que se encuentran alojadas en zonas
inaccesibles a dicha acción”.11
Diversos estudios han demostrado que la instrumentación
mecánica no es suficiente para la desinfección de los conductos
radiculares; soluciones irrigantes son requeridas para eliminar los
microorganismos, existiendo una variedad de soluciones químicas
para este propósito.34
Dichos antisépticos son medicamentos inespecíficos, con
propiedades tensoactivas, histolíticas o descalcificantes14 que
actúan sobre todas las especies bacterianas por desnaturalización
de las proteínas celulares. La selección de dichos medicamentos
94
han sido basados en la efectividad, toxicidad, potencial de
inflamación y difusibilidad.8 Todos ellos poseen al mismo tiempo
una acción tóxica inespecífica sobre las células vitales y una
posible acción inmunógena, ya que son haptenos que pueden
transformarse en inmunógenos completos al combinarse con las
lipoproteínas del mismo organismo.
Los antimicrobianos comunes atacan las células en diversas
formas, pero muchas de ellas no se conocen a fondo. Sin embargo,
se sabe que en grandes concentraciones, muchos preparados
tienen efecto destructivo directo en las bacterias al grado de
producir, entre otras cosas, desnaturalización de las proteínas del
microorganismo.
En la endodoncia moderna el empleo indiscriminado de
antimicrobianos tóxicos poco a poco ha sido sustituido por una
técnica de enfoque más biológico. De ese modo, hay que
considerar la presencia de microorganismos residuales que quedan
en el sistema de conductos radiculares como una complicación
indeseable y un problema importante que altera los resultados del
tratamiento. De este modo, queda a criterio del clínico escoger
entre los diversos antisépticos, aquel que permitirá el tratamiento
sin retrasos en la cicatrización.14
95
2.4.2. DELIMITACIÓN DEL PROBLEMA
Diversos trabajos de investigación están encaminados a comprobar
la eficacia, la mayoría de veces in vitro, de los distintos productos
usados en endodoncia contra la gran variedad de microorganismos
patógenos, sobre todo anaeróbicos, que frecuentemente se
encuentran alojados en los conductos radiculares necróticos y
zonas adyacentes, y que probablemente sean los responsables del
dolor y agudización; por lo tanto, el alto índice del dolor referido por
los especialistas que oscila entre 3,17% hasta más del 50% en
algunos casos se erradicaría considerablemente de existir una
solución para irrigar con mayor capacidad bactericida y más
biocompatibilidad.21
Si bien Siqueira (2002) enfatiza la importancia del uso de irrigantes
antimicrobianos durante la preparación quimiomecánica sea cual
sea el tipo de solución o la técnica utilizada, es necesario conocer
los beneficios y las desventajas de los más usados.14, 50
El irrigante ideal o combinación de irrigantes elimina las bacterias,
disuelve tejido necrótico tisular, lubrica el canal, remueve el barrillo
dentinario y no irrita los tejidos tisulares.34 Además debe ser un
antiséptico de amplio espectro y eficaz, que cause mínimo o nulo
daño a los tejidos.14
96
El compuesto universalmente más usado como solución irrigadora
endodóncica es el hipoclorito de sodio, en soluciones del 1 al 5%.37, 51
Se ha venido utilizando durante décadas en endodoncia, es una
solución fuertemente alcalina, con un pH de 12,09, 21 de gran
poder bactericida y capaz de disolver tejidos orgánicos vitales y
necróticos.37 Produce reacción exotérmica, y en contacto con los
tejidos libera energía calórica.21
Sin embargo, es cáustico e irritante para los tejidos periapicales,
por tal motivo debe tenerse precaución ya que su paso forzado
más allá del ápice radicular puede provocar fenómenos tóxicos
severos, lesiones tisulares y sintomatología sumamente aguda y
dolorosa, además de tumefacción.21,33,37
Debido a estos posibles accidentes, algunos profesionales
prefieren utilizar soluciones menos comprometedoras, aunque sean
menos eficaces en pulpa necrótica.21
Existen otras sustancias como la solución de yoduro de potasio
yodado (IKI) la cual posee un potente efecto antibacteriano, capaz
de eliminar microorganismos resistentes a otros antisépticos,4
mínima toxicidad y poca capacidad de irritar tejidos de forma que
su efecto antimicrobiano persiste en concentraciones que no son
citotóxicas,14 con un buen grado de penetración según señalan
algunos estudios.
97
Señalado por algunos autores como irritante, algunos estudios
realizados evaluaron su efecto sobre la irritación tisular
(permeabilidad capilar) en comparación con otros medicamentos
como el PCMF alcanforado, fenol alcanforado, cresatina y
formocresol, concluyendo que el menos tóxico fue el yoduro de
potasio yodado. Además, ciertos autores mencionan que poseen
gran acción en un corto periodo de tiempo y una amplia difusión
debido a su actuación por vapores.
2.4.3. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA
¿Cuál es la capacidad antibacteriana del yoduro de potasio yodado
al 2% como solución irrigante del conducto radicular en pacientes
con piezas necróticas en comparación con el hipoclorito de sodio al
2,5%?
2.5. JUSTIFICACIÓN
Ha sido objeto de gran disputa la necesidad de que la solución
irrigadora utilizada en endodoncia posea cualidades antimicrobianas
notables. Los investigadores han demostrado que el empleo de una
solución de lavado o la simple solución salina, en combinación con
un desbridamiento mecánico adecuado, basta para eliminar o
aminorar el número de microorganismos en el espacio pulpar. El
efecto del lavado puede mejorar si se agrega una sustancia
tensioactiva o una sustancia proteolítica al líquido.
98
El efecto antimicrobiano podría ser deseable en algunas
circunstancias, pero la toxicidad de una solución también debe
considerarse por el notable daño a los tejidos que causa. Todo
agente antimicrobiano puede ser tóxico y ello anularía las ventajas
buscadas de contar con un tratamiento químico más “agresivo”
contra los microorganismos.
Es sabido que el hipoclorito de sodio, tanto por su actividad
antibacteriana como por ser un disolvente del tejido vital y necrótico,
es considerado tradicionalmente como el irrigante de elección para
el tratamiento de conductos desvitalizados.
Pero desde el momento en el que las consideraciones biológicas
tomaron cada vez mayor relieve, el potencial citotóxico e irritante
para los tejidos perirradiculares del hipoclorito de sodio (siendo más
irritante cuanto mayor es su concentración) llevó a disminuir
manifiestamente su concentración para atenuar sus efectos
adversos, y al depender estrechamente de la concentración, su
actividad disolvente y bactericida disminuye significativamente, en
razón que en el proceso desvitalizante y necrosante del tejido pulpar
las bacterias anaerobias, facultativas y estrictas desempeñan un rol
significativo, por lo que se considera que la actividad antibacteriana
sobre ellas adquiere particular importancia.
Por otro lado, existen reportes de accidentes en el tratamiento
endodóncico luego del uso terapéutico del hipoclorito de sodio.
Barbas reporta un caso de una mujer de 52 años con hemorragia
99
cerebral fatal que probablemente fue el resultado de la estimulación
del quinto nervio por NaOCl y dolor antes del tratamiento
endodóncico.
Esto hace deseable el empleo de otro irrigante igualmente efectivo
para el control bacteriológico pero sin presentar los efectos adversos
del hipoclorito de sodio con relación a su toxicidad, o en el mejor de
los casos, escoger una solución irrigadora que logre una tarea
específica y no utilizarla rutinariamente en todos los tratamientos.
La presente investigación se orienta precisamente a la búsqueda de
alternativas de un irrigante de canales radiculares desvitalizados que
proporcionen una marcada efectividad bactericida pero a su vez que
presente mínimos efectos adversos.
Se considera que el empleo de IKI supone de cierto respaldo que
hace que sea de interés particular, estableciendo su gran utilidad en
conjunción con la terapia endodóncica.
Son muy pocas las investigaciones realizadas sobre el yoduro de
potasio yodado como irrigante, las cuales algunas se contradicen
acerca del nivel de toxicidad y de tinción que presenta. Lo que sí es
cierto es que varias de ellas manifiestan que posee una gran acción
antibacteriana en corto tiempo, pudiendo reemplazar a las
soluciones actualmente utilizadas, debido a la efectividad
presentada.
100
2.6. OBJETIVOS DE LA INVESTIGACIÓN
2.6.1. GENERAL
Determinar la capacidad antibacteriana del yoduro de potasio
yodado al 2% (IKI) como solución antiséptica del conducto radicular
en el tratamiento de piezas necróticas en comparación con el
hipoclorito de sodio al 2,5 %.
2.6.2. ESPECÍFICOS
• Cuantificar el número de UFC/ml de los conductos de piezas
necróticas monoradiculares antes del inicio del tratamiento (pre
irrigación).
• Cuantificar el número de UFC/ml de los conductos de piezas
necróticas monoradiculares luego de la primera sesión (post
irrigación), donde se utilizará yoduro de potasio yodado al 2% o
hipoclorito de sodio al 2,5% como solución antiséptica, o suero
fisiológico (grupo control)
• Cuantificar el número de UFC/ml de los conductos de piezas
necróticas monoradiculares 72 horas después del tratamiento
(pre obturación), luego del uso de yoduro de potasio yodado al
2% o hipoclorito de sodio al 2,5% como solución antiséptica, o
suero fisiológico (grupo control)
• Comparar los números de UFC/ml producidos antes (pre
irrigación) y después de la primera sesión (post irrigación),
101
luego del uso del yoduro de potasio yodado al 2%, hipoclorito de
sodio al 2,5% o suero fisiológico (grupo control)
• Comparar los números de UFC/ml producidos después de la
primera sesión (post irrigación) y después de 72 horas (pre
obturación), luego del uso del yoduro de potasio yodado al 2%,
hipoclorito de sodio al 2,5% o suero fisiológico.
• Comparar los números de UFC/ml producidos antes de la
primera sesión (pre irrigación) y después de 72 horas (pre
obturación), luego del uso del yoduro de potasio yodado al 2%,
hipoclorito de sodio al 2,5% o suero fisiológico.
• Comparar los números de UFC/ml producidos luego de la
primera sesión (post irrigación) entre las distintas soluciones
irrigantes utilizadas como el suero fisiológico, yoduro de potasio
yodado al 2% e hipoclorito de sodio al 2,5%.
• Comparar los números de UFC/ml producidos a las 72 horas
después (pre obturación) entre las distintas soluciones irrigantes
utilizadas como el suero fisiológico, yoduro de potasio yodado al
2% e hipoclorito de sodio al 2,5%.
2.7. HIPÓTESIS
“El yoduro de potasio yodado al 2% como solución antiséptica del
conducto radicular en el tratamiento de piezas necróticas presenta
una capacidad antibacteriana muy alta en comparación al
hipoclorito de sodio al 2,5%”
102
III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. TIPO DE ESTUDIO
El presente estudio es de corte longitudinal y experimental.
Es longitudinal, porque las variables en estudio serán observadas a
lo largo de un tiempo determinado.
Es experimental debido a que los grupos en estudio, elegidos al
azar, por muestreo y conveniencia, se someterán a la acción de
una variable para determinar su efecto, en conjunto con la
presencia de un grupo control.
3.2. UNIVERSO
3.2.1. POBLACIÓN
La población estará compuesta por pacientes que presentan piezas
monoradiculares de un conducto con diagnóstico de necrosis
pulpar y con ausencia de reacción periapical radiográfica, previa
calibración.
3.2.2. MUESTRA
Se seleccionarán según criterios de conveniencia 30 pacientes con
piezas monoradiculares de un conducto con diagnóstico clínico y
radiográfico de necrosis pulpar, clínicamente establecido por
ausencia de síntomas y de respuesta a los test de vitalidad pulpar,
y radiográficamente con ausencia de reacción periapical.
103
3.2.3. DISTRIBUCIÓN DE LA MUESTRA
La muestra estará distribuida en tres grupos: 10 pacientes en cuyo
tratamiento de endodoncia sólo se irrigará con solución salina al
9% como grupo control (grupo A), 10 pacientes en los que se
irrigará con hipoclorito de sodio al 2,5% (grupo B) y otros 10
pacientes en los cuales se irrigará con la solución antiséptica de
yoduro de potasio yodado al 2% (grupo C). Esta asignación se
realizará de una forma no probabilística: el primer paciente será
asignado al grupo A, el segundo paciente al grupo B, el tercer
paciente al grupo C, y así sucesivamente hasta completar la
muestra.
3.2.4. TIPO DE MUESTREO
El tipo de muestra será no probabilístico e intencionado (por
conveniencia)
3.2.5. UNIDAD DE MUESTREO
Constituido por 30 canales radiculares de piezas dentarias de
pacientes con diagnóstico de necrosis pulpar.
3.2.6. UNIDAD DE ANÁLISIS
La unidad de análisis estará formada por las placas conteniendo
agar schaedler, sembrados con las muestras pre irrigación, post
irrigación y pre obturación de 30 canales radiculares de piezas
dentarias de los pacientes con diagnóstico de necrosis pulpar.
104
3.2.7. CRITERIOS DE INCLUSIÓN
- Pacientes en buen estado general, según datos obtenidos y
registrados en la historia clínica del paciente.
- Pacientes que presentan al menos una pieza dentaria para
tratamiento endodóncico registrados en la historia.
- Piezas dentarias monoradiculares de un solo conducto
- Piezas dentarias con necrosis pulpar y con ausencia de reacción
periapical radiográfica.
- Piezas dentarias que presenten conductos radiculares, rectos y
permeables.
- Pacientes que no hayan recibido terapia antibiótica previa.
3.2.8. CRITERIOS DE EXCLUSIÓN
- Pacientes que hayan recibido terapia antibiótica previa al
tratamiento.
- Pacientes que manifiesten presentar reacciones alérgicas.
- Piezas dentarias con evidencia clínica de lesiones periodontales.
- Piezas dentarias con evidente reacción periapical radiográfica.
105
3.3. OPERACIONALIZACIÓN DE VARIABLES
VARIABLES DEFINICIÓN CONCEPTUAL INDICADORES ESCALA CATEGORÍA
Soluciones irrigantes
Sustancias antisépticas
utilizadas como agentes de limpieza y
desinfectantes de las paredes del conducto
radicular.
Compuestos químicos
Nominal
Suero fisiológico
IKI 2%
NaOCl 2,5%
Bacterias
del conducto radicular
Microorganismos presentes en el
conducto radicular de
piezas necróticas
Crecimiento bacteriano
Nominal
UFC
Capacidad antibacteriana
de las soluciones irrigantes
según etapas de
tratamiento
Capacidad de destrucción de
bacterias presentes en el
conducto radicular de
piezas necróticas usando una
solución irrigante en
distintas etapas en las que se realizarán la
toma de muestras.
Recuento
bacteriano en
etapas de
1= Pre irrigación
2= Post irrigación
3= Pre obturación
(72 horas)
Ordinal
▪ 0 UFC/ml = Muy alta
▪ Menos de 103 UFC/ml = Alta
▪ 103–105 UFC/ml = Moderada
▪ 106–108 UFC/ml = Baja
▪ Más de 108 UFC/ml= Muy baja
106
3.4. MÉTODOS, TÉCNICA E INSTRUMENTO DE RECOLECCIÓN DE
DATOS
3.4.1. RECURSOS
3.4.1.1. RECURSOS HUMANOS
- Investigador
- Odontólogo de la especialidad de Endodoncia (asesor)
- Consultora en Microbiología
- Personal auxiliar (Microbiología)
3.4.1.2. INFRAESTRUCTURA
- Clínica del Sistema de Atención Rápida (SAR) de la Facultad
de Odontología – UNMSM.
- Laboratorio de Microbiología (Facultad de Odontología –
UNMSM)
3.4.1.3. RECURSOS MATERIALES
Materiales de diagnóstico
- Películas radiográficas
- Guantes
- Mascarillas
Materiales e instrumental de inspección, anestesia,
aislamiento y desinfección
- Campos descartables
- Instrumental de inspección (espejos bucales, exploradores
dentales biactivos, curetas de dentina, pinzas porta algodón)
107
- Instrumental y material de anestesia (jeringa cárpule,
cartuchos de anestesia: lidocaína 2% con vasoconstrictor,
agujas cortas)
- Instrumental y material de aislamiento (arco de young,
portaclamp, perforador de dique, clamps superiores e inferiores
para dientes anteriores y premolares, dique de goma)
- Etanol 70%
- Algodón
Material e instrumental para la apertura, instrumentación
y toma de muestra
- Guantes quirúrgicos estériles 6½
- Pieza de mano de alta velocidad
- Fresas redondas medianas y de fisura estériles
- Limas flexofile estériles de primera serie (Dentsply Maillefer)
- Limas flexofile estériles de segunda serie (Dentsply
Maillefer)
- Limas Hedstrom estériles de primera serie (Dentsply
Maillefer)
- Puntas de papel absorbente estériles de primera serie
- Jeringas y agujas descartables de tuberculina
- Jeringas descartables de 10cc.
- Solución de yoduro de potasio yodado al 2%
- Solución de hipoclorito de sodio al 2%
- Solución salina de suero fisiológico 9%
108
- Solución tiosulfato de sodio al 5%
- Tubos con tapa rosca conteniendo tioglicolato fluido (medio
de transporte)
Material e instrumental de obturación
- Óxido de Zinc – Eugenol
- Espátulas (de cemento y portacemento)
Equipos, materiales e instrumental para procesamiento
de muestras en el laboratorio de Microbiología
- Autoclave
- Incubadora
- Medio de cultivo (agar schaedler)
- Reactivo de anaerobiosis AnaeroGen (Oxoid)
- Jarra de anaerobiosis
- Placas petri
- Tubos de ensayo
- Mechero
- Asa de siembra
- Porta asa de siembra
- Espátula de Digraslky
- Ron de quemar
- Micropipeta
Materiales de escritorio
- Fotocopias
- Plumón indeleble
109
3.4.2. PROCEDIMIENTO PARA LA RECOLECCIÓN DE MUESTRA
El presente estudio se llevó a cabo considerando un número de
piezas dentarias que cumplió determinados requisitos, siguiendo
una secuencia de procedimientos, tanto clínicos como de
laboratorio.
3.4.3. MÉTODOS E INSTRUMENTOS PARA LA RECOLECCIÓN DE DATOS
a. Pasos previos
1. Se preparó los medios de transporte y de cultivo.
b. Procedimientos clínicos (Anexos N°3, N° 4 y N° 5)
1. Selección de pacientes
Los pacientes presentaron piezas dentarias monoradiculares de
un solo conducto con diagnóstico de necrosis pulpar, el cual fue
estandarizado y determinado clínicamente por la observación de una
lesión cariosa profunda, cambio de coloración y por la falta de
respuesta a las pruebas de vitalidad pulpar (respuesta negativa)
al aire, agua fría y a la gutapercha caliente, existiendo ausencia
de lesión periapical, determinado por ausencia de una imagen
radiolúcida perirradicular en la radiografía periapical.
Aislamiento y apertura del acceso cameral:
Luego de realizar el diagnóstico se procedió a realizar el
aislamiento absoluto de la pieza dentaria con la subsiguiente
110
desinfección de la misma (corona clínica y campo quirúrgico) por
medio de la acción bactericida del etanol 70% para así evitar
falsos positivos.
Después se procedió a realizar el acceso cameral, y a
desinfectar la porción coronal de la cámara pulpar, previo
aislamiento de ésta por medio de una bolilla de algodón.
Calibración de la muestra:
- Cambio de coloración de la corona dental.
- Ausencia de respuesta a pruebas de vitalidad pulpar
(asintomática)
- Ausencia de IRL a nivel periapical.
2. Toma de primera muestra (pre irrigación)
- Se empleó 2 ml de suero fisiológico al 9% como solución
irrigadora en la cámara pulpar y en el canal radicular por
considerarla inocua para las especies bacterianas presentes.
- Se realizó un leve desbridamiento por 30 segundos con una
lima 15 para así conseguir una máxima suspensión de
bacterias en el medio.
- Luego de haber realizado este procedimiento, se insertó
puntas de papel seco y estéril dentro del conducto radicular
por 60 segundos.
- La muestra obtenida fue colocada inmediatamente dentro de
un tubo de ensayo conteniendo el medio de transporte (caldo
111
de thioglicolato) y se llevó al laboratorio para su cultivo en
medio agar schaedler (cultivo pre irrigación)
3. Preparación biomecánica
- Se realizó la preparación biomecánica con la técnica
telescópica y se irrigó con 2 ml de yoduro de potasio yodado
(IKI) al 2%, con hipoclorito de sodio (NaOCl) al 2,5% o con
suero fisiológico al 9%, según fue el paciente seleccionado,
luego del empleo de cada instrumento. El volumen total de
solución antiséptica empleado para la irrigación durante esta
fase fue de 20 ml.
- En la primera sesión se realizó la completa instrumentación
del canal radicular.
- Se instrumentó apicalmente hasta el instrumento N° 35 y el
último instrumento dependió de la longitud de trabajo y del
diámetro del conducto radicular.
- Luego de haber culminado con la instrumentación se irrigó
con 10 ml de suero fisiológico al 9% para eliminar cualquier
residuo producto de la instrumentación y del irrigante
empleado, y se secó el canal con conos de papel.
- Seguidamente se irrigó 1 ml de tiosulfato de sodio (inactivador
de compuestos halogenados, en los casos de IKI 2% y NaOCl
2,5%) dejando actuar por 3 minutos para luego irrigar con 10
112
ml de suero fisiológico a fin de eliminar restos de esta
sustancia.
4. Toma de segunda muestra (post irrigación)
- Se realizó un ligero desbridamiento de las paredes del
conducto con una lima estéril por 30 segundos, para introducir
puntas de papel estériles por 60 segundos, las cuales fueron
llevadas a otro tubo de ensayo conteniendo el medio de
transporte, para su cultivo en agar schaedler (cultivo post
irrigación)
- Se irrigó el conducto de la pieza dentaria con 10 ml de suero
fisiológico al 9% y fue secado con conos de papel para su
obturación provisional
- La siguiente sesión fue realizada transcurriendo 3 días (72
horas) durante los cuales al paciente no se le administró
ninguna terapia antibiótica.
5. Toma de tercera muestra
En la siguiente sesión se tomó la tercera muestra para lo cual se
procedió a:
- Aislamiento absoluto de la corona clínica.
- Remoción de la obturación provisional de la pieza dentaria.
- Desinfección de la corona clínica y área a trabajar.
- Evaluación del silencio clínico.
113
- Se introdujo en el conducto 10 ml de suero fisiológico 9%
para luego realizar un ligero desbridamiento de las paredes
del conducto radicular.
- Se procedió a secar con conos de papel estériles, los cuales
permanecieron en el canal por 60 segundos.
- Estos conos fueron colocados posteriormente en un tubo de
ensayo que contenía caldo de thioglicolato fluido (medio de
transporte) para ser conducidos al laboratorio.
Muestras Pre Obturación. En los casos de las piezas del grupo B
y C se procedieron de la siguiente manera:
- Aislamiento absoluto de la corona clínica.
- Remoción de la obturación provisional de la pieza dentaria.
- Desinfección de la corona clínica y área a trabajar.
- Evaluación del silencio clínico.
- Si la pieza dentaria estaba apta para la obturación, se procedió
a irrigar el conducto con 10 ml de yoduro de potasio yodado
(IKI) al 2% o hipoclorito de sodio (NaOCl) al 2,5% (según fue el
caso), se aspiró y se introdujo en el conducto 10 ml de suero
fisiológico al 9%.
- Luego se irrigó con 1 ml de tiosulfato de sodio, dejando actuar
por 3 minutos, para luego irrigar nuevamente con 10 ml de
suero fisiológico.
114
- Se realizó un ligero desbridamiento del conducto radicular para
después secarlos con conos de papel, los cuales
permanecieron en el canal por 60 segundos.
- Estos conos fueron colocados posteriormente en un tubo de
ensayo que contenía caldo de thioglicolato fluido (medio de
transporte) para ser conducidos al laboratorio.
Transporte y procesamiento de muestras (Anexo N° 6)
Se utilizó el caldo de thioglicolato fluido como medio de transporte y
el agar schaedler como medio de cultivo. Ambos medios fueron
necesarios para el transporte y crecimiento de bacterias
anaerobias.
Las muestras contenidas en el medio de transporte se trasladaron
al laboratorio de microbiología de la Facultad de Odontología de la
UNMSM, donde se sembraron a partir de diluciones de 1/100 y
1/1000 suero fisiológico en placas petri que contenían el medio de
cultivo (agar schaedler).
Las placas fueron incubadas a 37°C por 3 días (72 horas) en
condiciones de anaerobiosis. Transcurrido este tiempo de
incubación, los cultivos fueron observados para detectar la
presencia de colonias bacterianas anaeróbicas.
115
FIGURA 5. PROTOCOLO DE PROCESAMIENTO DE MUESTRAS 52,53
En las placas que hubo crecimiento (cultivo positivo), se procedió a
realizar el conteo de UFC/ml. Hubo casos en que en las placas
petri de los cultivos pre irrigación no hubo crecimiento bacteriano
(cultivo negativo), esas muestras no fueron tomadas en cuenta.
Se registró el conteo obtenido y se interpretó el resultado siguiendo la
escala propuesta por Kuruvilla y Kamath54:
MUESTRA
PRE IRRIGACIÓN POST IRRIGACIÓN PRE OBTURACIÓN
TRANSPORTE Caldo de tioglicolato fluido
Agar Schaedler
INCUBACIÓN 37°C por 72 horas
en anaerobiosis
LECTURA UFC/ml
INTERPRETACIÓN
SIEMBRA
116
CUADRO 04. NIVEL DE EFECTIVIDAD ANTIBACTERIANA DE SOLUCIONES
IRRIGANTES.54
3.4.4. REGISTRO DE DATOS
Para el desarrollo de esta investigación se elaboró:
Ficha de consentimiento informado del paciente
Ficha de Endodoncia – Prueba Microbiológica:
- N° de ficha. Nombres, apellidos y edad del paciente
- Pieza dentaria
- Fecha de toma de muestras (pre y post irrigación y pre obturación)
- Recuento de bacterias e interpretación
- Leyenda
3.4.5. PROCESAMIENTO PARA LA RECOLECCIÓN DE DATOS
Se llevó a cabo mediante el uso del programa SPSS versión 12. Se
elaboraron tablas y cuadros de acuerdo a los objetivos planteados.
La tabulación y el análisis estadístico de los valores obtenidos
fueron realizadas utilizando pruebas no paramétricas: Test de
Friedman, prueba de Wilcoxon, test de Kruskal Wallis y la prueba
de Mann Whitney, trabajándose todas ellas con un nivel de
confianza de 0.05.
0 UFC/ml Efectividad muy alta
Bajo: Menos de 103 UFC/ml Efectividad alta
Moderado: 103 – 105 UFC/ml Efectividad moderada
Moderadamente alto: 106 – 108 UFC/ml Efectividad baja
Alto: Más de 108 UFC/ml Efectividad muy baja
117
IV. RESULTADOS
CUADRO 05. RECUENTO BACTERIANO DEL CONDUCTO RADICULAR (UFC/ML) CON EL USO DEL IKI AL 2%
PACIENTE PRE IRRIGACIÓN POST IRRIGACIÓN PRE OBTURACIÓN
1 2 x 104 2320 7
2 464 x 104 20 0
3 240 x 104 65 x 102 38
4 2 x 104 1 1
5 2 x 104 1 0
6 1 x 104 0 0
7 204 x 104 10 x 102 10
8 1 x 103 11 0
9 4 x 104 0 0
10 936 x 105 260 x 102 45
El cuadro 05 muestra los recuentos de UFC/ml de microorganismos
anaerobios obtenidos de los cultivos de las muestras pre irrigación, post
irrigación y pre obturación con el uso del yoduro de potasio yodado (IKI) al
2%, en los que se aprecia que el número disminuyó notoriamente a
medida que se avanzó en el tratamiento (pre irrigación post irrigación y
post irrigación pre obturación), obteniendo que en 2 pacientes se
eliminó por completo en la toma post irrigación y que en 5 de 10 pacientes
se eliminó completamente en la última toma de muestra (pre obturación)
(ver Anexo N° 7)
118
CUADRO 06. RECUENTO BACTERIANO DEL CONDUCTO RADICULAR (UFC/ML) CON EL USO DEL NAOCL 2,5%
PACIENTE PRE IRRIGACIÓN POST IRRIGACIÓN PRE OBTURACIÓN
1 2220 660 0
2 1672 520 14 x 10
3 ND 10 42 x 10
4 68 x 104 0 210 x 10
5 260 x 105 160 x 102 104 x 10
6 480 x 105 112 x 102 33 x 10
7 ND 127 x 102 240 x 10
8 576 x 105 1680 x 102 180 x 10
9 180 x 105 105 x 102 48 x 10
10 960 x 105 80 x 102 252 x 10
ND: No determinado, numerosas colonias no contables
El cuadro 06 muestra los recuentos de UFC/ml de microorganismos
anaerobios obtenidos de los cultivos de las muestras pre irrigación, post
irrigación y pre obturación con el uso del hipoclorito de sodio (NaOCl) al
2,5%, donde se observa que el número de UFC/ml disminuyó a medida
que se avanzó el tratamiento (pre irrigación post irrigación y post
irrigación pre obturación), obteniendo que sólo en 1 de 10 pacientes se
eliminó por completo en la toma post irrigación, y que sólo en 1 de 10
pacientes se eliminó completamente en la última toma de muestra (pre
obturación) (ver Anexo N° 8)
119
CUADRO 07. RECUENTO BACTERIANO DEL CONDUCTO RADICULAR (UFC/ML) CON EL USO DE SUERO FISIOLÓGICO
PACIENTE PRE IRRIGACIÓN POST IRRIGACIÓN PRE OBTURACIÓN
1 9 x 104 5000 936 x 10
2 410 56 1238
3 10 x 104 10840 ND
4 5 x 103 103 ND
5 228 x 105 1116 x 102 ND
6 1440 x 105 316 x 102 ND
7 90 x 105 77 x 102 1440 x 10
8 2250 x 105 12 x 102 2452 x 10
9 2440 x 105 43 x 102 ND
10 17 x 105 200 x 102 596 x 10
ND: No determinado, numerosas colonias no contables En el cuadro 07 se observa los recuentos de UFC/ml de microorganismos
anaerobios obtenidos de los cultivos de las muestras pre irrigación, post
irrigación y pre obturación con el uso del suero fisiológico (grupo control),
donde se aprecia que el número de UFC/ml disminuyó de la fase de pre
irrigación a post irrigación, pero de la etapa de post irrigación a pre
obturación el N° de UFC/ml aumentó en 9 de 10 pacientes. (Ver Anexo N°
9)
120
CUADRO 08. COMPARACIÓN DE MEDIANAS DEL N° DE UFC/ML CON EL USO DEL IKI AL 2% SEGÚN ETAPAS DEL TRATAMIENTO
* Prueba Test de Friedman: P < 0.05. Existen diferencias significativas.
** Prueba de Wilcoxon: P < 0.05. Existen diferencias significativas.
TIEMPO Mínimo Máximo MedianaTEST DE FRIEDMAN WILCOXON
Chi cuadrado
P Pre irrigación Post irrigación Pre obturación
Pre irrigación 10000 93600000 300000
18.18
0.00*
P=0.005** P=0.005**
Post irrigación 0 65000 155 P=0.018**
Pre obturación 0 380 5
121
FIGURA N° 06. COMPARACIÓN DE MEDIANAS DEL N° DE UFC/ML CON EL USO DEL IKI
AL 2% SEGÚN ETAPAS DEL TRATAMIENTO En el cuadro 08 se observa que la mediana del número de UFC/ml en la toma
pre irrigación es de 300000 UFC/ml (10000 - 93600000 UFC/ml), en la toma
post irrigación con el uso del IKI al 2% es de 155 UFC/ml (0 - 65000 UFC/ml) y
en la toma pre obturación la mediana es de 5 UFC/ml (0 - 380 UFC/ml).
Acorde con el test de Friedman (Chi cuadrado=18.18, P=0.00), existen
diferencias significativas entre las tres medianas obtenidas del número de
UFC/ml al inicio del tratamiento (pre irrigación) y los n° de UFC/ml luego del
uso del IKI 2%, tanto en la toma post irrigación como en la toma pre obturación.
Según la prueba de Wilcoxon, se aprecia que el número de UFC/ml en el
momento de la pre obturación es menor que en el momento de la pre irrigación,
existiendo diferencia significativa (P=0.005) Además que el número de UFC/ml
en la toma pre obturación es menor significativamente (P=0.018) que en la
toma post irrigación y por último el número de UFC/ml en la toma post irrigación
es menor significativamente (P=0.005) que en la toma pre irrigación.
122
CUADRO 09. COMPARACIÓN DE MEDIANAS DEL N° DE UFC/ML CON EL USO DEL NAOCL AL 2,5% SEGÚN ETAPAS DEL TRATAMIENTO
TIEMPO Mínimo Máximo Mediana
TEST DE FRIEDMAN WILCOXON
Chi cuadrado P Pre irrigación Post irrigación Pre obturación
Pre irrigación 2220 1000000000 33000000
14.60
0.001*
P=0.007** P=0.005**
Post irrigación 0 11200000 9250 P=0.013**
Pre obturación 0 2520 760
* Prueba Test de Friedman: P < 0.05. Existen diferencias significativas.
** Prueba de Wilcoxon: P < 0.05. Existen diferencias significativas.
123
FIGURA N° 07. COMPARACIÓN DE MEDIANAS DEL N° DE UFC/ML CON EL USO DEL
NAOCL AL 2,5% SEGÚN ETAPAS DEL TRATAMIENTO
En el cuadro 09 se observa que la mediana del número de UFC/ml en la pre
irrigación es de 33000000 UFC/ml (2220 - 1000000000 UFC/ml), en la toma
post irrigación con el uso del NaOCl al 2,5% es de 9250 UFC/ml (0 - 11200000
UFC/ml) y en la pre obturación de 760 UFC/ml (0 - 2520 UFC/ml).
Acorde con el test de Friedman (Chi cuadrado=14.60, P=0.001) existe
diferencia significativa entre las tres medianas obtenidas del número de UFC/ml
al inicio del tratamiento (pre irrigación), y los n° de UFC/ml luego del uso del
NaOCl 2,5% tanto en la toma post irrigación como en la toma pre obturación.
Según la prueba de Wilcoxon, la mediana del número de UFC/ml en la pre
obturación es menor que en el momento de la pre irrigación, existiendo
diferencia significativa (P=0.005). Asimismo, el número de UFC/ml en la toma
pre obturación es menor significativamente (P=0.013) que en la toma post
irrigación, y este último es menor significativamente (P=0.007) que el número
de UFC/ml de la toma pre irrigación.
124
CUADRO 10. COMPARACIÓN DE MEDIANAS DEL N° DE UFC/ML CON EL USO DEL SUERO FISIOLÓGICO SEGÚN ETAPAS DEL TRATAMIENTO
TIEMPO Mínimo Máximo Mediana
TEST DE FRIEDMAN WILCOXON
Chi cuadrado
P Pre irrigación Post irrigación Pre obturación
Pre irrigación 4100 244000000 5350000
12.2
0.002*
P=0.005**
Post irrigación 560 111600 15000
P=0.013**
Pre obturación 5960 1000000000 500046800
* Prueba test de Friedman: P < 0.05. Existen diferencias significativas.
** Prueba de Wilcoxon: P < 0.05. Existen diferencias significativas.
125
FIGURA N° 08. COMPARACIÓN DE MEDIANAS DEL N° DE UFC/ML CON EL USO DEL
SUERO FISIOLÓGICO SEGÚN ETAPAS DEL TRATAMIENTO
De acuerdo al cuadro 10, se observa que la mediana del número de UFC/ml en
la toma pre irrigación es de 5350000 UFC/ml (4100 - 244000000 UFC/ml), en
la toma post irrigación con el uso del suero fisiológico de 15000 UFC/ml (560 -
111600 UFC/ml) y en la pre obturación es de 500046800 UFC/ml (5960 -
1000000000 UFC/ml).
Según el test de Friedman (Chi cuadrado=12.2, P=0.002) existe diferencia
significativa entre las tres medianas obtenidas del número de UFC/ml al inicio
del tratamiento (pre irrigación), y los n° de UFC/ml luego del uso del suero
fisiológico, tanto en la toma post irrigación como en la toma pre obturación.
Asimismo, acorde con la prueba de Wilcoxon se aprecia que la mediana del
número de UFC/ml en la toma post irrigación es menor significativamente
(P=0.005) que la mediana del número de UFC/ml de la toma pre irrigación, y
menor significativamente (P=0.013) que la toma pre obturación.
126
CUADRO 11. COMPARACIÓN DE MEDIANAS DEL N° DE UFC/ML EN LA ETAPA PRE
IRRIGACIÓN
SOLUCIONES IRRIGANTES Mínimo Máximo Mediana
TEST DE KRUSKAL WALLIS
Chi cuadrado P
IKI 2% 10000 93600000 300000
2.14
0.34*
NaOCl 2.5% 2220 1000000000 33000000
Suero fisiológico 4100 244000000 5350000
* Test de Kruskal Wallis: P>0.05. No existen diferencias significativas.
FIGURA N° 09. COMPARACIÓN DE MEDIANAS DEL N° DE UFC/ML EN LA ETAPA PRE
IRRIGACIÓN
En el cuadro 11 se observa que la mediana del número de UFC/ml en la pre
irrigación con el grupo que usó IKI 2% es de 300000 UFC/ml (10000 -
93600000 UFC/ml), con el grupo que usó NaOCl 2,5% 33000000 UFC/ml
(2220 - 1000000000 UFC/ml) y en el grupo del suero fisiológico, 5350000
UFC/ml (4100 - 244000000 UFC/ml). De acuerdo con el test de Kruskal Wallis
(P=0.34) no se encontró diferencias significativas entre los valores de las
medianas de los números de UFC/ml antes de iniciar el tratamiento (pre
irrigación) en los tres grupos de soluciones irrigantes.
127
CUADRO 12. COMPARACIÓN DE MEDIANAS DEL N° DE UFC/ML EN LA ETAPA POST IRRIGACIÓN
SOLUCIONES IRRIGANTES
Mínimo Máximo MedianaTEST DE KRUSKAL WALLIS
Chi cuadrado P
IKI 2% 0 65000 155
4.26
0.11*
NaOCl 2.5% 0 11200000 9250
Suero fisiológico 560 111600 15000
* Test de Kruskal Wallis: P>0.05. No existen diferencias significativas.
FIGURA N° 10. COMPARACIÓN DE MEDIANAS DEL N° DE UFC/ML EN LA ETAPA POST IRRIGACIÓN
En el cuadro 12 se observa que la mediana del número de UFC/ml en la etapa
post irrigación en el grupo que utilizó como solución irrigante IKI 2% es de 155
UFC/ml (0 - 65000 UFC/ml), con el grupo que usó NaOCl 2,5% resultó 9250
UFC/ml (0 - 11200000 UFC/ml) y en el grupo que usó suero fisiológico 15000
UFC/ml (560 - 111600 UFC/ml).
Acorde con el test de Kruskal Wallis (P=0.11) no se encontró diferencias
significativas entre los valores de las medianas de los números de UFC/ml en
la etapa post irrigación entre los tres grupos de soluciones irrigantes.
128
CUADRO 13. COMPARACIÓN DE MEDIANAS DEL N° DE UFC/ML EN LA ETAPA PRE OBTURACIÓN
SOLUCIÓN IRRIGANTE Mínimo Máximo Mediana
TEST DE KRUSKAL WALLIS MANN WHITNEY
Chi
cuadrado P IKI
2% NaOCl 2.5%
Suero fisiológico
IKI 2% 0 380 5
12.2 0.002*
P=0.001**
P=0.000**
NaOCl 2.5% 0 2520 760 P=0.000**
Suero fisiológico 5960 1000000000 500046800
* Test de Kruskal Wallis: P<0.05. Existen diferencias significativas.
** Prueba de Mann Whitney: P<0.05. Existen diferencias significativas.
129
FIGURA N° 11. COMPARACIÓN DE MEDIANAS DEL N° DE UFC/ML EN LA ETAPA PRE OBTURACIÓN
En el cuadro 13 se observa que la mediana del número de UFC/ml en la etapa
pre obturación en el grupo que utilizó como solución irrigante IKI 2% es de 5
UFC/ml (0 - 380 UFC/ml), en el grupo del NaOCl 2,5% es 760 UFC/ml (0 -
2520 UFC/ml) y en el grupo que usó suero fisiológico 500046800 UFC/ml
(5960 - 1000000000 UFC/ml).
Acorde con el test de Kruskal Wallis (Chi cuadrado=12,2, P=0.002) se encontró
diferencias significativas entre los valores de las medianas de los números de
UFC/ml en la etapa pre obturación entre los tres grupos de soluciones irrigantes.
Según la prueba de Mann Whitney, en la etapa pre obturación la mediana del
número de UFC/ml del grupo que utilizó IKI 2% es menor que en el grupo que
utilizó NaOCl 2,5% existiendo diferencia significativa (P=0.001), También se
encontró que el grupo que usó IKI 2% es menor significativamente que el que
utilizó suero fisiológico (P=0.000), y que el grupo que empleó NaOCl 2,5%
también es menor significativamente que el que utilizó suero fisiológico
(P=0.000).
130
CUADRO 14. NIVEL BASAL BACTERIANO DE TRES GRUPOS DE SOLUCIONES IRRIGANTES
SOLUCIONES IRRIGANTES
NIVEL BASAL BACTERIANO
Total Muy baja Baja Moderado
n % n % n % n %
IKI 2% 0 0% 4 13.3% 6 20.0% 10 33.3%
NaOCl 2.5% 2 6.7% 6 20.0% 2 6.7% 10 33.3%
Suero fisiológico 3 10.0% 5 16.7% 2 6.7% 10 33.3%
Total 5 16.7% 15 50.0% 10 33.3% 30 100.0%
* Chi cuadrado: 5.01. P=0.02 < 0.05. Existe relación estadística.
131
FIGURA N° 12. NIVEL BASAL BACTERIANO DE TRES GRUPOS DE SOLUCIONES IRRIGANTES
De acuerdo al cuadro 14 se observa que del total de pacientes (30) se
encontró que del nivel basal bacteriano perteneciente al ítem efectividad muy
baja: 3 (10%) corresponden al grupo seleccionado para ser irrigado con suero
fisiológico y 2 (6.7%) pertenecen al grupo del NaOCl 2,5%; con efectividad
baja 6 pacientes (20%) corresponden al NaOCl 2,5%, 5 (16,7%) al suero
fisiológico y 4 pacientes (13,3%) al grupo que posteriormente fue irrigado con
IKI 2%; mientras que los pertenecientes a efectividad moderada 6 de ellos
(20%) pertenecen al grupo del IKI 2%, 2 (6,7%) al NaOCl 2,5% y los otros 2
(6,7%) al grupo del suero fisiológico.
132
CUADRO 15. CAPACIDAD ANTIBACTERIANA EN LA ETAPA POST INSTRUMENTACIÓN DE TRES SOLUCIONES IRRIGANTES
SOLUCIONES IRRIGANTES
CAPACIDAD ANTIBACTERIANA EN EL POST INSTRUMENTACIÓN
Total Baja Moderado Alta Muy alta
n % n % n % n % n %
IKI 2% 0 0% 4 13.3% 4 13.3% 2 6.7% 10 33.3%
NaOCl 2.5% 1 3.3% 7 23.3% 1 3.3% 1 3.3% 10 33.3%
Suero fisiológico 0 0% 9 30.0% 1 3.3% 0 0% 10 33.3%
Total 1 3.3% 20 66.7% 6 20.0% 3 10.0% 30 100.0%
* Chi cuadrado: 4.74. P = 0.03 < 0.05. Existe relación estadística.
** Test de Fischer: IKI 2% vs NaOCl 2.5% P=0.01 < 0.05. Existe relación estadística.
*** Test de Fischer: IKI 2% vs Suero fisiológico P=0.02 < 0.05. Existe relación estadística.
133
FIGURA N° 13. CAPACIDAD ANTIBACTERIANA EN LA ETAPA POST INSTRUMENTACIÓN
DE TRES SOLUCIONES IRRIGANTES
En el cuadro 15 se halló que del total de pacientes (30) se encontró durante la
etapa post irrigación con efectividad baja: 1 paciente (3.3%) correspondiente
al NaOCl 2,5%; con efectividad moderada 9 pacientes (30%)
correspondientes al suero fisiológico, 7 de ellos (23%) al NaOCl 2.5% y 4
pacientes (13,3%) al IKI 2%; con efectividad alta, 4 (13.3%) pertenecientes al
IKI 2%, 1 paciente (3,3%) al NaOCl 2,5% y 1 (3,3%) al suero fisiológico;
mientras que con efectividad muy alta 2 pacientes (6.7%) correspondientes al
IKI 2% y 1 (3,3%) al NaOCl 2,5%.
Además se encontró que la diferencia hallada entre los valores de la capacidad
antibacteriana en la etapa de post irrigación de las tres soluciones utilizadas
presenta relación estadística (Chi cuadrado = 4.74, P=0.03)
Asimismo, acorde con el Test de Fischer, se observa que existe diferencia
significativa entre los valores del IKI 2% y del NaOCl 2,5% (P=0.01) y entre los
valores del IKI 2% y el suero fisiológico (P=0.02)
134
CUADRO 16. CAPACIDAD ANTIBACTERIANA EN LA ETAPA PRE OBTURACIÓN DE TRES SOLUCIONES IRRIGANTES
SOLUCIONES IRRIGANTES
EFECTIVIDAD DE LA CAPACIDAD BACTERIANA EN LA PRE OBTURACIÓN
Total Muy baja Moderada Alta Muy alta
n % n % n % n % n %
IKI 2% 0 0% 0 0% 6 20.0% 4 13.3% 10 33.3%
NaOCl 2.5% 0 0% 6 20.0% 3 10.0% 1 3.3% 10 33.3%
Suero fisiológico 5 16.7% 5 16.7% 0 0% 0 0% 10 33.3%
Total 5 16.7% 11 36.7% 9 30.0% 5 16.7% 30 100.0%
* Chi cuadrado: 26.83. P = 0.0000 < 0.05. Existe relación estadística.
** Test de Fischer: IKI 2% vs NaOCl 2.5% P=0.001 < 0.05. Existe relación estadística.
*** Test de Fischer: IKI 2% vs Suero fisiológico P=0.0045 < 0.05. Existe relación estadística.
135
FIGURA N° 14. CAPACIDAD ANTIBACTERIANA EN LA ETAPA PRE OBTURACIÓN DE TRES
SOLUCIONES IRRIGANTES
En el cuadro 16 se halló que del total de pacientes (30) pertenecen a
efectividad muy baja 5 pacientes (16,7%) irrigados con suero fisiológico; con
efectividad moderada, 5 (16,7%) corresponden al suero fisiológico y 6 (20%)
al NaOCl 2.5%; con efectividad alta 6 pacientes (20%) pertenecen al IKI 2% y
3 (10%) al NaOCl 2,5%; y con efectividad muy alta 4 (13.3%) corresponden al
IKI 2% y 1 (3,3%) al NaOCl 2,5%.
Además se encontró que la diferencia hallada entre los valores de la capacidad
antibacteriana en la etapa de pre obturación de las tres soluciones utilizadas
presenta relación estadística (Chi cuadrado = 26.83, P=0.00)
Asimismo, acorde con el Test de Fischer, se observa que existe diferencia
significativa entre los valores del IKI 2% y del NaOCl 2,5% (P=0.001) y entre
los valores del IKI 2% y el suero fisiológico (P=0.0045)
136
V. DISCUSIÓN
La cámara pulpar y los conductos radiculares de dientes no vitales no
tratados se llenan con remanentes de pulpa necrótica y líquido tisular, cuya
eliminación es esencial para el éxito del tratamiento de endodoncia. Si bien
la instrumentación del conducto radicular constituye el método primario para
su limpieza, la acción complementaria de sustancias químicas es
imprescindible para la eliminación de la microflora presente en aquellos
conductos contaminados, a fin de lograr aumentar las posibilidades de éxito
en el tratamiento endodóncico. 14,31
Acorde con Tello1, las muestras preoperatorias, previo a la preparación
quimiomecánica, obtuvieron los mayores niveles de contaminación, similar al
presente estudio donde el número de UFC/ml promedio fue de 5350000,
demostrándose que en piezas con pulpas necróticas, la mayor parte de los
microorganismos infectantes eran anaerobios, 8,14 siendo el Enterococcus
faecalis la especie más comúnmente hallada en casos de fracaso en el
tratamiento de endodoncia.4, 9, 26
Por otro lado, en concordancia con los resultados obtenidos referente al
grupo control donde se halló una capacidad antibacteriana moderada del
suero fisiológico al finalizar la preparación biomecánica y capacidad
antibacteriana moderada y baja a las 72 horas del tratamiento, Pappen y
col30, demostraron, in vitro, que la instrumentación mecánica por sí sola no
es capaz de tornar estéril el sistema de conductos radiculares, reduciendo la
infección bacteriana en apenas 50%, reforzando la necesidad del uso de una
137
solución irrigadora con acción antimicrobiana, similar a Tello1, quien
evidenció también que el agua destilada tuvo menor efecto en la disminución
del número de UFC/ml de Enterococcus faecalis con respecto al hipoclorito
de sodio (NaOCl) al 1% y al yoduro de potasio yodado (IKI) al 2% (p>0,05).
El IKI es considerado un agente antimicrobiano efectivo en la terapia
endodóncica con baja irritación tisular4, 8, 14. En este estudio se obtuvo que la
solución IKI al 2% presentó una capacidad antibacteriana alta (p=0,00) a las
72 horas del tratamiento en conductos radiculares necróticos, mientras que
se obtuvo una capacidad antibacteriana entre moderada y alta (p=0,03) al
finalizar la preparación biomecánica.
Ese resultado es similar a los obtenidos en otras investigaciones. Tello1,
halló que tanto el NaOCl como el IKI fueron capaces de disminuir el número
de UFC/m de E. faecalis, siendo el más efectivo el NaOCl al 1% + IKI al 2%
durante 15 minutos (95%). Ørstavik y col9, comprobaron que el IKI resultó
ser más potente que el NaOCl y la clorhexidina, además de ser capaz de
penetrar los túbulos dentinarios para eliminar S. sanguis a una profundidad
mayor de 1000 µm dentro de un tiempo de 5 minutos, resultado que
concuerda con el presente trabajo donde se halló una mayor efectividad del
IKI al 2% versus el NaOCl al 2,5% (P=0,01) y que el suero fisiológico
(P=0,02)
Baker y col3, demostraron que a las 24 horas, el Betadine Scrub y el IKI
arrojaron 90% de muestras estériles en la eliminación del Enterococcus
faecalis, el Betadine sólo un 10% y el Ca(OH)2 fracasó, mientras que el IKI
fue el único agente eficaz, con muy alta probabilidad de eliminar E. faecalis
138
en 15 minutos, con un tiempo de contacto corto, lo que corresponde al
tiempo clínico del contacto de un irrigante endodóncico, lo cual también
respalda lo hallado en esta investigación, donde se observa una variación
del 99,95% al término de la preparación biomecánica, y una efectividad del
100% a las 72 horas, aunque ningún efecto residual del yodo contenido
podría ser confirmado3.
En lo que respecta a la mayor efectividad antibacteriana del IKI con respecto
al Ca(OH)2, muchos estudios han validado dicha información. Sirén
comprobó que mientras el Ca(OH)2 era incapaz de matar el Enterococcus
faecalis en dentina, el IKI fue el agente más efectivo logrando la desinfección
en una profundidad de 700µm en un día, mayor que la clorhexidina y las
combinaciones de Ca(OH)2 con clorhexidina e IKI respectivamente que
mostraron actividad antibacteriana poco más de 200 µm4. Resultado también
comprobado por Peciuliene y col, donde en el grupo medicado con Ca(OH)2
se detectó un 82,5% de crecimiento bacteriano, mientras que en el grupo del
IKI, con irrigación por 5 minutos, todas las muestras excepto una (2,5%)
fueron negativos; y por Safavi, quien halló que el IKI logró una desinfección
efectiva eliminando Streptococcus faecium de los túbulos dentinarios
infectados en 10 minutos en contraste con el Ca(OH)2, al cual le tomó 24
horas.10
Sin embargo, difiere de lo hallado por Gencoglu y col8 donde el IKI resultó
ser efectivo sólo contra F. nucletaum y P. gingivalis, mientras que el
Ca(OH)2, el paraclorofenol alcanforado y el Cresophene fueron efectivos
contra ellos y contra el S. mutans y el Peptoestreptococcus anaerobius.
139
Asimismo, también contrasta con lo encontrado por Basson y col6, quienes
hallaron que la solución de clorhexidina fue el único desinfectante capaz de
eliminar al Actinomyces israelii de todas las muestras, mientras que el 25%
de especies tratadas con IKI y 50% con Ca(OH)2 todavía tenían dichas
bacterias viables luego del tratamiento, concluyendo su superioridad; y con
lo hallado por Calderón y col2, quienes en un estudio in vitro hallaron que el
IKI mostró una actividad antibacteriana moderada contra la especie
Fusobacterium nucleatum, microorganismo anaerobio más frecuentemente
aislado en piezas con pulpas necróticas20, por debajo de la clorhexidina, que
en sus diferentes concentraciones (4%, 2% y 1%) presentó una actividad
antimicrobiana elevada.
Si bien estos resultados difieren con los anteriores, debe tenerse en cuenta
que el IKI puede ser inhibido con gran efectividad por la dentina, matriz de
dentina y por las células microbianas muertas.5
140
VI. CONCLUSIONES
De acuerdo a los resultados del presente trabajo se concluye que:
1. El uso del IKI 2% disminuyó significativamente el número de UFC/ml con
respecto a la irrigación con el NaOCl al 2,5% (P=0,01) y con respecto a la
irrigación con suero fisiológico (P=0,02) luego de la preparación
quimiomecánica, demostrando ser el irrigante más efectivo en la
eliminación de microorganismos anaerobios presentes en conductos de
piezas necróticas al finalizar la primera sesión.
2. El uso del IKI 2% disminuyó significativamente el número de UFC/ml con
respecto a la irrigación con el NaOCl al 2,5% (P=0,01) y con respecto a la
irrigación con suero fisiológico (P=0,0045) 72 horas después de la primera
sesión, mostrando una mejor capacidad antibacteriana como solución
antiséptica en conductos de piezas necróticas.
3. El IKI al 2% demostró una alta capacidad antibacteriana disminuyendo las
UFC/ml de los conductos radiculares de piezas necróticas después de la
primera sesión (post irrigación) obteniendo una reducción significativa
(P=0.005) en comparación a la muestra pre irrigación, así como a las 72
horas después del tratamiento (pre obturación) con una reducción
significativa con respecto a la muestra post irrigación (P=0.018) y a la
muestra pre irrigación (P=0.005) por lo que se demuestra su efectividad
como solución antiséptica, con un posible efecto residual.
4. El NaOCl al 2,5% demostró una capacidad antibacteriana moderada al
disminuir las UFC/ml de los conductos radiculares de piezas necróticas
141
después de la primera sesión (post irrigación) con una reducción
significativa (P=0.007) con respecto a la muestra pre irrigación, así como a
las 72 horas después del tratamiento (pre obturación) con una reducción
significativa en comparación a la muestra post instrumentación (P=0.013) y
a la muestra pre irrigación (P=0.005) concluyendo así su efectividad como
solución antiséptica.
5. El suero fisiológico (grupo control) demostró una capacidad antibacteriana
moderada al disminuir las UFC/ml de los conductos radiculares de piezas
necróticas después de la primera sesión (post irrigación) (P=0,005), mas
presentó una capacidad antibacteriana muy baja, con un aumento
significativo de UFC/ml a las 72 horas después del tratamiento con
respecto a la muestra post irrigación (P=0,013), por lo que se concluye que
el suero fisiológico logra la elminación parcial de los microorganismos por
su función de arrastre mecánico, pero con un efecto nulo como solución
antiséptica.
142
VII. RECOMENDACIONES
• Se sugiere el realizar trabajos de investigación, que comparen la
capacidad antibacteriana del yoduro de potasio yodado como irrigante
endodóncico en sus diferentes concentraciones, así como sus posibles
efectos residuales una vez finalizado el tratamiento.
• Se recomiendan estudios que investiguen el nivel de toxicidad del yoduro
de potasio yodado al ser utilizado como solución antiséptica y como
medicación intraconducto en los tratamientos de endodoncia.
• Si bien se ha comprobado la efectividad del yoduro de potasio yodado al
2% sobre el Enterococcus faecalis, se sugiere la realización de trabajos
de investigación, in vitro, que evalúen la capacidad antibacteriana del
yoduro de potasio yodado frente a otros microorganismos prevalentes
asociados a conductos necróticos con lesiones periapicales resistentes.
• Se sugiere realizar estudios que comparen, in vivo, la efectividad
antibacteriana del yoduro de potasio yodado al 2% con diversas
soluciones antisépticas como el gluconato de clorhexidina y el ácido
cítrico.
143
RESUMEN
El objetivo del presente trabajo fue determinar la capacidad antibacteriana del
yoduro de potasio yodado (IKI) al 2% como solución antiséptica del conducto
radicular en el tratamiento de piezas necróticas en comparación con el
hipoclorito de sodio al 2,5%, después de la preparación quimiomecánica y a las
72 horas posteriores a ella. Se seleccionaron 30 pacientes con piezas
monoradiculares de un conducto con diagnóstico clínico de necrosis pulpar,
ausencia de reacción periapical radiográfica y sin tratamiento antibiótico previo.
La muestra fue distribuida de forma no probabilística en tres grupos de 10
pacientes cada uno: Grupo A, IKI al 2%; Grupo B, NaOCl al 2,5% y Grupo C:
suero fisiológico. Después del acceso al canal radicular, se obtuvo la primera
muestra (pre irrigación) con conos de papel estériles y fue llevada a un medio
de transporte anaerobio (caldo thioglicolato), la segunda muestra fue tomada
inmediatamente después de la preparación quimiomecánica (post irrigación), la
cavidad fue sellada con una torunda estéril de algodón y cemento de óxido de
zinc eugenol, sin medicación alguna. Después de 72 horas se procedió a la
remoción del cemento provisional para proceder a tomar la tercera muestra
(pre obturación). Las muestras fueron sembradas en agar schaedler en medio
anaerobio por 3 días y luego se realizó el conteo de UFC/ml. Los resultados
indicaron que el IKI al 2% redujo significativamente el número de UFC/ml de
microorganismos anaerobios presentes en conductos radiculares de piezas
necróticas tanto al finalizar la preparación quimiomecánica como a las 72 horas
después de realizado el tratamiento. Asimismo se concluyó que posee una alta
capacidad antibacteriana como solución antiséptica en conductos de piezas
necróticas en comparación con el NaOCl al 2,5%.
144
ABSTRACT
The aim of this study was to determinate the capacity antibacterial of 2% Iodine
Potassium Iodide (IKI) as antiseptic solution of the root canal in the treatment of
necrotic teeth in comparison with the 2,5% Sodium Hypochlorite (NaOCl) after
chemomechanical preparation and 72 hours after it. Thirty patients with one root
canal and clinical diagnosis of pulp necrosis, absence radiographically of
periapical reaction and whitout antibiotic therapy before the treatment were
selected. The sample was assigned to three experimental groups of ten patients
everyone: in group A, root canals were irrigated with 2% IKI; in group B, with
2,5% Sodium Hypochlorite (NaOCl) and in the group C, with saline solution.
After accesing to the root canal, the first sample was obtained (pre irrigation)
with sterile paper points that were transferred to a tube containing an anaerobic
transport (thioglicolate broth), the second sample was taken immediately after
the chemomechanical preparation (post irrigation sample). A small sterile cotton
pellet was placed at the root canal entrance, and the cavity was sealed with
Zinc Oxide-eugenol cement, without any kind of medication. After seventy two
hours, the provisional sealer was removed in order to take the third sample (pre
obturation). The samples were subjected to microbiologic processing, including
anaerobic incubation on schaedler agar for three days in order to count the
number of UFC/ml. The results indicated that 2% Iodine Potassium Iodide (IKI)
reduced significantly the number of UFC/ml of anaerobic microorganisms
placed in root canals of necrotic teeth, when the chemomechanical preparation
was ended and seventy two hours after finished the treatment. In addition, it is
also concluded that it has a high capacity antibacterial as antiseptic solution in
root canals of necrotic teeths in comparison with the 2,5% Sodium Hypochlorite.
145
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gluconato de clorhexidina al 0,12% y del Hipoclorito de sodio al 0.5% como
soluciones irrigadoras del conducto radicular. (Tesis para optar el título de
Cirujano Dentista) Lima: Universidad Nacional Mayor de San Marcos; 1999.
52. Saldaña Aragón, J. Efectividad antibacteriana del uso alternado de dos
soluciones de gluconato de clorhexidina al 0,12% y 2% con NaOCl al
5,25% en el tratamiento de conductos radiculares. (Tesis para optar el título
151
de Cirujano Dentista) Lima: Universidad Nacional Mayor de San Marcos;
2008.
53. Santos Enciso, A. Efectividad antibacteriana del gluconato de clorhexidina
al 0,12% y el hipoclorito de sodio al 2,5% como soluciones antisépticas del
conducto radicular. (Tesis para obtener el título de Cirujano Dentista) Lima:
Universidad Nacional Mayor de San Marcos; 2003.
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as endodontic irrigants. J Endod. 1998; 24 (7): 472-6.
152
153
ANEXO 1
UNMSM FACULTAD DE ODONTOLOGÍA
CONSENTIMIENTO INFORMADO
EESSTTUUDDIIOO : CAPACIDAD ANTIBACTERIANA DEL YODURO DE POTASIO YODADO
AL 2% COMO SOLUCION ANTISÉPTICA DEL CONDUCTO
RADICULAR EN PIEZAS NECRÓTICAS
IINNVVEESSTTIIGGAADDOORR:: Rosa Nadheza García Villegas
Telf. 991028803 – 5369710
______________________________________________________________________
Por el presente documento, Yo, ………………………………….……………,
identificado con DNI N°……………………..., tengo pleno conocimiento del trabajo de
investigación que está realizando la bachiller Rosa Nadheza García Villegas de la
Facultad de Odontología de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos y me
comprometo a participar dentro de la muestra que será evaluada en el presente estudio,
bajo mi consentimiento y sin haber sido obligado o coaccionado.
Autorizo a que el investigador, previo examen clínico y radiográfico y determinado
el diagnóstico clínico, me realice el tratamiento de endodoncia utilizando el producto
Yoduro de Potasio Yodado al 2% (IKI 2%) como solución antiséptica al momento de la
irrigación del conducto radicular. Declaro que el investigador me ha explicado en forma
clara el propósito del estudio, cómo se desarrollará y los procedimientos a seguir. A su
vez, dejo en manifiesto que he tenido la oportunidad de realizar todas las preguntas que
considere necesarias antes de aceptar mi participación.
______________________ ______________________
FIRMA DEL PARTICIPANTE FIRMA DEL INVESTIGADOR
154
ANEXO 2
N° de ficha: N° HC:
Nombres y apellidos: Teléfono:
Pieza dentaria:
I. Fecha de toma de primera muestra (pre irrigación):
II. Fecha de toma de segunda muestra (post irrigación):
III. Fecha de toma de tercera muestra (pre obturación):
IV. Solución antiséptica empleada
A. Yoduro de Potasio Yodado (IKI) al 2%
B. Hipoclorito de Sodio (NaOCl) al 2,5%
C. Suero fisiológico
V. Conteo de bacterias anaerobias presentes en el Agar Schaedler
PRE IRRIGACIÓN POST IRRIGACIÓN PRE OBTURACIÓN
Conteo Interpretación Conteo Interpretación Conteo Interpretación
Leyenda
0 UFC/ml Efectividad muy alta
Bajo: Menos de 103 UFC/ml Efectividad alta
Moderado: 103 – 105 UFC/ml Efectividad moderada
Moderadamente alto: 106 – 108 UFC/ml Efectividad baja
Alto: Más de 108 UFC/ml Efectividad muy baja
155
ANEXO 3. PROCEDIMIENTO: IRRIGACIÓN CON YODURO DE POTASIO
YODADO (IKI) AL 2%
PRIMER DÍA
1. ANESTESIA LOCAL 2. APERTURA CAMERAL
3. ASEPSIA DEL CAMPO OPERATORIO 4. IRRIGACIÓN (SUERO FISIOLÓGICO)
5. DEBRIDACIÓN (LIMA N° 20) 6. TOMA DE 1A MUESTRA (Pre instrumentación)
156
7. PREPARACIÓN BIOMECÁNICA 8. IRRIGACIÓN CON IKI 2% (Step back) (Durante instrumentación) 9. IRRIGACIÓN 10. APLICACIÓN DE TIOSULFATO
(Suero fisiológico) DE SODIO
11. IRRIGACIÓN 12. DEBRIDACIÓN (LIMA N° 25) (Suero fisiológico)
157
13. TOMA DE 2ª MUESTRA 14. MEDIO DE TRANSPORTE (Post instrumentación) (Caldo tioglicolato)
15. OBTURACIÓN
PROVISIONAL SEGUNDO DÍA (72 HORAS DESPUÉS)
1. AISLAMIENTO ABSOLUTO 2. REMOCIÓN DE OBTURACIÓN PROVISIONAL
158
3. ASEPSIA DEL CAMPO OPERATORIO 4. IRRIGACIÓN CON IKI 2%
5. IRRIGACIÓN 6. APLICACIÓN DE TIOSULFATO (Suero fisiológico) DE SODIO
7. IRRIGACIÓN 8. DEBRIDACIÓN (LIMA N° 35) (Suero fisiológico)
159
9. TOMA DE 3ª MUESTRA 10. MEDIO DE TRANSPORTE (Pre obturación) (Caldo tioglicolato)
11. OBTURACIÓN PROVISIONAL 12. MUESTRA PRE OBTURACIÓN
160
ANEXO 4. PROCEDIMIENTO: IRRIGACIÓN CON HIPOCLORITO DE SODIO (NaOCl) al 2,5%
PRIMER DÍA
1. ANESTESIA LOCAL 2. AISLAMIENTO ABSOLUTO
3. APERTURA CAMERAL 4.ASEPSIA DEL CAMPO OPERATORIO
5. IRRIGACIÓN (SUERO FISIOLÓGICO) 6.DEBRIDACIÓN (LIMA N° 20)
161
7. TOMA DE 1A MUESTRA 8. PREPARACIÓN BIOMECÁNICA (Pre instrumentación) (Step back)
9. IRRIGACIÓN CON NAOCL 2,5% 10. IRRIGACIÓN (Durante instrumentación) (Suero fisiológico) 11. APLICACIÓN DE TIOSULFATO 12. IRRIGACIÓN DE SODIO (Suero fisiológico)
162
13. DEBRIDACIÓN (LIMA N° 35) 14. TOMA DE 2ª MUESTRA (Post instrumentación)
15. MEDIO DE TRANSPORTE 16. OBTURACIÓN PROVISIONAL (Caldo tioglicolato)
SEGUNDO DÍA (72 HORAS DESPUÉS)
1. AISLAMIENTO ABSOLUTO 2. REMOCIÓN DE OBTURACIÓN PROVISIONAL
163
3. ASEPSIA DEL CAMPO OPERATORIO 4. IRRIGACIÓN CON NAOCL 2,5%
5. IRRIGACIÓN 6. APLICACIÓN DE TIOSULFATO (Suero fisiológico) DE SODIO
7. IRRIGACIÓN 8. DEBRIDACIÓN (LIMA N° 35) (Suero fisiológico)
164
9. TOMA DE 3ª MUESTRA 10. MEDIO DE TRANSPORTE (Pre obturación) (Caldo tioglicolato) 11. OBTURACIÓN PROVISIONAL 12. MUESTRA PRE OBTURACIÓN
165
ANEXO 5. PROCEDIMIENTO: IRRIGACIÓN CON SUERO FISIOLÓGICO (GRUPO CONTROL)
PRIMER DÍA
1. ANESTESIA LOCAL 2. AISLAMIENTO ABSOLUTO
3. APERTURA CAMERAL 4.ASEPSIA DEL CAMPO OPERATORIO 5. IRRIGACIÓN (SUERO FISIOLÓGICO) 6.DEBRIDACIÓN (LIMA N° 20)
166
7. TOMA DE 1A MUESTRA 8. MEDIO DE TRANSPORTE (Pre instrumentación) (Caldo tioglicolato)
9. PREPARACIÓN BIOMECÁNICA 10. IRRIGACIÓN (Step back) (Suero fisiológico)
11. DEBRIDACIÓN (LIMA N° 35) 12. TOMA DE 2ª MUESTRA (Post instrumentación)
167
13. MEDIO DE TRANSPORTE 14. OBTURACIÓN PROVISIONAL
(Caldo tioglicolato) SEGUNDO DÍA (72 HORAS DESPUÉS)
1. AISLAMIENTO ABSOLUTO 2. REMOCIÓN DE OBTURACIÓN PROVISIONAL
3. ASEPSIA DEL CAMPO OPERATORIO 4. IRRIGACIÓN
(Suero fisiológico)
168
6. DEBRIDACIÓN (LIMA N° 25) 7. TOMA DE 3ª MUESTRA (Pre obturación)
7. MEDIO DE TRANSPORTE 8. OBTURACIÓN PROVISIONAL
(Caldo tioglicolato)
8. MUESTRAS PRE OBTURACIÓN
169
ANEXO 6. PROCESO EN EL LABORATORIO
1. MUESTRAS OBTENIDAS 2. TUBOS DE ENSAYO 3. PLACA PETRI: AGAR SCHAEDLER 4. REACTIVO DE ANAEROBIOSIS
5. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA 6. DILUCIÓN DE LA MUESTRA
170
7. SUSPENSIÓN DE LA MUESTRA 8. SIEMBRA DE LA MUESTRA
9. DISEMINACIÓN DE LA MUESTRA 10. INCUBACIÓN: JARRAS DE CON ESPÁTULA DE DIGRALSKY ANAEROBIOSIS (72 HORAS)
171
ANEXO 7. RECUENTO DE UFC/ml – YODURO DE POTASIO YODADO (IKI) AL 2%
MUESTRA A: PRE INSTRUMENTACIÓN MUESTRA B: POST INSTRUMENTACIÓN
204 x 104 UFC/ml 10 x 102 UFC/ml
MUESTRA C: PRE OBTURACIÓN (72 HORAS DESPUÉS)
10 UFC/ml
172
ANEXO 8. RECUENTO DE UFC/ml – HIPOCLORITO DE ODIO (NaOCl) AL 2,5%
MUESTRA A: PRE INSTRUMENTACIÓN MUESTRA B: POST INSTRUMENTACIÓN
260 x 105 UFC/ml 160 x 102 UFC/ml
MUESTRA C: PRE OBTURACIÓN (72 HORAS DESPUÉS)
1040 UFC/ml
173
ANEXO 9. RECUENTO DE UFC/ml – SUERO FISIOLÓGICO (Grupo Control)
MUESTRA A: PRE INSTRUMENTACIÓN MUESTRA B: POST INSTRUMENTACIÓN
2280 x 104 UFC/ml 1116 x 102 UFC/ml
MUESTRA C: PRE OBTURACIÓN (72 HORAS DESPUÉS)
ND
ND: No determinado, numerosas colonias no contables