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BIOLOGÍA Y BIOTEC. VEGETAL

20 Actividades Seleccionadas

Dra. Maria Antonia Malajovich

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Maria Antonia Malajovich / Biotecnología: enseñanza y divulgación (http://www.bteduc.com)

BIOLOGÍA Y BIOTECNOLOGÍA VEGETAL (2015) 20 Actividades Seleccionadas

Dra. Maria Antonia Malajovich Biotecnología: enseñanza y divulgación

http://bteduc.com

PROGRAMA

INTRODUCCIÓN: LAS PLANTAS Y EL HOMBRE UNIDAD 1: CRECIMIENTO, NUTRICIÓN Y DESARROLLO Germinación. Nutrientes. Meristemas y crecimiento. Auxinas y tropismos. Multiplicación in vivo y multiplicación in vitro. Aspectos tecnológicos.

A1. Germinación y desarrollo A2. Tropismos A3. Nutrición mineral e hidroponía A4. Micropropagación de tejidos vegetales A5. Crecimiento in vitro de embriones de maiz A6. El cultivo de callos de zanahoria A7. El cultivo de meristemas de ajo

UNIDAD 2: EL TRANSPORTE DE SUSTANCIAS A TRAVÉS DE LA PLANTA Raíz, tallo y hojas. Xilema y floema. La absorción. El sistema foliar y la transpiración. Teoría de Dixon.

A8. La absorción de agua A9. La estructura de la raíz y del tallo A10. Transporte a través del tallo A11. La transpiración

RESPIRACIÓN Y FOTOSÍNTESIS Aspectos fisiológicos. Estudio cuali y cuantitativo. Factores que influyen en la fotosíntesis. Producción primaria. Mecanismos alternativos de la fijación de carbono (Plantas en C3, C4 y CAM)

A12. Los pigmentos de los vegetales A13. La estructura foliar A14. La fotosíntesis A15. La fotosíntesis (Evidencias experimentales) A16. Factores que influyen en la fotosíntesis A17. Fotosíntesis y respiración (Parámetros disponibles) A18. Fotosíntesis y respiración (Problemas de medición) A19. Fotosíntesis y respiración (Punto de compensación) A20. Fotosíntesis y producción primaria

BIBLIOGRAFÍA

3 BIOLOGÍA Y BIOTECNOLOGIA VEGETAL

Maria Antonia Malajovich / Biotecnología: enseñanza y divulgación (http://bteduc.com)

LAS PLANTAS Y EL HOMBRE

LAS PLANTAS COMO ALIMENTO

De las 3000 especies de plantas que vienen siendo usadas como alimento por el hombre, el mundo depende de unas 20 para obtener la mayoría de sus proteínas y calorías. Las principales plantas cultivadas son:

Cereales: trigo, arroz, maíz, centeno, avena, cebada, sorgo.

Leguminosas: arveja, diversos tipos de porotos, soja, lenteja, garbanzo, cacahuete.

Raíces y tubérculos: papa, cará en Brasil, batata, mandioca, zanahoria, remolacha.

Productoras de azúcar: remolacha, caña de azúcar.

Frutas y hortalizas: banana, dátil, coco, aceituna, aguacate, mango, fruto del árbol del pan, alcachofa, brócolis, coliflor, tomate, pimienta, quiabo en Brasil o quimbombó, berenjena, pepino, zapallo.

Considerando la necesidad calórica media y la producción de cereales, algunos autores estimaron el número de personas que pueden ser alimentadas. Los cálculos sugieren que 1 Ha puede abastecer a 14 personas con una dieta exclusivamente vegetariana. Entretanto, el número se reduce a 4 o 5 si la mitad de la dieta proviene de productos animales. Extrapolando los datos para la cantidad de suelo arable y teniendo en cuenta que todo el suelo puede ser utilizado para el cultivo de cereales, los mismos autores calcularon que la Tierra podría mantener aproximadamente 15 billones de personas con una dieta vegetariana o cinco billones con una dieta mixta.

Con el progreso de las tecnologías agrícolas (revolución verde) ha habido un aumento considerable en la cantidad de alimentos. Sin embargo, algunas cifras divulgadas por el CGIAR ( (Consultative Group on International Agricultural Research) nos informan que 2,8 billones de personas sobreviven con menos de 2 dólares diarios, aproximadamente 40.000 personas mueren diariamente de causas relacionadas con el hambre y 180 millones de niños mueren anualmente de enfermedades relacionadas con la falta de vitamina A. A pesar de haber suficiente alimento, la pobreza impide que este llegue a todos los seres humanos.

LAS PLANTAS MEDICINALES

La salud del 75 a 90% de la población rural depende de la utilización de plantas medicinales y, según la OMS (Organización Mundial de la Salud), no es posible ni deseable sustituirlas en los próximos años por medicamentos occidentales.

Algunas de dichas sustancias y su utilización, así como las plantas de las cuales son extraídas, figuran en el cuadro:

Sustancia Utilización Origen

Diosinina Fabricación de anticonceptivos. Especies silvestres de Dioscorea.

Vincristina y Vinblastina (alcaloides)

Tratamiento de leucemia y enfermedad de Hodgkin.

Vinca rósea.

Morfina Anestésico, en hospitales. Amapola o Papaver somnífera.

Curare Relajante, en cirugías. Chondrodendrom tomentosum.



Hasta el momento, han sido identificadas 20.000 especies de plantas medicinales. La mitad de las drogas es extraída de plantas silvestres (no cultivadas) y su comercio se calcula en 40.000 millones de dólares. En muchos casos, el principio activo puede ser identificado y sintetizado químicamente. El ácido acetilsalicílico, por ejemplo, un analgésico tradicionalmente extraído de la cáscara del sauce, fue copiado en la fórmula de la aspirina y productos análogos.

LAS PLANTAS INDUSTRIALES

Las plantas industriales productoras de fibras, óleos, perfumes, maderas, etc. tienen un valor incalculable y su comercio internacional representa muchos millones de dólares por año.

Recientemente, algunas plantas comenzaron a ser utilizadas en la industria. Como por ejemplo, algunas especies de Chrysantemum productoras de piretrinas, un producto contra los insectos voladores que, siendo más fuerte que el DDT resulta inocuo para los mamíferos. O como la jojoba (Simmondsia chinensis) que sustituyó al esperma de ballena.

La explotación de maderas tiene un rol importante en la economía de los países tropicales. Muchos árboles son aún utilizados como leña constituyendo un recurso energético básico para muchas poblaciones. Por eso es particularmente grave la destrucción de 11 millones de Ha de bosques y la desertificación de 27 millones de Ha de tierra por año.

Se espera que lo avances de la tecnología permitan la recuperación del suelo, el reforestamiento y la multiplicación de especies productoras de madera o de pulpa de papel.

INVESTIGACIÓN: ¿Cuál es el uso de la soja? ¿Y del algodón? ¿Y del maíz?

LAS PRÁCTICAS AGRÍCOLAS

Las prácticas agrícolas y las plantas que hoy cultivamos se desarrollaron en un período corto de la historia evolutiva de los vegetales.

Poco se sabe del paso de vida nómade del hombre colector y cazador hacia una vida sedentaria que permite el cultivo y la domesticación de plantas y animales. Sin embargo, podemos decir con certeza que las plantas actuales tienen muy poca semejanza con sus ancestros salvajes. En algunas como por ejemplo, el trigo y las leguminosas, el proceso de dispersión de las semillas depende en la actualidad exclusivamente de la actividad humana.

Desde el neolítico hasta el final del siglo XIX, el mejoramiento de las plantas utilizadas por el hombre dependía de aquellos directamente involucrados en su cultivo. En los últimos 100 años, la agricultura pasó por grandes cambios debido al progreso de la genética clásica y la introducción de nuevas prácticas agronómicas (uso de fertilizantes y herbicidas, irrigación, mecanización).

Recientemente, comenzaron a aplicarse técnicas de cultivos de células y tejidos vegetales, que justamente con el uso de algunos de los avances recientes de la ingeniería genética, han facilitado el mejoramiento de las plantas. Esto se volvió mucho más rápido, eficiente y productivo.

Se estima que hasta 2015 habrá un aumento de la población de 2 billones de personas, alcanzando el tamaño de la población el valor de 8 billones de personas. La mayor parte del aumento ocurrirá en los países en vías de desarrollo, donde las poblaciones urbanas se podrán triplicar. El premio Nobel Normal Borlaug calcula que, en 2025, la demanda de alimentos sólo podrá ser satisfecha si la producción media de cereales es 80% mayor que la producción media de 1990. El desafío de erradicar la pobreza suma un nuevo desafío tecnológico: aumentar la producción sin expandir el área de tierra cultivada ni aumentar el consumo de agua y energía (que comienzan a escasear). Las nuevas tecnologías agrícolas tendrán un papel importante que cumplir.



LA EROSIÓN GENÉTICA

La práctica agrícola moderna tiene como consecuencia la uniformización de las cultivos con la consecuente pérdida de diversidad genética. Un arroz de origen filipino, el IR8, por ejemplo, se cultiva desde Taiwan a Benin. Este dato es particularmente impresionante cuando sabemos que en la India existían a comienzos de siglo más de 30.000 variedades nativas de arroz. Se calcula que de aquí a 30 años no habrán más de 50 variedades, siendo 10 de ellas las que cubrirán ¾ partes del subcontinente.

Sabiendo que la uniformidad genética aumenta la vulnerabilidad y las enfermedades, los agrónomos han tratado de diversificar las variedades, incluso dentro de los límites impuestos por la reproducción comercial. En consecuencia, según la WWF (World Wildlife Foundation) unas 40.000 especies vegetales se habrán extinguido entre 1985 y 2050. Este número es mayor que el registrado 65 millones de años atrás en el período cretáceo, cuando ocurrió la mayor extinción conocida de seres vivos.

Un tipo de selección diferente también puede aumentar la erosión genética. Este es el caso de las plantas medicinales e industriales donde muchas de las especies utilizadas no son cultivadas. Las “mejores” plantas son las primeras en ser recogidas mientras que las menos interesantes quedan en el terreno y producen las semillas que darán origen a las próximas generaciones. Se trata de una selección negativa.

LA CONSERVACIÓN DE LA BIODIVERSIDAD

Hoy se admite que existen puntos geográficos en los cuales existe mayor diversidad de plantas cultivadas y silvestres. Generalmente, esos puntos (= centros de diversidad) coinciden con el lugar donde se originó el cultivo. La batata, por ejemplo, se originó en los Andes y, en esas montañas donde fueron cultivadas durante miles de años, encontramos la máxima diversidad.

Las migraciones humanas permitieron la aparición de centros de diversidad secundarios. Pero, es interesante observar que debido a diversos factores, como las glaciaciones, son pocos los centros que se encuentran fuera de una franja limitada por los trópicos y que coincide con lo que hoy denominamos Tercer Mundo. La presión decurrente de expansión del área dedicada a la agricultura constituye una amenaza más para la biodiversidad. En este sentido sería beneficioso disponer de una tecnología agrícola más eficiente.

La conservación de la biodiversidad y de los recursos genéticos va mucho más allá de la salvación de las especies. El objetivo es conservar suficiente diversidad dentro de cada especie como para garantizar que su potencial genético sea usado en el futuro. La producción comercial de tomate, por ejemplo, sería imposible sin la contribución de genes silvestres de América Latina. En este sentido es fundamental la contribución de las nuevas tecnologías para el salvaguardo del germoplasma.

La biodiversidad puede se conservada in situ mediante la protección ambiental de una región determinada. Este método es ideal en el caso de las plantas silvestres, ya que permite mantener la dinámica evolutiva de la especies, pero es caro y desencadena muchas veces conflictos políticos y sociales.

La conservación ex situ involucra la recolección de muestras representativas de una población y su manutención en bancos de germoplasma y/o jardines botánicos, en forma de semillas, estacas, tejidos in vitro, plantas enteras, etc. El período de conservación depende de la especie y de la técnica utilizada. Este método se aplica especialmente a las plantas cultivadas que producen semillas. Además de facilitar el acceso a la información de los mejoradores, tiene la ventaja de conservar el material en un espacio reducido y con cuidados intensivos. Por otro lado, congela la evolución natural de las especies y debido a las limitaciones del tamaño de las muestras puede ser insuficiente para conservar los recursos fitogenéticos.



1. GERMINACIÓN Y DESARROLLO

En una semilla encontramos un embrión rodeado por una cantidad variable de albumen (sustancia de reserva) y tegumento. La semilla permanece dormida hasta que las condiciones ambientales resultan apropiadas para la germinación. Factores como la disponibilidad de agua y oxígeno son críticos para el inicio del proceso. La raíz es la primer estructura en emerger de la mayoría de las semillas en germinación, permitiendo que la planta se fije al suelo y absorba agua.

Las semillas parecen aumentar de volumen hasta que el tegumento se rompe. ¿Por qué?¿Cuál es la primer estructura que emerge de la semilla?¿Por qué algunas semillas no germinarán? Dibuje una plantita en detalle indicando el hipocótilo, la raíz, los pelos radiculares y el tallo.

¿Cuándo aparece la clorofila? ¿Cuál es la función primaria de los cotiledones? ¿Cuál es la diferencia entre crecimiento y desarrollo?

Germinación epígea (Poroto)

Germinación hipógea (Maíz)



2. TROPISMOS

2.1. GRAVITROPISMO

Objetivo: estudiar la influencia de la gravedad sobre la dirección del crecimiento de la raíz y del brote, cuando la semilla es plantada en diferente orientación.

Orientaciones posibles del embrión de una semilla de maíz:

Material: (por grupo) 18 semillas de maíz (previamente embebidas), 1 sobre germinador, regla y transportador .

Procedimiento

a) Distribuir 15 semillas en el sobre germinador, en la dirección correspondiente a su grupo.

b) Después de una semana, retirar 5 semillas y medir el tamaño (regla) y la dirección (transportador) de la raíz y del brote. Registrar los valores en la Tabla 1.

c) Repetir el punto anterior en la segunda y en la tercer semana.

d) Anotar los datos en la Tabla 1.

Discusión

¿Cómo interpreta los resultados obtenidos?

La regulación es una característica importante de los seres vivos. ¿Cómo ilustra este experimento dicha propiedad? ¿Debe un agricultor preocuparse por la orientación en que planta las semillas?



Tabla 1: Los datos

Orientación de la semilla: __________________________________

Variable Semana 1 Semana 2 Semana 3

Tamaño de la raíz (mm)

Orientación de la Raíz (0)

Tamaño del brote (mm)

Orientación del brote (0)



2.2. FOTOTROPISMO

Como la respuesta a la luz, el crecimiento hacia abajo de la raíz y hacia arriba del tallo son comportamientos necesarios para la supervivencia de una planta. En esta actividad intentaremos responder dos cuestiones: ¿Qué estímulo es más fuerte, la luz o la gravedad? ¿Cuáles son los tipos de luz que estimulan una respuesta más fuerte?

Material: Cajas de película de 35 mm opacas o tubos de PVC, tapas, celofán de color, agujereadora, cinta adhesiva transparente, cinta adhesiva oscura, algodón, gas, semillas de mostaza.

Respuesta al estímulo simultáneo de la luz y de la gravedad

a) Preparar 2 cámaras abriendo una ventana en la parte lateral de la caja como se indica en el esquema.

b) Cubrir las ventanas con celofán transparente. Fijar el celofán con cinta transparente. ¿Por qué?

c) Colocar algodón mojado en las tapas y sembrar 3 semillas de mostaza en cada una.

d) Cerrar las cajas y colocarlas en la luz.

e) Tres a cuatro días después abrir la cámara y observar el crecimiento de las plantitas.

Respuesta al estímulo de luces de diversos colores

a) Preparar una cámara abriendo 3 ventanas en la parte lateral de la caja como se indica en el esquema.

b) Cubrir las ventanas con celofán rojo, azul y verde. Fijar el celofán con cinta transparente. ¿Por qué?

c) Colocar algodón o una esponja mojada en las tapas y sembrar semillas de mostaza.

d) Cerrar las cajas y colocarlas en la luz.

e) Una semana después abrir la cámara y observar el crecimiento de las plantitas.

Describa el comportamiento de las plantitas en los dos casos. ¿Cuál de los dos estímulos es más fuerte, la luz o la gravedad? ¿Cuál de los colores estimuló un comportamiento más fuerte? Justifique



3. NUTRICIÓN MINERAL E HIDROPONÍA

Por medio del cultivo en soluciones nutritivas de diferente composición, se pueden investigar cuáles son los elementos químicos indispensables para el desarrollo de una planta. También se pueden estudiar las alteraciones de dicho desarrollo causadas por la falta o cantidad insuficiente de alguno de ellos.

Una solución nutritiva que contenga todos los elementos esenciales es llamada solución completa; en caso contrario, será incompleta, y los vegetales cultivados en ella evidenciarán síntomas de carencia característicos, tales como clorosis, necrosis, deformaciones, raquitismo, etc. Existen diferencias de comportamiento, dependiendo de las especies vegetales, tanto en la forma en que se presentan los síntomas de carencia, como en la tolerancia a la misma.

En esta actividad, serán testeadas plantas jóvenes de tomate, maíz, girasol y/o Tradescantia , para la observación del comportamiento de las mismas en soluciones completas e incompletas.

Material: una vez leída y analizada cuidadosamente la información complementaria, cada grupo preparará la lista correspondiente.

Procedimiento

a) Preparación de las soluciones nutritivas. Utilizando la información de la tabla anexa, cada grupo preparará los 4 tipos de soluciones (solución completa, solución carente de hierro, solución carente de potasio y solución carente de nitrato). Los frascos serán tapados, etiquetados y conservados en la heladera envueltos en papel de aluminio.

Tabla: Composición de las soluciones nutritivas

Sustancia Medio completo

Ausencia de fosfato

Ausencia de potasio

Ausencia de nitrato

Agua destilada 1 L 1 L 1 L 1 L

Nitrato de potasio 1 g 1g - -

Nitrato de sodio - - 1 g -

Cloruro de potasio - 1g - 1g

Fosfato de potasio 0,5 g - 0,5 g

Fosfato de sodio - - 0,5 g -

Sulfato de calcio 0,5 g 0,5 g 0,5 g 0,5 g

Sulfato de magnesio 0,5 g 0,5 g 0,5 g 0,5 g

Cloruro de hierro 0,05 g 0,05g 0,05 g 0,05 g

Armado del experimento. Envuelva con algodón la región mediana de la planta (Figura 1), colóquela en el frasco junto con un tubito y ciérrelo. No deje que el algodón toque la solución (Figura 2). Coloque los frascos en un ambiente iluminado.



b) Mantenimiento de los cultivos. Será realizado durante 1 mes, aireando frecuentemente (con una bomba de pecera) y cambiando las soluciones 1 vez por semana.

c) Seguimiento del experimento. 1 vez por semana anotando las observaciones sobre el desarrollo de las plantas.

d) Organizar las observaciones en la tabla.

DÍA

SOLUCIÓN

COMPLETA SIN FOSFATO SIN POTASIO SIN NITRATO

¿Cuándo y cómo aparecen los primeros síntomas de deficiencias?

¿Cuáles son esos síntomas?

Discusión

¿Cuál es el significado del rótulo NPK en los fertilizantes comerciales?

¿Cuál es el papel de cada nutriente inorgánico esencial en el metabolismo y en la estructura de las plantas?

¿Cuáles son las ventajas de los cultivos hidropónicos?



4. MICROPROPAGACIÓN DE TEJIDOS VEGETALES

Algunas plantas superiores pueden multiplicarse o propagarse por vía vegetativa, por ejemplo, a través de mudas, estacas, gemas o injertos. Las plantas hijas, que se desarrollan a partir de regiones vegetativas, son idénticas a la planta madre y entre sí, ya que son transplantadas de un mismo individuo. Un grupo de individuos como este, genéticamente uniforme y derivado de un único individuo por propagación asexuada, es denominado “clon”.

Las técnicas de propagación tradicional pueden ser realizadas en el laboratorio, en una escala en miniatura y en condiciones asépticas. La propagación clonal in vitro es denominada micropropagación.

Además de la capacidad de las plantas para multiplicarse rápido, la micropropagación también ofrece un medio de eliminación de muchas enfermedades en las plantas cultivadas. Las principales aplicaciones de la micropropagación se encuentran en el cultivo de plantas ornamentales y hortalizas, y también en la silvicultura.

La técnica de cultivo de tejidos vegetales está basada en el concepto de totipotencia, es decir la capacidad de una célula de regenerar nuevas réplicas del mismo organismo, completo y diferenciado, del cual proviene. Las células de las plantas en fases relativamente tempranas de desarrollo, tales como algunas células de parénquima o de los meristemas, tejidos de tipo vascular y tejidos embrionarios se encuentran en un estado que denominamos “indeterminado”. Estas células son capaces de modificarse hacia otras vías metabólicas de desarrollo, dependiendo de las condiciones ambientales que se les imponen. También pueden proliferar rápidamente (des-diferenciarse) para producir masas celulares o callos.

Las células vegetales indeterminadas presentan mucha plasticidad en su respuesta a estímulos fisiológicos y ambientales. Esta característica puede atribuirse, en las plantas vasculares, a la necesidad de responder de manera versátil al ataque de herbívoros, plagas y patógenos. En el caso de las plantas perennes, esta característica permitiría la supervivencia a través de la propagación vegetativa cuando las condiciones ambientales se tornan desfavorables.

Una vez establecidos, los cultivos pueden ser utilizados en:

Técnicas básicas de propagación (organogénesis, embriogénesis, cultivo de brotes apicales y axilares).

Técnicas especializadas (producción de metabolitos secundarios, bioensayos, aislamiento y fusión de protoplastos, transformación genética o producción de nuevas variedades vegetales).

Además de permitir la micropropagación y facilitar el mejoramiento vegetal, las técnicas de cultivo de tejidos vegetales han posibilitado la eliminación de enfermedades (ej.: papa) y la producción de metabolitos secundarios (ej. : shikonina), logros de gran importancia desde el punto de vista industrial.

4.1. DIFERENTES TIPOS DE CULTIVO DE TEJIDOS VEGETALES

Cultivo de plantas enteras

La semilla es cultivada in vitro dando origen a una plántula que se transformará en una planta (Ej.: orquídeas). En el caso del CULTIVO DE EMBRIONES, el embrión, maduro o inmaduro, es cultivado in vitro después de que se retira el resto de la semilla. Ej.: cebada, centeno, poroto, manzana, cereza, tomate, etc.



Cultivo de órganos aislados

Generalmente, se aisla y cultiva un trozo de la planta (= explante). El explante puede ser extraído de un tejido o un órgano. Ej.: meristemas, gemas o brotes, raíces, anteras, etc.

Un brote de aproximadamente 1 mm o más de ancho se inserta en el explante o meristema apical, los primordios foliares y el tejido caulinar subapical; por ello el cultivo de brotes ha sido utilizado para la propagación rápida de muchas plantas de importancia económica.

Cuando se limita el explante al meristema apical o de la raíz, la técnica permite la eliminación de virus y patógenos. Por ello, los brotes derivados de los cultivos de meristemas apicales han sido usados para preservación de germoplasma y la producción de estacas libres de virus.

Cultivo de callos

Denominamos callo a una masa de células que crece a partir de un explante; el callo está formado por células vacuoladas irregularmente diferenciadas entre las cuales se observan algunas células meristemáticas.

Una vez establecido en un medio de cultivo, el callo puede ser subdividido cada tres o cuatro semanas y mantenido indefinidamente en el mismo medio nutritivo. Las subdivisiones también pueden ser transferidas a medios de cultivo con diferentes concentraciones de hormonas, para inducir la embriogénesis o la organogénesis.

Una característica del cultivo de callos es que a medida que las células proliferan, pueden ocurrir cambios genéticos tales como poliploidía, aneuploidía y cambios en la estructura cromosómica (variación somatoclonal). A pesar de haber más variaciones en dichas células del callo que en las plantas regeneradas a partir de ellas, se han obtenido mediante esta técnica nuevas variedades de plantas con característica útiles.

Aplicaciones: dendé, zanahoria, tomate, maíz, papa, batata (boñato), ñame.

Cultivo de células aisladas

Una suspensión que contiene células aisladas y pequeños agregados celulares puede obtenerse colocando un callo en medio líquido e incubándolo en agitación (shaker). A medida que se forman nuevas células, la agitación las separa del callo.

Como las células cultivadas son genéticamente inestables se puede hacer una selección para obtener linajes celulares diferentes. Además del aislamiento de mutantes, el cultivo en medio solidificado con agar, de células aisladas y de pequeños agregados, permite estudios sobre la tolerancia al estrés y variación somatoclonal.

Aplicaciones: producción de metabolitos secundarios en fermentadores industriales (alcaloides, perfumes, enzimas, hormonas, etc.); estudio de organelas celulares y embriogénesis.

En el cultivo de protoplastos, las células que sufren digestión enzimática de la pared son cultivadas y utilizadas en experimentos de Ingeniería genética. La fusión de protoplastos posibilita la hibridación somática; la tecnología de ADN recombinante permite combinaciones genéticas nuevas.



4.2. FUNDAMENTOS TÉCNICOS

Para los técnicos, el cultivo de tejidos puede ser definido como “un proceso a través del cual, pequeños fragmentos de tejido vivo (explantes) son aislados de un organismo y cultivados asépticamente, por períodos indefinidos en un medio nutritivo semi-definido o definido”. Así como el medio nutritivo y los factores fisiológicos de crecimiento, determinadas características del material experimental (es decir, el tipo de planta estudiada) pueden influir en el crecimiento y desarrollo in vitro de un explante.

Las principales etapas son las siguientes:

SEPARACIÓN DE LOS EXPLANTES

ESTERILIZACIÓN DE LA SUPERFICIE

VARIOS LAVADOS EN AGUA DESTILADA

DISECCIÓN FINAL Y ESTABELECIMIENTO DEL CULTIVO

INCUBACIÓN

SUBCULTIVO O REPIQUE

4.2.1. SELECCIÓN DEL MATERIAL EXPERIMENTAL

Las principales características del material experimental que influyen sobre el crecimiento in vitro son el genotipo, la edad de la planta, órgano y/o tejido, el estado fisiológico, el estado de salud, las condiciones en que la planta creció en el campo, el tamaño y la posición del explante en la planta y la posición del explante en el cultivo.

4.2.2. LA SEPARACIÓN DEL EXPLANTE

Piérik (1988), Dodds y Roberts (195) y Smith R.A. (1997) describieron las siguientes etapas:

LIMPIAR: con agua y detergente, eliminando la parte externa si esto fuera necesario;

DESINFECTAR

Sumergir la pieza en etanol 70% durante algunos segundos para eliminar las burbujas. Evitar el uso de etanol 96% que produce deshidratación de los tejidos.

Sumergir 10-30 minutos en NaClO 1% con algunas gotas de detergente (0,08 a 0,012%), manteniendo la agitación; (Observación: El agua lavandina (lejía) contiene generalmente concentraciones de 1,5 a 2% de materia activa o NaClO).

Observación: Como algunos autores relatan que basta una concentración de 20% de agua lavandina (lejía) para la obtención de un alto porcentaje de plantas decontaminadas, podríamos considerar que la concentración adecuada de agua lavandina como agente desinfectante estaría entre 20 y 50%. Sin embargo, en diferentes países, existen variaciones en la concentración de NaClO presente en al agua lavandina (lejía). Cabe recordar aquí que el tiempo de desinfección y la concentración del desinfectante varían con el tipo de explante.



LAVAR: 3 veces en agua de grifo estéril durante 2, 5 y 15 minutos;

CORTAR EL MATERIAL: en condiciones estériles, utilizando instrumentos esterilizados antes de iniciar el trabajo (para eliminar esporas); durante el trabajo las condiciones estériles son mantenidas sumergiéndolos en etanol 95%; el flameado sólo debe ser utilizado con mucho cuidado y cuando se trabaja en mesada abierta.

4.2.3. COMPOSICIÓN DEL MEDIO NUTRITIVO

Los principales nutrientes necesarios para el crecimiento del explante figuran en el cuadro siguiente:

A AGUA

SUSTANCIAS ORGÁNICAS: Azúcares, Aminoácidos, Vitaminas, Reguladores: auxinas, citocininas, giberelinas, ácido abcísico, etileno.

MACRO ELEMENTOS: N, P, K, Ca, Mg, S

MICRO ELEMENTOS: Fe, Co, Zn, Ni, B, Al, Mn, Mo, Cu, I.

MEZCLAS DE SUSTANCIAS POCO DEFINIDAS: Extracto de levadura, Leche de coco, Extractos vegetales, Hidrolizado de caseína, Peptona y triptona.

Un explante necesita básicamente agua, azúcar y sales minerales. El agua debe ser destilada o bi-destilada. El azúcar puede ser sacarosa (c = 0 2 a 3%), glucosa o fructosa y debe agregarse a los medios nutritivos porque los tejidos verdes no son suficientemente autotróficos in vitro. Los minerales también son indispensables y se agregan a los medios a partir de soluciones madres de macro y micro-sales.

A pesar de que la mayor parte de las plantas son capaces de sintetizar vitaminas in vitro, a veces estas son agregadas al medio. También se agregan mezclas de composición mal definida como leche de coco, peptona o extracto de levaduras como fuente de nitrógeno y vitaminas.

Las hormonas regulan la distribución de sustancias elaboradas por la planta así como el crecimiento relativo de sus órganos. En los cultivos in vitro se acostumbra usar los siguientes:

HORMONAS EFECTO EJEMPLOS

AUXINAS Alargamiento celular y expansión de los tejidos, división celular y formación de callos, formación de raíces adventicias, inhibición de la formación de vástagos axilares y adventicios y, frecuentemente, embriogénesis en los cultivos en suspensión.

IAA, IBA, NAA, 2,4 D

CITOCINAS Diminuyen la dominancia apical estimulando la formación de vástagos axilares; retardan el envejecimiento.

Cinetina, BA, 2iP e PBA

IAA: ácido indol-acético; NAA: ácido naftaleno-acético; 2,4 D: ácido 2,4- diclorofenoxiacético; cinetina 2iP: 2-isopentiladenina; PBA: benzilaminopurina



Los medios pueden ser solidificados con agar en una concentración de 0,6 a 0,8%. El pH debe variar entre 5 y 6,5 siendo ideal el valor de pH = 6. El medio debe ser autoclavado para su esterilización. Si es necesario, algunos de los componentes son esterilizados por filtración. En el anexo figura la composición de algunos de los medios más utilizados en los cultivos in vitro de tejidos vegetales.

Cuando no se conoce la fórmula ideal para determinado cultivo, un diseño experimental permite escoger la mejor concentración de los componentes de un medio. En este diseño, 4 grupos de sustancias (azúcares, macro-sales, auxinas y citoquininas) varían en 3 concentraciones (baja, media, alta) como se indica en el cuadro.

SUSTANCIA CONCENTRACIÓN Pueden obtenerse así 34=81 combinaciones de las cuales será escogida la que presente mejores resultados.

Analice la composición de algunos medios usuales, que figuran en la página siguiente

AZÚCAR (sacarosa) 1-2-4%

MACRO-SALES (MS) 1:4; 1:2 ; 1:1

AUXINA 0,01-0,5-5 mg/l

CITOCININA 0,01-0,5-5,0 mg/l

4.2.4. INFLUENCIA DE ALGUNOS FACTORES FÍSICOS

Generalmente los cultivos son incubados con luz artificial, ya que la necesidad de luz es variable hasta para la germinación de las semillas. Poco se sabe sobre la duración del día in vitro, pero generalmente se elije un período lumínico de 14-16 horas o continuo. La temperatura se conserva entre 24 y 26 ºC aceptándose que la temperatura ideal in vitro es 3 a 4 ºC mayor que in vivo. Debido a la propia composición del medio, ni la humedad ni la disponibilidad de agua son factores limitantes y la humedad relativa alcanza 90-100%. Finalmente, se debe garantizar la aireación para una buena oxigenación.

4.3. ESTABELECIMIENTO Y MANTENIMIENTO DE LOS CULTIVOS

Mantell et al. (1994) definen al cultivo de tejidos como “un proceso a través del cual pequeños fragmentos de tejido vivo (explante) son aislados de un organismo y cultivados asépticamente, por períodos indefinidos en un medio nutritivo semidefinido o definido”.

Vimos anteriormente como explantes adecuados (gemas, tejidos de reserva, secciones del callo o semillas en germinación) pueden ser limpiados, desinfectados, lavados y disecados antes de ser colocados en el medio de cultivo de composición adecuada y en estado semisólido o líquido. A intervalos frecuentes se preparan los sub-cultivos mediante subdivisión de un cultivo madre único en varios cultivos hijos.

4.4. ¿CÓMO PASAR DEL CULTIVO IN VITRO A TIERRA?

Para el desarrollo de la planta puede ser necesario la transferencia a otro recipiente con un medio nutritivo de composición igual o diferente. Algunas veces son necesarios varios de estos repiques para regenerar una planta a partir de un callo.

Se trata de una etapa delicada, porque en algunos aspectos las plantas cultivadas in vitro son diferentes a las plantas cultivadas in vivo. La cutícula (cera) está poco desarrollada, las hojas son fotosintéticamente poco activas y puede haber una conexión vascular débil entre las hojas y la raíz. Son plantas criadas como heterótrofas que se deben adaptar al modo de vida autótrofo.

Cuando el desarrollo de la planta justifica su traspaso a tierra, se debe eliminar el agar y todo vestigio de azúcar y transferir la planta a un suelo estéril finamente tamizado y pobre en sales. La aclimatación es una etapa que debe ser acompañada muy de cerca.



5. CRECIMIENTO in vitro DE EMBRIONES DE MAÍZ

El maíz (Zea mays) es un cereal de la familia Graminaceae originaria del continente americano y actualmente cultivado en casi todo el mundo.

Como en todas las monocotiledóneas, el cotiledón tiene como función la transferencia de nutrientes del endosperma a la plántula en desarrollo. En el cultivo in vitro, el medio nutritivo sustituye al endosperma, ya que el embrión es retirado junto con el cotiledón.

En Biotecnología vegetal, esta modalidad de cultivo in vitro permite rescatar embriones híbridos, resultantes de cruzamientos incompatibles. También se utiliza para sacar de la dormición a las semillas acortando así el ciclo de vida de algunas plantas. Se trata de un buen modelo para estudios fisiológicos ligados a la germinacion de las semillas y al desarrollo de las plántulas.

Así como otros órganos de las plantas, los embriones pueden ser cultivados en un medio nutritivo que contiene agua, sales minerales, azúcar y agar.

Materiales: 1 trozo de espiga de maíz, tubos de ensayo con medio nutritivo* estéril, 1 cuchillo o 1 bisturí, palitos estériles, agua lavandina diluida al medio, 3 frascos de agua destilada estéril, alcohol 960, alcohol 700, mechero Bunsen (opcional). Los alumnos trabajarán en parejas.

* El medio nutritivo (Murashige & Skoog, Taji o Knop) es una solución de sales minerales a las que se agrega sacarosa (1 a 5%), agar (0,7%) y agua de coco.

Procedimiento

La limpieza del lugar de trabajo es fundamental, así como la higiene de las manos. El lugar de trabajo será desinfectado con alcohol 700. Los participantes se lavarán muy bien las manos y los antebrazos con agua y jabón, antes de pasarse alcohol 700. Cuidado! El alcohol es inflamable. Esterilizar el material contaminado antes de descartarlo.

1. Desinfección de los explantes o Separar con un cuchillo los granos de maíz. o Desinfectar los granos con la solución de agua lavandina (15 minutos), agitando suavemente. o Lavar los granos tres veces con agua destilada estéril (1, 3 y 5 minutos)

2. Extracción del embrión

o Cerca del mechero Bunsen y con mucho cuidado, presionar suavemente el grano de maíz para facilitar la salida del embrión.

o Tomar el embrión con un palito estéril (Participante A). El procedimiento puede ser visto en el video Extracción y sembrado del embrión de maíz.



3. Sembrado del embrión o Abrir el tubo de ensayo que contiene medio de cultivo estéril y flamear la boca del tubo

(Participante B). o Dejar caer el embrión dentro del tubo (Participante A). o Flamear nuevamente la boca del tubo y cerrarlo (Participante B). o A continuación, verificar que el embrión se encuentre en contacto con el medio. Se no queda así,

agitar suavemente el tubo de modo de acomodar el embrión en el medio. 4. Incubación

En presencia de luz, a temperatura ambiente. 5. Establecimiento del cultivo Resultados

Seguir semanalmente midiendo la altura (mm) del epicótilo.

Semana 1 2 3 4

Altura del epicótilo (mm)

Representar gráficamente la altura (mm) del epicótilo en función del tiempo.

Interpretar los datos.



6. EL CULTIVO DE CALLOS DE ZANAHORIA

El consumo de la raíz de zanahoria (Daucus carota, familia Apiaceae ) data del tiempo de los Romanos. Documentos del período medieval muestran que las zanahorias eran blancas o rojas. En el siglo XVI, una mutación dio origen a una variedad de color naranja, seleccionada por los horticultores holandeses como homenaje a la casa de Orange. Hoy en día esa variedad es la que se encuentra con mayor frecuencia.

En 1958, cultivando explantes de zanahoria en agua de coco, dentro de un dispositivo rotatorio, F.C. Steward mostró la totipotencia de las células vegetales. Ese trabajo innovador abrió las puertas al cultivo de tejidos vegetales y a la regeneración de plantas modificadas por ingeniería genética.

Muchas de las plantas cultivadas pueden ser propagadas directamente por multiplicación vegetativa. Sin embargo, los explantes de raíz colocados en un medio con los nutrientes adecuados pueden dar origen a un callo, que es una masa de células no diferenciadas. En el callo aparecen eventualmente embrioides que pueden ser transferidos a un medio de diferente composición, donde se desarrollarán regenerando una planta entera.

Un corte longitudinal de zanahoria (Figura 1) muestra una epidermis fina con pelos radiculares, el córtex de tejidos fundamentales y el endodermo. El cilindro vascular está rodeado por el periciclo, que forma las raíces laterales. Dentro se encuentran los vasos del xilema y del floema y tejido parenquimatoso.

Figura 1. Corte longitudinal de raíz de zanahoria

Objetivo: Cultivar explantes de tejidos de zanahoria, in vitro.

Materiales

Zanahoria, cuchillo, azulejo, frasco desinfectante con agua lavandina 50%, 3 frascos con agua estéril, pinzas, papel toalla, vaso de precipitados con alcohol 95º, dos placas de Petri con papel toalla estéril, 4 frascos con medio nutritivo estéril*, palitos estériles, alcohol 70º, mechero Bunsen (opcional).

* El medio nutritivo (Murashige & Skoog o Taji) es una solución de sales minerales a las que se agrega sacarosa (1 a 5%), agar (0,7%) y agua de coco.

Pelos radiculares

Cilindro vascular

Exoderme

Córtex

Endoderme



Procedimiento

La limpieza del lugar de trabajo es fundamental, así como la higiene de las manos. El lugar de trabajo será desinfectado con alcohol 70º. Los participantes se lavarán muy bien las manos y los antebrazos con agua y jabón, antes de pasarse alcohol 70º. Cuidado! El alcohol es inflamable. Esterilizar el material contaminado antes de descartarlo.

1. Esterilización de la superficie de la zanahoria

o Sobre un azulejo bien limpio, cortar con un cuchillo un trozo de zanahoria de 3 a 6 cm, descartando ambas extremidades de la raíz.

o Raspar para retirar la epidermis y marcar con algún corte la extremidad inferior de la raíz.

o Desinfectar durante 20 a 30 minutos en agua lavandina (hipoclorito de sodio) diluida al medio (50%) y con una gota de detergente.

o Lavar 3 veces en agua estéril durante 1, 3 y 5 minutos, teniendo la precaución de limpiar previamente el frasco y la tapa con alcohol.

o Agitar suavemente durante todo el procedimiento.

2. Obtención de los explantes

o Siempre en condiciones asépticas, transferir el trozo de zanahoria a una placa de Petri con papel toalla estéril para eliminar las partes quemadas, con un cuchillo o bisturí estéril.

o Transferir nuevamente el trozo de zanahoria a una segunda placa de Petri con papel de filtro estéril y cortar una rodaja fina de 1 a 2 mm de espesor.

o Separar el cilindro vascular y cortarlo en 4 partes, como se indica a continuación:

o

Descartar Conservar Descartar

Explantes



3. Establecimiento del cultivo

En condiciones asépticas, sembrar los cuatro explantes manteniendo la polaridad, en los frascos con medio nutritivo.

4. Incubación

A 25 0 C, en la oscuridad.

5. Subcultivo o repique

Siempre en condiciones asépticas, descartar mensualmente el tejido necrosado y transferir los explantes a medio nuevo. Después de un tiempo, transferir los explantes a un medio nutritivo con sales minerales y sin agua de coco, e incubar en presencia de luz.

Resultados

Redactar un informe.



7. EL CULTIVO DE MERISTEMAS DE AJO

El ajo (Allium sativum, familia Amaryllid aceae) es una monocotiledónea originaria de Asia. El bulbo, o cabeza, está formado por bulbillos o dientes de ajo (Figura 1). Debido a las propiedades aromáticas conferidas por la alicina, dichos bulbillos se han convertido en un condimento indispensable en la cocina de varios pueblos.

Con algunas propiedades antimicrobianas, el ajo también es utilizado en la medicina popular para el control de la presión sanguínea, del colesterol, de enfermedades coronarias y de la aterosclerosis.

La propagación es asexual, a partir de los bulbillos. En el ajo-semilla se consigue eliminar los virus por cultivo in vitro de los meristemas próximos al disco caulinar basal. Existen diversas estrategias de mejoramiento genético, basadas en la información existente en los Bancos de Germoplasma.

Figura 1. EL AJO alho (Allium sativum).

Arriba: corte de la cabeza de ajo; abajo: corte longitudinal de un diente de ajo, mostrando el disco caulinar basal.

Materiales

Un diente de ajo, bisturí o cuchillo afilado, azulejo, frasco desinfectante con agua lavandina diluida al medio, 3 frascos con agua destilada estéril, pinzas, papel toalla, una placa de Petri con papel toalla estéril, 4 frascos con medio nutritivo estéril *, palitos estériles, alcohol 700, mechero Bunsen (opcional).

El medio nutritivo es una solución de sales minerales a las que se agrega sacarosa (1 a 5%), agar (0,7%) y agua de coco.

La limpieza del lugar de trabajo es fundamental, así como la higiene de las manos. El lugar de trabajo será

desinfectado con alcohol 700. Los participantes se lavarán muy bien las manos y los antebrazos con agua y jabón, antes de pasarse alcohol 700. Cuidado! El alcohol es inflamable.

Esterilizar el material contaminado antes de descartarlo.

Disco caulinar basal

Broto



1. Separación de los explantes

Descascar el bulbillo (diente de ajo) y cortar toda la parte seca de la base, como se observa en la figura de abajo.

2. Desinfección de la superficie de los explantes

Esterilizar el bulbillo por inmersión, durante 20 minutos, en agua lavandina diluida al medio adicionada con una gota de detergente.

3. Lavados en agua destilada estéril

Realizar 3 lavados de 1, 3 y 5 minutos, agitando suavemente.

4. Establecimiento del cultivo

o En condiciones asépticas, colocar los dientes de ajo en una placa de Petri que contiene papel toalla estéril.

o Con un bisturí afilado, separar una lámina de 2 mm del disco basal y cortarlo al medio.

o Transferir los dos explantes al frasco con medio de cultivo estéril, manteniendo la polaridad de uno de los fragmentos e invirtiendo la del otro.

5. Seguimiento

Observar semanalmente el crecimiento de los explantes. Preparar el informe correspondiente.



8. LA ABSORCIÓN DE AGUA

La embebición consiste en la absorción de agua por las células, debido al poder higroscópico de los coloides existentes en el protoplasma.

En esta actividad estudiaremos la variación de peso y superficie de fragmentos de algas debido a la embebición en diferentes condiciones.

8.1. INFLUENCIA DE LA PRESIÓN OSMÓTICA

Material (por grupo): kombu, tijeras, 5 placas de Petri, agua destilada, 100 mL de c/solución de NaCl (5,0 M, 2,0 M, 1 M, 0,5 M), papel milimetrado, papel de filtro, papel manteca, espátula, balanza.

a) Cortar 15 cuadraditos de 2 cm de lado de "kombu";

b) Dividir los cuadraditos en 5 grupos y pesarlos;

c) Colocar el primer grupo en una placa de Petri con 20 ml de agua destilada, el segundo grupo en 20 ml de NaCl 0,5M, el tercer grupo en 20 ml de NaCl 1,00 M y el cuarto grupo en 20 ml de NaCl 2,0 M, el quinto grupo en NaCl 5,0 M. Dejar en reposo dos horas;

d) Determinar la variación de peso (referido al 100%) y de la superficie del material;

e) Después de anotar los datos, construir el gráfico correspondiente.

CONCENTRACIÓN DE NaCl 0 0,5 M 1 M 2 M 5 M

SUPERFICIE INICIAL (mm2)

SUPERFICIE FINAL (mm2)

VARIACIÓN DE SUPERFICIE (%)

MASA INICIAL (mg)

MASA FINAL (mg)

VARIACIÓN DE PESO (%)

¿Cómo influye la presión en la embebición?



8.2. INFLUENCIA DEL pH

Material: kombu, tijeras, 9 placas de Petri, agua destilada, 100 mL de solución de NaOH 0,1 N, 100 mL de solución HCl 0,1 N, probetas y pipetas, papel indicador de pH, papel milimetrado, papel de filtro, papel manteca, espátula, balanza.

a) A partir de soluciones 0,1 N ya existentes, preparar 20 ml de cada una de las siguientes soluciones de NaOH y HCl: 0,01, 0,001 y 0,001 N;

b) Colocar en diferentes placas de Petri, 20 ml de cada una de las soluciones indicadas anteriormente. En otra placa colocar 20 ml de agua destilada. Determinar el pH de cada solución usando papel indicador universal;

c) Preparar 9 lotes de Kombu, cada uno con 3 cuadraditos de 2 x 2 cm de peso conocido. Colocar un lote en cada placa de Petri;

d) Luego de aproximadamente una hora verificar las variaciones de peso y de superficie de los cuadraditos.

CUIDADOS: Remover los cuadraditos con espátula. Secarlos rápidamente antes de pesarlos, entre dos hojas de papel de filtro. Usar papel manteca para pesarlos. Para verificar las variaciones de superficie, colocar papel milimetrado sobre la placa de Petri.

e) Anotar los datos en la tabla:

SOLUCIONES SUP. INICIAL (mm2) SUP. FINAL (mm2) MASA INICIAL (mg) MASA FINAL (mg)

HCl 0,1 N

HCl 0,01 N

HCl 0,001 N

HCl 0,0001 N

H2O

NaOH 0,0001 N

NaOH 0,001 N

NaOH 0,01 N

NaOH 0,1 N

Con los datos obtenidos construya una curva cuyo eje de las ordenadas corresponda a las variaciones de peso y el de las abcisas a los valores de pH. Interprete.

¿Cómo influye el pH sobre la embebición?



9. LA ESTRUCTURA DE LA RAÍZ Y DEL TALLO

9.1. OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA DE PREPARADOS LISTOS

9.2. LA RAÍZ

Observe la variación morfológica de las raíces y complete el cuadro siguiente:

PLANTA TIPO DE RAÍZ CARACTERÍSTICA PRINCIPAL

9.3. EL TALLO

Observe los diversos tipos de tallo y complete el cuadro siguiente:

PLANTA TIPO DE TALLO CARACTERÍSTICA PRINCIPAL



10. TRANSPORTE A TRAVÉS DEL TALLO

El agua y las sales minerales suben por las raíces y las hojas y desde ahí se dirigen a todas las partes de la planta. Resulta un hecho sorprendente que columnas de agua puedan subir 10 metros o más a través del tronco de un árbol muy alto. La cantidad de agua transportada y la velocidad con que se realiza el transporte dependen de varios factores externos e internos. El más importante de los factores internos es la estructura anatómica.

Utilizando sus conocimientos sobre la estructura del tallo, explique por qué la remoción de una parte circular de la corteza del un árbol podrá resultar en la muerte del mismo.

En los vegetales circulan dos tipos de savia que son de composición química diferente. Mencione las sustancias que componen cada una de ellas.

Varias teorías intentan explicar el ascenso de la savia bruta por la planta. Comente las causas que se consideran actualmente como responsables de dicho ascenso.

EL ASCENSO DE LA SAVIA (OBSERVACIÓN)

Material: 2 frascos de 100 mL, solución de azul de metileno a 0,1%, solución de eosina a 0,1%, hoja de afeitar, recipiente con agua, portaobjetos y cubreobjetos, microscopio, plantas de tallo herbáceo envasadas.

Procedimiento

a) Colocar, en un frasco, un poco de la solución de eosina y, en otro, la de azul de metileno.

b) Tomar una planta herbácea y, con las raíces y parte del tallo sumergido en un recipiente con agua, seccionar transversalmente la región entre la raíz y el tallo, con una hoja de afeitar.

c) Dejar la planta en posición vertical, dentro del recipiente. Cuidado en no mojar las hojas.

d) Repetir el procedimiento anterior con otra planta de igual tamaño.

e) Retirar las dos plantas del recipiente, cuidadosamente, en posición vertical, sumergiendo la extremidad seccionada de cada una en la solución de cada frasco (una en la solución de eosina, la otra en la solución de azul de metileno).

f) Observar y anotar el tiempo de ascenso de las soluciones en cada planta hasta llegar a las hojas.

g) ¿Cuál de las soluciones sube más rápido?

Se sabe que la celulosa, en contacto con el agua, presenta carga eléctrica negativa en su superficie. El azul de metileno tiene carga eléctrica negativa, y la eosina tiene carga positiva. Considerando estos hechos, explique por qué ocurre una diferencia de velocidad en el ascenso de las soluciones usadas.

h) Utilizando los tallos del experimento, realizar cortes transversales y longitudinales, colocándolos sobre el portaobjetos con agua y observando al microscopio, para comprobar el ascenso de la savia hasta las hojas.

i) Identificar los vasos conductores de las soluciones coloreadas (eosina y azul de metileno).



11. LA TRANSPIRACIÓN

11.1. DETECCIÓN DE LA TRANSPIRACIÓN

Después de leer atentamente las instrucciones preparar una lista y separar el material necesario.

Preparación del papel de cobalto; cortar tiras de papel de filtro de 2 x 6 cm, sumergirlas en solución acuosa de CoCl2 5 %; colocarlas estiradas sobre una placa

de vidrio y ponerlas en la estufa a 80. Una vez secas, guardarlas en un desecador.

a) Tomar cintas de papel de cobalto secas (color azul) y colocarlas en contacto con la epidermis inferior y superior de varias hojas. Esto se hace con ayuda de una madera (pinza de ropa).

b) Examinar las hojas y anotar el tiempo necesario para que cambie el color original del papel de cobalto.

Organice sus resultados en una tabla.

11.2. LOS ESTOMAS Y LA TRANSPIRACIÓN

La estructura de las hojas favorece la pérdida de agua por evaporación. Los estomas son estructuras foliares que se abren y cierran permitiendo la modulación de la transpiración. En esta actividad verificaremos el grado de apertura estomática en hojas de diversos tipos.

Después de leer atentamente las instrucciones, preparar una lista y separar el material necesario.

a) Separar los siguientes líquidos: éter de petróleo, xilol, alcohol etílico absoluto, vaselina líquida. Estos líquidos tienen la capacidad de infiltrarse a través de las hendiduras estomáticas, y la serie indicada esta dispuesta de acuerdo con su capacidad decreciente de penetración a través de hendiduras pequeñas (orden creciente de viscosidad).

b) Tomar hojas de la planta de la cual se quiere verificar el grado de apertura estomática, y depositar sobre la misma una pequeña gota de uno de los líquidos indicados, observando inmediatamente. Si hubiera infiltración, deberán aparecer manchas que se verán a contra luz.

Notación para el grado de apertura:

- = infiltración nula

+ = infiltración dudosa o débil (puntuaciones raras)

++ = infiltración reducida (puntos dispersos )

+++ = infiltración regular (manchas pequeñas e interrumpidas)

++++ = infiltración intensa (manchas completas)



c) Anotar los datos en las tablas:

Fecha: Hora: Temperatura: Humedad relativa:

PLANTA EPIDERMIS ÉTER XILOL ALCOHOL VASELINA

Superior

Inferior



Superior

Inferior



Superior

Inferior

Compare sus resultados con los obtenidos en la actividad anterior. Realice la crítica del método. ¿Este método es aplicable a todas las plantas?

Complemente esta actividad con la observación microscópica de preparados.

11.3. MEDICIÓN DE LA TRANSPIRACIÓN

11.3.1. MÉTODO DE LA BALANZA

Material (por grupo): plantas envasadas (varias especies), cordón. Para la clase: balanza.

Cada grupo trabajará con un tipo de planta.

Procedimiento

a) Tarar la balanza.

b) Retirar una hoja de una de las plantas envasadas y pesarla lo más rápido posible. Anotar el valor en el cuadro que siguiente.

c) Atar, con un cordón, el pecíolo de la hoja y sostenerlo, de modo que ambas caras tengan las mismas condiciones de aireación. No debe haber incidencia directa de luz solar sobre la hoja.

d) Hacer lo mismo con una hoja de cada una de las otras plantas (siempre una por vez);

e) Pesar, de 10 en 10 minutos, las hojas utilizadas en el experimento, teniendo cuidado de retirar, previamente, el cordón;

f) Anotar en el cuadro todos los valores obtenidos al pesar.



Planta:

Tiempo (minutos)

0 10 20 30 40 50

Masa (mg)

Planta:

Tiempo (minutos)

0 10 20 30 40 50

Masa (mg)

Planta:

Tempo (minutos)

0 10 20 30 40 50

Massa (mg)

g) Construir un gráfico con los datos obtenidos.

h) Interpretar.

¿Cuál de las plantas transpiró más en el mismo lapso de tiempo? ¿Qué causas podrían ser consideradas como responsables de una mayor o menor intensidad de transpiración en las plantas utilizadas?

11.3.2. FOTOMETRÍA

Material (por grupo): 1 erlenmeyer, plastilina, parafina, algodón, espátula, un tubo de vidrio curvado en

90·, mechero Bunsen, rama de arbusto con varias hojas, foco de luz.

Procedimiento

a) Llenar, completamente, el frasco con agua;

b) Colocar una rama en uno de los orificios de la tapa y en el otro, la pipeta;

c) Tapar el frasco. No debe haber ninguna burbuja de aire en todo el conjunto;

d) Secar los orificios y el borde de la tapa, y cerrarlos con algodón y con parafina derretida, o con plastilina.

e) Marcar el nivel de agua en la pipeta e iluminar la planta;

f) Observar el descenso del nivel del agua en la pipeta.

¿Por qué las hojas de la rama usada en el experimento no deben estar mojadas? ¿Qué conclusiones pueden obtenerse con respecto de este experimento?



MONTAJE OTRO MONTAJE ALTERNATIVO

11.4. GUTACIÓN (demostración)

Material: 3 plantas jóvenes de maíz (de 6 a 8 días), envasadas, cuyo suelo esté bien seco, agua de grifo de 35 a

40C, agua de grifo a 0C, termómetro, 3 frascos de boca ancha.

Procedimiento

a) Etiquetar cada uno de los vasos que contienen las plantas con las siguientes indicaciones:

A = solo seco; B = agua de 35 a 40C; C = agua a 0C

b) Regar, abundantemente, los vasos II y III con agua a las temperaturas indicadas;

c) Cubrir cada una de las plantas con un frasco invertido;

d) Observar el comportamiento de cada una de las plantas.

¿Cuál de las plantas realizó la gutación? ¿Qué condiciones ambientales posibilitaron la gutación en este experimento? ¿En qué región de la hoja se observó la gutación? Identifique las estructuras 1, 2, 3 y 4 de la figura anexa, representando un corte transversal de la hoja. ¿Los hidátodos eliminan apenas el agua pura? ¿Por qué?



12. LOS PIGMENTOS DE LOS VEGETALES

La gran mayoría de los seres vivos depende directa o indirectamente de la fotosíntesis. El producto primario de la fotosíntesis es la glucosa, un azúcar, que además de servir como fuente de energía en los procesos vitales, puede ser convertido en diversos tipos de sustancias que la planta utiliza.

En los vegetales superiores, se encuentran pigmentos en los plastos, como las clorofilas y los carotenoides, y en las vacuolas, como las antocianinas.

Estos pigmentos tienen capacidad de absorber algunas de las franjas del espectro luminoso y reflejar otras. Las radiaciones absorbidas son particularmente importantes por la cantidad de energía que pueden producir en las reacciones intracelulares, destacándose las clorofilas entre las demás, mientras que las radiaciones reflejadas determinan variaciones de la coloración presentada por las mismas.

¿Cuáles son las franjas del espectro luminoso que son absorbidas y reflejadas, respectivamente por las clorofilas a y b? Estructuralmente, ¿en qué difieren las moléculas de clorofila a y b? Explique la relación que existe entre la longitud de onda y la cantidad de energía de la radiación luminosa. Dentro de los pigmentos vegetales, ¿cuáles participan directamente en la fotosíntesis?

En esta actividad vamos a separar pigmentos de hojas de vegetales.

Material (por grupo): Hojas verdes y de otros colores (de diversos vegetales), bisturí u hoja de afeitar. Para la clase: placa de calentamiento, varilla de vidrio, pipetas Pasteur, vaso de precipitados con agua, placas de Petri, discos de papel de filtro, tubos de ensayo, estante, pinzas para tubo de ensayo, foco de

luz, solución débil de un ácido, solución débil de una base, alcohol 80, acetona.

Procedimiento

a) Cortar las hojas verdes (grama) en trozos bien pequeños y colocarlos en tubos de ensayo que

contengan alcohol 80 (2/3 del tubo).

b) Colocar los tubos de ensayo en baño María, hasta que el alcohol haya disuelto los pigmentos de las hojas.

c) Decantar el líquido en otro tubo de ensayo.

d) Observar la coloración presentada por el extracto de hojas verdes sobre la acción de la luz directa y reflejada.

e) Marcar el centro de un disco de papel de filtro con un punto (con lápiz, NO usar tinta ni doblar ni arrugar el papel).

f) Colocar el disco de papel de filtro sobre una placa de Petri.

g) Colocar un poco de extracto con una pipeta, en gotas, en el punto marcado del disco. Esperar la difusión de los pigmentos.

h) Colocar, si el disco de papel presenta círculos azulados o rojizos, una gota de solución básica o ácida sobre los mismos. Observar.

Usted puede variar el procedimiento utilizando hojas coloreadas y acetona como solvente a temperatura ambiente.



¿Cuál es la coloración presentada por el extracto de hojas verdes bajo la acción de la luz directa o reflejada? ¿Cuál es el comportamiento de los pigmentos bajo la acción de un ácido y de una base? Anexe sectores de papel de filtro mostrando los diferentes pigmentos separados. Escriba la leyenda correspondiente.

Explique el comportamiento de la clorofila bajo la luz directa y reflejada.

¿Qué interpretación podrá darse al comportamiento de los pigmentos bajo la acción de un ácido o de una base?

Algunas hojas son totalmente rojas. En este caso, ¿cómo realizan estas plantas la fotosíntesis?

¿Cómo se explica el cambio de color verde de algunos árboles a rojo, en cierta época del año?



13. LA ESTRUCTURA FOLIAR

La fotosíntesis ocurre en las células que tienen clorofila. Estos pigmentos absorben energía lumínica que en el proceso se transforma en energía química, utilizada en la síntesis de glucosa.

La glucosa es consumida en la respiración de todas las células, con o sin clorofila. De este modo, las células que contienen clorofila, realizan los dos procesos, la fotosíntesis y la respiración, las células que carecen de clorofila, solo realizan la respiración.

Si bien la fotosíntesis ocurre en cualquier órgano con clorofila de los vegetales, es en las hojas, gracias a su estructura, que el proceso es más eficiente. En esta actividad, analizaremos la estructura de las hojas y su relación con la fotosíntesis y la respiración.

13.1. MORFOLOGÍA DE LA HOJA

¿Cuáles son las principales características morfológicas de una hoja?¿Qué células de las hojas realizan fotosíntesis?¿Qué estructura parece adecuada para la entrada de aire en las hojas? Si la hoja está bajo una intensidad luminosa que favorece la fotosíntesis, qué gas absorben las células del parénquima del aire existente en las lagunas? ¿Qué gas eliminan? ¿Corresponde el O2 eliminado hacia las lagunas al total producido en los protoplastos? Compare la proporción de CO2 y de O2 del aire que entra y sale de la hoja en esta situación.

En preparados listos o en imágenes, reconocer las estructuras representadas a continuación.



13.2. LOS ESTOMAS Y LA FOTOSÍNTESIS

La estructura de las hojas permite intercambios rápidos de CO2 y O2, resultando órganos perfectamente adaptados para la fotosíntesis. Por otro lado, la estructura de las hojas favorece la pérdida de agua por evaporación. Los estomas son estructuras foliares que se pueden abrir y cerrar permitiendo la modulación de ambos procesos.

Material (por grupo): 1 hoja vegetal, 1 microscopio, 2 portaobjetos y cubreobjetos, 1 hoja de afeitar, papel de filtro, pincel, 10 mL de solución de sacarosa 10%.

Procedimiento:

a) Separar con una pinza o con la uña un trozo de la epidermis de una hoja y colocarlo entre el portaobjetos y cubreobjetos, con una gota de agua. Pasar un pincel y observar al microscopio, con un objetivo de aumento medio.

b) Enfocar un estoma y representarlo con un dibujo esquemático.

c) Buscar otros estomas y representarlos con un dibujo esquemático.

d) Sustituir el agua del preparado por una solución concentrada de agua y azúcar. Observar al microscopio.

e) Buscar otros estomas en el preparado y observar si presentan el mismo aspecto. ¿Los estomas están abiertos o cerrados?

Explique el comportamiento de los estomas en agua y solución de sacarosa. ¿Cuál es la importancia de este comportamiento para el intercambio gaseoso? ¿Cuál es la importancia de este comportamiento para el control de la pérdida de agua?



14. LA FOTOSÍNTESIS

14.1. CONCEPTOS BÁSICOS

DESCUBRIMIENTOS DE PRIESTLEY

El descubrimiento de la fotosíntesis es relativamente reciente. Dicho proceso fue mencionado por primera vez en 1772, en un artículo escrito por el químico inglés Joseph Priestley (1733-1804), donde decía: “Me quedé muy feliz al encontrar accidentalmente un método para recuperar el aire enrarecido por la combustión de las velas y descubrir al menos uno de los restauradores que la naturaleza emplea para esa finalidad: la Vegetación”.

En aquella época se sabía que la combustión de las velas o la respiración animal en un ambiente cerrado “agota” el aire, volviéndolo irrespirable. Priestly fue el primero en observar que cuando una planta era introducida en un ambiente “agotado”, después de algún tiempo se volvía nuevamente respirable.

Aire “agotado” Aire “puro”

(irrespirable) plantas (respirable)

Este descubrimiento causó un gran impacto en el mundo científico. El hecho de que la vegetación “recupere” el aire explicaba por qué permaneció respirable durante millones de años, sin deteriorarse con la respiración de los animales y con los procesos de combustión.

DESCUBRIMIENTOS DE INGEN-HOUZS

Otro paso importante en la elucidación del proceso de “recuperación” del aire por las plantas fue dado en 1779, cuando el médico holandés Jan Ingen-Houzs (1730-1799) descubrió que, para realizar la recuperación del aire, las plantas necesitaban estar iluminadas. Así, se agregó al descubrimiento de Priestley un nuevo elemento: la luz.

Aire “agotado” luz Aire “puro”

(irrespirable) plantas (respirable)

Los químicos luego descubrieron que el aire agotado por la respiración era pobre en el gas oxígeno y rico en el gas carbónico, y que las plantas en presencia de luz, invertían esta situación. La ecuación de Priestley pasó a escribirse entonces, de forma más elaborada:

Aire rico en luz Aire rico en

gas carbónico oxígeno

(CO2) plantas (O2)

Con esta ecuación, se tenía la impresión de que las plantas descomponían CO2 y liberaban los átomos de oxígeno de ese gas, en forma de O2. Admitiéndose que fuera así, ¿dónde iban a parar los átomos de carbono?

En 1776, Ingen-Houzs propuso la hipótesis de que las plantas usaban el carbono del CO2 para fabricar sus propias sustancias orgánicas; el O2 liberado sería apenas un subproducto de dicha utilización.

A partir de entonces, el proceso pasó a ser llamado fotosíntesis, para indicar que ocurría la síntesis de sustancias de carbono (hoy sabemos que es primariamente glucosa) en presencia de luz.



Gas carbónico luz Compuestos orgánicos + Gas oxígeno

(CO2) plantas (ricos en carbono) (O2)

DESCUBRIMIENTOS DE SAUSSURE

En 1804, el científico suizo Nicolas Théodore de Saussure (1767-1845) mostró que el agua era uno de los reactivos en el proceso de fotosíntesis, junto con el gas carbónico. La ecuación fue entonces nuevamente modificada:

Gas carbónico + Agua luz Compuestos orgánicos + Gas oxígeno

(CO2) (H2O) plantas (ricos en carbono) (O2)

Las investigaciones mostraron que, en la mayoría de los casos, el compuesto orgánico formado directamente en la fotosíntesis era la glucosa, un azúcar con la formula C6H12O6. Conociendo las proporciones entre los reactivos y los productos, la ecuación de la fotosíntesis pasó a ser escrita en símbolos químicos:

6 CO2 + 6 H2O luz 1 C6H12O6 + 6 O2

(gas carbónico) (agua) plantas (glucosa) (oxígeno)

EXPERIMENTOS DE CALVIN

En la década de 1940, un importante experimento arrojó nueva compresión sobre el proceso de la fotosíntesis. Investigadores del equipo de Melvin Calvin (1911- ) encontraron en el alga verde Chlorella moléculas de agua cuyos átomos de oxígeno eran más “pesados” que los oxígenos comunes. Esa fue la manera encontrada por los científicos para “marcar” los átomos de oxígeno del agua, distinguiéndolos de los átomos de oxígeno del gas carbónico. (La forma más común de átomos de oxígeno encontrados en la naturaleza es el isótopo O16, con ocho protones y ocho neutrones. Otro isótopo del oxígeno es el O18, con ocho protones y diez neutrones: que es una forma más rara y más pesada que el oxígeno común).

Los investigadores verificaron que, en la fotosíntesis realizada por el alga mencionada, sólo el gas oxígeno presentaba átomos “pesados”. No había cualquier oxígeno “pesado” en la glucosa formada. La conclusión

fue que todo el gas oxígeno (O2) producido en la fotosíntesis se formaba de átomos provenientes exclusivamente de las moléculas de agua de acuerdo con la reacción de Hill:

2H2O 4 e- + 4 H+ + O2

(para la clorofila) (para el NADP) (liberado)

Analizando los coeficientes de la ecuación del ítem anterior, resulta imposible que surjan seis moléculas de O2 (que contienen doce átomos de O) a partir de seis moléculas de agua (que contiene apenas seis átomos de O).

Para explicar los resultados del experimento de Calvin, es preciso considerar la participación de, al menos, doce moléculas de agua como reactivos. Al final del proceso de fotosíntesis, surgen nuevamente seis moléculas de agua.

La ecuación completa queda, entonces, escrita de la siguiente forma:

6 CO2 + 12 H2O luz 1 C6H12O6 + 6 O2 + 6 H2O

(gas carbónico) (agua) plantas (glucosa) (gas oxígeno) (agua)



La etapa química de la fotosíntesis independiente de la luz comprende las reacciones de síntesis de glucosa, una vía metabólica cíclica conocida como ciclo de las pentosas o ciclo de Calvin-Benson, en homenaje a los científicos que elucidaron sus principales reacciones. Estas fueron identificadas a través del empleo de isótopos radioactivos.

Los investigadores proporcionaron CO2 marcado con carbono radioactivo al alga Chlorella y, a intervalos de tiempo, identificaban cuáles sustancias orgánicas del alga resultaban radioactivas. Cerca de 30 segundos después de dar al alga CO2 marcado, ya era posible detectar moléculas radioactivas de glucosa.

En la etapa química de la fotosíntesis, los hidrógenos prevenientes de las moléculas de agua son almacenados temporariamente como NADPH2, que reacciona con las moléculas de gas carbónico (CO2) proveniente del medio produciendo glucosa. Para que dichas reacciones ocurran es necesario el aporte de energía, garantizado por el ATP que se forma en las fosforilaciones (adición de fosfatos al ADP usando energía de la luz).

Podemos representar los principales acontecimientos como en la figura de la página siguiente:

CLARO

Fotólisis

del agua

OSCURO

Reducción del CO2

24 H 12 H2O 6 O2 hacia la atmósfera

12 H + 6 CO C6H12O6 Para ser almacenado 12 H + 6 O 6 CO2 6 H2O de la atmósfera

RESUMEN

La molécula responsable de la absorción de energía lumínica es la clorofila. En los eucariontes se encuentra en una estructura especializada, el cloroplasto.

Para que la fotosíntesis ocurra, además de los plastos que contienen los pigmentos fotosintéticamente activos, son indispensables luz, agua y CO2.

Las radiaciones participan activamente del proceso fotosintético, posibilitando 2 etapas distintas: la etapa fotoquímica y la etapa enzimática.

En la etapa fotoquímica, ocurre la transformación de la energía lumínica en energía química, en cuanto a la etapa enzimática, esta energía es utilizada para la reducción de CO2 a carbohidratos.



Preguntas

¿Cuál es la importancia del Sol y de las plantas para nuestro planeta?

¿Dónde se localiza la clorofila en las cianofíceas? ¿Y en los eucariontes?

¿Cuáles son los colores más importantes en la fotosíntesis?

Escriba la ecuación general de la fotosíntesis.

¿De dónde proviene el oxígeno que se desprende en la fotosíntesis? ¿Cómo se llegó a ese descubrimiento?

¿Qué ocurre con la molécula de clorofila cuando recibe luz?

¿Dónde ocurre la fase lumínica? ¿Cuáles son las materias primas y sus productos?

¿Cuál es la diferencia entre la fosforilación cíclica y acicíclica?

¿Cuál es el papel del agua en la fotosíntesis?

¿Cuál es el destino de las sustancias producidas en la fase lumínica?

¿Dónde ocurre la fase oscura? ¿Cuál es el gasto y cuál es el primer azúcar producido en esta etapa?

El aldehido fosfoglicérico puede seguir varios caminos, además de la producción de glucosa. ¿Cuáles son?

¿Cuál es el destino de la glucosa en la planta?



15. LA FOTOSÍNTESIS (EVIDENCIAS EXPERIMENTALES)

15.1. LA ABSORCIÓN DE CO2

Aproximadamente un 90% de la materia viva está formada por carbono, hidrógeno y oxígeno. De estos elementos el carbono (C) representa el 50% de la materia seca. Considerando la ínfima proporción de C en los medios abióticos, este debe ser absorbido y concentrado en los seres vivos durante el proceso de la fotosíntesis.

Material (por grupo): 2 ramas de Elodea, 3 tubos de ensayo, agua de acuario, azul de bromotimol, amoníaco diluido, tubito, óleo mineral, papel de aluminio, fuente de luz.

Procedimiento

a) Con agua de acuario, preparar aproximadamente 50 mL de azul de bromotimol. Agregar amoníaco gota a gota hasta que el líquido quede azul. Burbujear CO2 hasta que la solución quede amarilla.

b) Distribuir la solución de azul de bromotimol en 3 tubos de ensayo (A, B y C).

c) Colocar las ramas de Elodea en los tubos A y B.

d) Cubrir el líquido de los 3 tubos con un poco de óleo mineral.

e) Colocar los tubos A y C cerca de una fuente de luz y cubrir el tubo B con papel de aluminio.

f) Observar el color de los tubos a los 30 minutos

¿Cuál es la importancia de la fuente de luz en los cambios observados?

Numerosas sustancias orgánicas (indicadores de pH) cambian de color cuando la acidez del medio varía. El azul de bromotimol, por ejemplo, es muy sensible a las variaciones de acidez debidas al CO2 disuelto en medios próximos a la neutralidad. Considere la siguiente ecuación:

CO2 + H2O HCO3+ + H3O+

¿Cómo se modificó el equilibrio y cuál es el color del medio cuando agregamos amoníaco? ¿Cómo se alteró el equilibrio y cuál es el color del medio cuando burbujeamos CO2? Explique los cambios de color observados en este experimento.

15.2. ANÁLISIS DE ALMIDÓN

La glucosa producida en la fotosíntesis es, en parte transformada en almidón y almacenada en las células de la hoja. Esta producción de almidón puede demostrarse por medio del siguiente experimento.

Material (por grupo): Hojas de la flor capuchina (Tropaeolum), de geranio (Phyllanteus) y/o de Coleus, placa de Petri, lugol. Para la clase: placa eléctrica, alcohol 95º.



Procedimiento

a) Tomar hojas manchadas o colocar un papel a prueba de luz, cubriéndolas parcialmente. Dibujar aproximadamente las regiones con clorofila y las albinas.

b) Luego exponer las plantas al sol por cerca de 2 días, cortar las hojas, sumergirlas durante 1-2 minutos en alcohol 95º en ebullición, hasta la eliminación total de la clorofila.

c) Colocarlas luego en un plato o placa de Petri con lugol y verificar la distribución de almidón.

Compare la distribución de almidón con la distribución de clorofila que ha dibujado.¿Cómo se explica la aparición de almidón en las células que realizaron fotosíntesis?

15.3. EL DESPRENDIMIENTO DE O2

La fotosíntesis es resumida por la siguiente ecuación:

6 CO2 + 6 H2O C6H12O6 + 6 O2

En esta actividad observaremos la producción de O2 por plantas acuáticas.

Material (por grupo): Cuba, embudo, tubo de ensayo, agua de acuario, solución de bicarbonato de sodio 2%, Elodea.

Procedimiento

a) Tomar una cuba y llenarla con agua de acuario y solución de bicarbonato de sodio 2% en proporción 1:1.

b) Tomar algunos ramos, recién cortados, de Elodea, colocarlos sobre un embudo invertido, y sumergir el conjunto en la cuba, sujetando el embudo con ganchos laterales. El cuello del embudo debe quedar completamente sumergido.

c) Llenar con agua un tubo de ensayo, tapar la abertura con un dedo, invertirlo sobre el embudo, retirando el dedo lentamente después de sumergido, de modo que quede todo lleno de agua.

d) Colocar el conjunto al sol o bajo una lámpara fuerte. Observe qué ocurre con las plantas y con el agua del tubo.

e) Cuando el nivel del agua del tubo quede bien bajo, retirarlo tapando la abertura con un dedo; invertirlo y verificar cuál es el gas contenido, intentando encender una astilla de madera.

Describa e interprete lo que ha observado.



16. FACTORES QUE INFLUYEN EN LA FOTOSÍNTESIS

16.1. ACCIÓN AISLADA

Entre los factores que influyen en la tasa de fotosíntesis están la intensidad luminosa, la concentración de CO2 y la temperatura.

16.1.1. INTENSIDAD LUMINOSA

De las intensidades luminosas indicadas, ¿cuál es la óptima, x o y? ¿Qué ocurre con la tasa de fotosíntesis cuando la planta es mantenida con una intensidad luminosa óptima? ¿Qué son las plantas de sol? ¿Y las plantas de sombra?

16.1.2. CONCENTRACIÓN DE CO2

Compare este gráfico con el anterior. ¿Obedecen las curvas al mismo patrón? ¿Cuál es la concentración óptima de CO2 en el gráfico de la fig 2? ¿Qué ocurre con la tasa de fotosíntesis cuando la concentración de CO2 resulta óptima?

16.1.3. TEMPERATURA

¿De qué manera la temperatura influye sobre la velocidad de las reacciones enzimáticas? ¿Cuál es la temperatura óptima para la planta correspondiente a la figura anexa? ¿Qué ocurre con la tasa de fotosíntesis cuando la temperatura aumenta de

37C a 40C? ¿Qué debe ocurrir con la fotosíntesis si la temperatura continúa aumentando?



16.2. ACCIÓN SIMULTÁNEA

Cuando diversos factores influyen sobre un proceso fisiológico, su rendimiento depende del factor menos favorable. De este modo, bajo temperaturas extremas, la tasa de fotosíntesis es pequeña, incluso si la concentración de dióxido de carbono y la intensidad luminosa son óptimas. De la misma forma, si la cantidad de CO2 o la intensidad luminosa fueran insuficientes, el proceso se ve perjudicado, a pesar de que todas las otras condiciones sean las óptimas.

El factor menos favorable limita la tasa del proceso y por eso llama FACTOR LIMITANTE.

EJEMPLO I: La figura permite comprar las tasas de fotosíntesis de una misma planta en ambientes diferentes.

Considere los ambientes 1 y 2. ¿Qué ambiente fue el más favorable para la fotosíntesis de esa planta? En qué podrían diferir los ambientes 1 y 2? En el ambiente 1 la temperatura era igual a la del ambiente 2? ¿Qué factor perjudicó el rendimiento de la fotosíntesis en el ambiente 2? ¿Entre 0 y x, qué factor determinó la tasa de fotosíntesis?

Considere los ambientes 2 y 3. En este último la temperatura era más baja. ¿Qué limitó inicialmente el proceso de fotosíntesis en el ambiente 3?

EJEMPLO 2. ¿Cómo se midió la tasa fotosíntesis en los experimentos correspondientes al gráfico de la figura 2? ¿Qué variables influyeron en la tasa de fotosíntesis?



En la franja de 1 a 200 watts, ¿cuál fue el factor limitante de la fotosíntesis en los 3 ambientes. Justifique.

En la franja de 200 a 400 watts, ¿cuál fue el factor limitante para las plantas del ambiente 1? ¿Y para las plantas del los ambientes 2 y 3?

En una atmósfera cuya concentración de CO2 es de 0,03% cuál es la intensidad luminosa óptima para las plantas consideradas? Si las plantas consideradas fueran colocadas en una atmósfera con una concentración de carbono de 0,12% y sometidas a una intensidad luminosa provista por una lámpara de 600 watts, cuál sería su tasa de fotosíntesis. ¿En esta situación, qué factor se volvió limitante?

EJEMPLO 3. Con concentraciones de CO2 inferiores a “a”, ¿las intensidades luminosas consideradas en la figura 3 influyen sobre la tasa de fotosíntesis? Justifique.

¿Cuál es el factor limitante en esta situación? ¿A partir de qué concentración de CO2, la intensidad

luminosa se vuelve el factor limitante? ¿Se puede prever la concentración óptima de CO2 para una planta sometida a una intensidad luminosa intermedia entre las obtenidas con lámparas de 150 a 600 watts? ¿Y para una planta sometida a una intensidad luminosa generada por una lámpara de 1000 watts?

EJEMPLO 4. De acuerdo con la figura 4, ¿Cuál es el factor limitante de la fotosíntesis entre 0 y 35C?

Explique lo que ocurre a 40C.



17. FOTOSÍNTESIS Y RESPIRACIÓN (PROBLEMAS DE MEDICIÓN)

17.1. LOS PARÁMETROS DISPONIBLES

Teóricamente es posible calcular la tasa de fotosíntesis a través de mediciones de cualquiera de los reactivos o productos del proceso.

Vamos a analizar esas mediciones y ver cuáles son las más adecuadas.

GLUCOSA

¿Qué ocurre con este azúcar a medida que es sintetizado en las células que realizan fotosíntesis?

OXíGENO

¿Qué ocurre con el oxígeno producido en la fotosíntesis? La cantidad de oxígeno que una planta elimina en determinado intervalo de tiempo no corresponde al total de oxígeno producido, porque parte de ese gas es utilizado en la respiración y no sale de la planta. Midiendo la cantidad de oxígeno eliminado, se mide apenas la tasa de fotosíntesis aparente y no la tasa de fotosíntesis real. Para obtener la tasa de fotosíntesis real es preciso determinar la tasa de fotosíntesis aparente y la tasa de respiración.

Ejemplo: Se sabe que una planta elimina 5 ml de oxígeno por hora, a determinada temperatura y presión. ¿Qué debe hacerse para calcular la tasa de fotosíntesis real de esa planta, en dichas condiciones?

AGUA

Para medir el agua utilizada en la fotosíntesis es necesario considerar que:

Las células utilizan agua en muchas reacciones de su metabolismo y no sólo en la fotosíntesis. La cantidad consumida en ella es muy pequeña en relación con la que es consumida en otros procesos.

Diversos procesos que ocurren en las células liberan agua que es utilizada.

El agua forma parte de la composición química de las células.

DIÓXIDO DE CARBONO

¿Qué ocurre con el CO2 que una planta absorbe? ¿La cantidad de CO2 que una planta absorbe del ambiente en determinado intervalo de tiempo, corresponde a la tasa real o a la tasa aparente de fotosíntesis?

Atribuya un valor entre 0 y 10 al uso del oxígeno debido a la fotosíntesis. Justifique

En los libros de Fisiología Vegetal, las tasas de fotosíntesis generalmente están dadas en función del CO2 absorbido o del O2 eliminado. Rara vez se utiliza materia orgánica y nunca se usa agua. ¿Los valores que usted atribuyó a los reactivos y productos de la fotosíntesis, como medición del proceso, están de acuerdo con los datos?



18. FOTOSÍNTESIS Y RESPIRACIÓN (MEDIDAS)

Explique sabIendo que

CO2 + H2O H2CO3 H+ + HCO3

agua

Bicarbonato de

sodio

1. Coloque uma pizca de

bicarbonato de sodio en un vaso

de plástico. Agregue agua y

mezcle hasta disolver el

bicarbonato.

2. Con un agujereador de

tapones, separe 4 discos

de las hojas de los

cotiledones de mostaza.

3. Cuidadosamente,

coloque los discos

foliares en la

jeringa.

5. Coloque su dedo

sobre el tope de la

jeringa y empuje el

émbolo. Esto va a

generar vacío, que

va a extraer el aire

y el oxígeno de los

discos foliares.

4. Tome 4 cm3 de la

soluc. de bicarbonato

de sodio. Invierta la

jeringa. Empuje con

cuidado el émbolo

para retirar todo el

aire.

6. Deje la jeringa con la

punta para arriba de

forma de dejar caer los

discos foliares. Ayude

para que se hundan los

discos con movimientos

suaves de costado.

9. Después de que

todos los discos se

muevan, cubra la

parte de arriba de la

jeringa con una caja

de film negro.

Cuando, debido a la

respiración, el O2 sea

consumido, los discos

foliares se hundirán.

7. Coloque la jeringa al sol fuerte o a 5 cm de

una luz blanca. Anote la hora. Cada 20-30

segundos realice algunos movimientos suaves

de la jerginga.

8. A medida que ocurra

la fotosíntesis y la

producción de O2, los

discos comenzarán a

agitarse. Anote la hora

para cada disco. hace.

10. Anote la hora en que cada

disco se hunda.

Luz

branca



19. FOTOSÍNTESIS Y RESPIRACIÓN (PUNTO DE COMPENSACIÓN)

Todos los organismos que contienen clorofila intercambian sustancias con el medio donde viven, en el transcurso de la fotosíntesis y la respiración.

Consideremos el alga unicelular (lámina 65369.17).

En las horas sin luz del día, ¿qué sustancias intercambia ese alga con el ambiente?

En las horas con poca luz, el alga respira y realiza fotosíntesis, pero la tasa de la fotosíntesis es menor que la de la respiración. En tales condiciones, ¿cuáles son los intercambios entre el alga y el ambiente?

A medida que la intensidad luminosa aumenta, la tasa de fotosíntesis también aumenta. Con una determinada intensidad luminosa, la tasa de fotosíntesis iguala a la tasa de respiración. En tales condiciones ¿habrá intercambio entre el alga y el ambiente? Justifique.

En las horas con mayor luz, la tasa de fotosíntesis es mucho mayor que la de la respiración. ¿Cuáles son los intercambios entre el alga y el ambiente en tales condiciones?

Supongamos que algas unicelulares son mantenidas en el laboratorio en condiciones favorables para la fotosíntesis y la respiración, pero sometidas a diferentes intensidades luminosas. Midiendo las tasas de fotosíntesis y respiración de dichas algas, se obtiene el siguiente gráfico.

Interprete el gráfico representado.

Indique en el gráfico el punto de compensación, es decir, la intensidad luminosa en la cual las tasas de respiración y fotosíntesis se igualan.

¿Qué intercambios ocurren entre las algas y el ambiente cuando la intensidad luminosa es superior al punto de compensación? ¿Y cuando la intensidad luminosa es inferior? ¿Y en el punto de compensación?

Lo que observamos para las algas unicelulares vale para todas las células que contienen clorofila y los organismos fotosintéticos.



20. FOTOSÍNTESIS Y PRODUCCIÓN

El esquema de abajo resume la importancia de la fotosíntesis para los seres vivos. En base a este responda las preguntas siguientes:

¿Cuáles son las dos funciones importantes de la glucosa sintetizada en la fotosíntesis?

Las células sin clorofila (de vegetales o de animales) producen sus propias sustancias a partir de otras sustancias, también orgánicas, que reciben como alimento. Suponga células de levadura mantenidas en solución con sacarosa. En base al esquema, explique cómo dichos organismos pueden usar ese azúcar.

Las células que sintetizan glucosa a partir de CO2 y H2O se llaman autótrofas. Las células que no consiguen realizar dicha síntesis, se llaman heterótrofas. De acuerdo con el esquema, ¿cuáles células son autótrofas? ¿Y cuáles son heterótrofas? ¿Puede una célula heterótrofa producir sustancias orgánicas?

Considere la siguiente cadena alimentaria:

Vegetales con clorofila Herbívoros Carnívoros

Explique el flujo de energía a lo largo de esa cadena. Explique el flujo de sustancias orgánicas a lo largo de esa cadena.

¿Por qué los vegetales son clasificados como productores de alimentos y los animales son clasificados como consumidores?



BIBLIOGRAFÍA

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