UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
TRABAJO DE TITULACIÓN
PRESENTADA A LA COMISIÓN INTERNA DE LA FACULTAD PREVIO A
LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA
TEMA
“DIAGNÓSTICO DE HEMOTRÓPICOS EN Ovis orientalis
aries DEL CANTÓN COLIMES MEDIANTE FROTIS
SANGUÍNEO, UTILIZANDO DOS TIPOS TINCIÓN
ROMANOWSKI”.
AUTOR
KEVIN ANDRÉS RUIZ PEÑAFIEL
TUTOR ACADÉMICO
M.V.Z. Roberto Darwin Coello Peralta, MSc.
Guayaquil, febrero 2019
ii
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
TRABAJO DE TITULACIÓN
PRESENTADA A LA COMISIÓN INTERNA DE LA FACULTAD PREVIO A
LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE:
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA
TEMA
“DIAGNÓSTICO DE HEMOTRÓPICOS EN Ovis aries DEL
CANTÓN COLIMES MEDIANTE FROTIS SANGUÍNEO,
UTILIZANDO DOS TIPOS TINCIÓN ROMANOWSKI”
AUTOR
KEVIN ANDRÉS RUIZ PEÑAFIEL
TUTOR ACADÉMICO
M.V.Z. Roberto Darwin Coello Peralta, MSc.
Guayaquil, Enero 2019
iii
REPOSITARIO NACIONAL EN CIENCIA Y TECNOLOGÍA
FICHA DE REGISTRO de tesis
TITULO Y SUBTITULO: “DIAGNÓSTICO DE HEMOTRÓPICOS EN Ovis aries DEL CANTÓN COLIMES
MEDIANTE FROTIS SANGUÍNEO, UTILIZANDO DOS TIPOS TINCIÓN ROMANOWSKI.”
AUTOR/ES: KEVIN ANDRES RUIZ PEÑAFIEL REVISORES: Dr. Kleiner Arreaga
INSTITUCIÓN:
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL.
FACULTAD:
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA.
CARRERA: MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
FECHA DE PUBLICACIÓN: N. DE PAGS:
ÁREAS TEMÁTICAS: Salud Animal y Salud Pública.
PALABRAS CLAVE:
SANIDAD, HEMOTRÒPICOS, FROTIS
RESUMEN:
El objetivo de este trabajo fue determinar la presencia de los hemotrópicos Anaplasma marginale, Trypanosoma spp y Babesia spp, en ovinos, mediante 2 tecnicas de tincion. Se tomó muestra sanguínea de la vena yugular a 100 ovinos, de diferentes edades, localizadas en 3 fincas del canton Colimes. El estudio se realizó entre octubre del 2018 a enero del 2019, donde las muestras fueron analizadas utilizando las técnicas de Giemsa y Diff Quick. Los datos se procesaron en el laboratorio de la Agencia de Regulación y Control Fito y Zoosanitario AGROCALIDAD; 2 de las 3 fincas fueron positivas para A. marginale y Babesia spp y Trypanosoma spp . De los 100 animales muestreados 4 fueron positivos para A. marginale (4%), un caso de Babesia spp (1%), y 2 casos de Trypanosoma spp N. DE REGISTRO (en base de datos): N. DE CLASIFICACIÓN:
DIRECCIÓN URL (tesis en la web):
ADJUNTO URL (tesis en la web):
ADJUNTO PDF: SI NO
CONTACTO CON AUTORES/ES: Teléfono:
0959952371
E-mail: [email protected]
CONTACTO EN LA INSTITUCION: Nombre: FMVZ
Teléfono:
E-mail:
X
iv
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIDAD DE TITULACIÓN
TRABAJO DE TITULACION
PREVIO A LA OBTENCION DEL TITULO DE:
MÉDICO VETERINARIO Y ZOOTECNISTA
Los miembros del tribunal de sustentación designados por la comisión interna de
la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, damos por aprobados la
presente investigación con la nota de ___ equivalente a ____________________
_____________________________
Dra. María del Carmen Zambrano Guerra, MSc Presidenta
___________________ _____________________
Dr. Pablo Torres Lasso, MSc. Dra. Georgia Mendoza Castañeda, MSc Miembro del Tribunal Miembro del Tribunal
v
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIDAD DE TITULACIÓN
Guayaquil,
Sr. Dr.
Wilfrido López Salcedo Mg. Sc.
Gestor de Titulación FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA DE LA
UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
Ciudad.-
De mis consideraciones:
Envío a Ud. el Informe correspondiente a la tutoría realizada al Trabajo de Titulación “DIAGNÓSTICO DE HEMOTRÓPICOS EN Ovis orientalis aries DEL CANTÓN COLIMES MEDIANTE FROTIS SANGUÍNEO, UTILIZANDO DOS TIPOS TINCIÓN ROMANOWSKI.” Del estudiante Kevin Andrés Ruiz Peñafiel, indicando que han cumplido con todos los parámetros establecidos en la normativa vigente:
• El trabajo es el resultado de una investigación.
• El estudiante demuestra conocimiento profesional integral.
• El trabajo presenta una propuesta en el área de conocimiento.
• El nivel de argumentación es coherente con el campo de conocimiento.
Adicionalmente, se adjunta el certificado de porcentaje de similitud y la valoración del trabajo de titulación con la respectiva calificación. Dando por concluida esta tutoría de trabajo de titulación, CERTIFICO, para los fines pertinentes, que los estudiantes están aptos para continuar con el proceso de revisión final. Atentamente,
MVZ. Roberto Coello Peralta MSc
C.I. 120444313
vi
FACULTAD: DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA: MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIDAD DE TITULACIÓN
CERTIFICADO PORCENTAJE DE SIMILITUD
Habiendo sido nombrado MVZ. ROBERTO DARWIN COELLO
PERALTA MSc, tutor del trabajo de titulación certifico que el presente
trabajo ha sido elaborado por KEVIN ANDRÉS RUÍZ PEÑAFIEL, con
C.C: 0921942090 con mi respectiva supervisión como requerimiento
parcial para la obtención del título de Médico Veterinario y Zootecnista.
Se informa que el trabajo de titulación: “DIAGNÓSTICO DE
HEMOTRÓPICOS EN Ovis orientalis aries DEL CANTÓN COLIMES
MEDIANTE FROTIS SANGUÍNEO, UTILIZANDO DOS TIPOS DE
TINCIÓN ROMANOWSKI”, ha sido orientado durante todo el periodo de
ejecución en el programa antiplagio URKUND quedando el 2% de coincidencia.
____________________________
Atentamente
MVZ. ROBERTO COELLO PERALTA. MSc
C.I. 120444313
vii
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIDAD DE TITULACIÓN
CERTIFICACIÓN DE TUTOR REVISOR
Habiendo sido nombrado MVZ. Kleiner Arreaga Pantaléon ., tutor del
trabajo de titulación certifico que el presente proyecto ha sido elaborado
por Kevin Andrés Ruiz Peñafiel, C.I: 0921942090 con mi respectiva
supervisión como requerimiento parcial para la obtención del título de
Médico Veterinario y Zootecnista.
Título “DIAGNÓSTICO DE HEMOTRÓPICOS EN Ovis orientalis aries DEL
CANTÓN COLIMES MEDIANTE FROTIS SANGUÍNEO, UTILIZANDO DOS
TIPOS TINCIÓN ROMANOWSKI.”
Certifico que he revisado y aprobado en todas sus partes, encontrándose
apto para su sustentación.
Atentamente
_______________________
MVZ. Kleiner Arreaga Pantaleón C.I. 0917276479
viii
FACULTAD: DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA: MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIDAD DE TITULACIÓN
LICENCIA GRATUITA INTRANSFERIBLE Y NO
EXCLUSIVA PARA EL USO NO COMERCIAL DE LA OBRA
CON FINES NO ACADÉMICOS
Yo, KEVIN ANDRÈS RUIZ PEÑAFIEL con C.I. No. 0921942090, certifico que
los contenidos desarrollados en este trabajo de titulación, cuyo título es
“DIAGNÓSTICO DE HEMOTRÓPICOS EN Ovis orientalis aries DEL
CANTÓN COLIMES MEDIANTE FROTIS SANGUÍNEO, UTILIZANDO DOS
TIPOS TINCIÓN ROMANOWSKI.” son de mi absoluta propiedad y
responsabilidad Y SEGÚN EL Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA
ECONOMÍA SOCIAL DE LOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E
INNOVACIÓN*, autorizo el uso de una licencia gratuita intransferible y no
exclusiva para el uso no comercial de la presente obra con fines no académicos,
en favor de la Universidad de Guayaquil, para que haga uso del mismo, como
fuera pertinente.
__________________________________________
Kevin Andrés Ruiz Peñafiel
C.I. No. 0921942090
DEDICATORIA
DEDICATORIA
ix
A Dios todo poderoso primero por darme la vida, salud y perseverancia e
iluminarme en el camino de mi vida.
El presente trabajo de titulación está dedicado a Dios, puesto que el me
da sabiduría, amor y paciencia, me ayuda en los momentos más difíciles
a sortear obstáculos y me brinda valores que me fortalecen no solo como
profesional, si no como persona humilde que soy
A mis padres: Julio Ruiz Salas y Narcisa Peñafiel Plúas, ellos siempre
estuvieron a mi lado brindándome su apoyo incondicional durante estos
años y consejos para hacer de mí, una persona de valores, el sacrificio en
mi carrera se los dedico a ellos.
A mi hermano, que es parte de mi vida y siempre será un estímulo para
ser una persona de bien.
A la Universidad de Guayaquil en especial a la Facultad de Medicina
Veterinaria y Zootecnia, que me abrió sus puertas para brindarme su
calidad académica y ser un buen profesional.
Y a todas las personas que quiero y aprecio, de una u otra manera me
han ayudado no solo durante mi carrera profesional, sino a lo largo de mi
vida.
x
AGRADECIMIENTO
A Dios, por darme salud, sabiduría e inteligencia para obtener estos
logros académicos.
M.V.Z. Roberto Darwin Coello Peralta Msc ., por su apoyo incondicional y
servirme como guía para la realización de mi trabajo de titulación.
Dra. Lucila Silva Morán, por formarme en la parte académica durante los
años de docencia y aporte científico en mi trabajo de titulación.
Dr. Nelson Cabrera, por ayudarme a la lectura de los frotis sanguíneos en
el laboratorio de Sanidad Animal de la Agencia de Regulación Control Fito
Y Zoosanitario (Agrocalidad) en mi trabajo de titulación.
A la Agencia de Regulación y Control Fito Y Zoosanitario AGROCALIDAD,
por permitirme trabajar en su Laboratorio de Sanidad Animal.
xi
Tabla de contenido CERTIFICACIÓN DE TUTOR REVISOR .................................................................................. vii
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA ..................................................... xiii
UNIVERSITY OF GUAYAQUIL ............................................................................................. xiv
ABSTRACT .......................................................................................................................... xiv
1 INTRODUCCIÓN ........................................................................................................... 1
1.1 Problema: ............................................................................................................ 2
1.2 Justificación ......................................................................................................... 2
1.3 Objetivos: ............................................................................................................ 3
1.3.1 Objetivo general: ......................................................................................... 3
1.3.2 Objetivos específicos: ................................................................................. 3
1.4 Variables.............................................................................................................. 3
1.5 Variable independiente....................................................................................... 3
1.6 Variable dependiente .......................................................................................... 3
1.7 Hipótesis.............................................................................................................. 3
1. MARCO TEÓRICO ........................................................................................................ 4
2.1. Parásitos hemotrópicos ........................................................................................... 4
2.2. Anaplasma spp ..................................................................................................... 4
2.12. Trypanosoma spp ............................................................................................... 9
2.22. Babesia spp ...................................................................................................... 13
3.1. MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................................... 24
3.1. UBICACIÓN DE LA INVESTIGACION Y CARACTERISTICAS .................................. 24
3.1.1. Localización ............................................................................................... 24
3.1.2. Caracterización de la zona de trabajo ....................................................... 24
3.2. Período de investigación ........................................................................................ 24
3.3. Tipo de Investigación ................................................ ¡Error! Marcador no definido.
3.4. Diseño de la investigación ...................................................................................... 24
3.5. Universo y muestra ................................................... ¡Error! Marcador no definido.
3.6. Metodología .............................................................. ¡Error! Marcador no definido.
3.7. MATERIALES DE INVESTIGACION: ..................................................................... 26
3.7.1. Semovientes .............................................................................................. 26
3.7.2. Materiales de campo. ............................................................................... 26
3.7.3. Materiales de laboratorio. ........................................................................ 26
3.7.4. Equipos de laboratorio. ............................................................................. 27
3.7.5. Reactivos. .................................................................................................. 27
3.7.6. Materiales y equipos de oficina. ............................................................... 27
xii
3.8. Análisis estadístico: ................................................................................................ 28
3.9. Recursos humanos ................................................................................................. 28
IV. ...................................................................................................................................... 29
4. RESULTADOS ............................................................................................................. 29
4.2. Relacionar los casos positivos según síntomas, estado corporal, temperatura y
estado de conjuntiva. ....................................................... ¡Error! Marcador no definido.
V. DISCUSIÓN .................................................................................................................... 34
VI. CONCLUSIONES ............................................................................................................ 38
5. RECOMENDACIONES ................................................................................................. 39
6. BIBLIOGRAFIA ............................................................................................................ 40
7. ANEXOS ..................................................................................................................... 45
xiii
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
UNIDAD DE TITULACIÓN
“DIAGNÓSTICO DE HEMOTRÓPICOS EN Ovis orientalis aries DEL
CANTÓN COLIMES MEDIANTE FROTIS SANGUÍNEO, UTILIZANDO
DOS TIPOS TINCIÓN ROMANOWSKI.”
Autor: KEVIN ANDRES RUIZ PEÑAFIEL
Tutor: M.V.Z ROBERTO DARWIN COELLO PERALTA, MSc.
RESUMEN
El objetivo de este trabajo fue determinar la presencia de los
hemotrópicos Anaplasma marginale, Trypanosoma spp y Babesia spp, en
ovinos, mediante 2 tecnicas de tincion. Se tomó muestra sanguínea de la
vena yugular a 100 ovinos, de diferentes edades, localizadas en 3 fincas
del canton Colimes.
El estudio se realizó entre octubre del 2018 a enero del 2019, donde las
muestras fueron analizadas utilizando las técnicas de Giemsa y Diff Quick.
Los datos se procesaron en el laboratorio de la Agencia de Regulación y
Control Fito y Zoosanitario AGROCALIDAD; 2 de las 3 fincas fueron
positivas para A. marginale y Babesia spp y Trypanosoma spp .
De los 100 animales muestreados 4 fueron positivos para A. marginale
(4%), un caso de Babesia spp (1%), y 2 casos de Trypanosoma spp
xiv
UNIVERSITY OF GUAYAQUIL
FACULTY OF VETERINARY MEDICINE AND ZOOTECHNCs
TITULATION UNIT
" DIAGNOSIS OF HEMOTRÓPICOS IN OVIS ORIENTALIS ARIES OF
THE CANTON COLIMES THROUGH SANGUINEOUS FROTIS, USING
TWO TYPES OF STAINING ROMANOWSKI”.
Author: KEVIN ANDRES RUIZ PEÑAFIEL
Tutor: M.V.Z ROBERTO DARWIN COELLO PERALTA, MSc.
ABSTRACT
The objective of this work was to determine the presence of the
hemotropic Anaplasma marginale, Trypanosoma spp and Babesia spp, in
sheep, by means of 2 staining techniques. A blood sample was taken from
the jugular vein in 100 sheep of different ages, located in 3 farms of the
Colimes canton.
The study was conducted between October 2018 and January 2019,
where the samples were analyzed using the Giemsa and Diff Quick
techniques.
The data was processed in the laboratory of the Agency of Regulation and
Control Fito and Zoosanitario AGROCALIDAD; 2 of the 3 farms were
positive for A. marginale and Babesia spp and Trypanosoma spp.
Of the 100 animals sampled, 4 were positive for A. marginale (4%), one
case of Babesia spp (1%), and 2 cases of Trypanosoma spp.
1
1 INTRODUCCIÓN
Los borregos (Ovis aries) son pequeños mamíferos, rumiantes, ungulados
que generalmente son explotados como ganado. Estos animales tienen
un gran potencial económico debido a su alta fertilidad y madurez
temprana, así como su adaptabilidad al ambiente húmedo.
Sin embargo, existe el inconveniente en la producción, por la baja
productividad, esto debido a que pueden ser víctimas de enfermedades
infecciosas como las hemoparasitarias.
Se manifiestan que, entre las enfermedades causadas por hemoparásitos
en los borregos, se tiene: Anaplasma, Babesia, Eperythrozoon y algunas
especies de Trypanosoma. Sus efectos sobre hospederos susceptibles
influyen sobre la productividad y la salud animal.
Los vectores causantes de enfermedades hemoparasitarias en borregos
como la Babesiosis y la Anaplasmosis son las garrapatas; en el caso de la
Tripanosomiasis, es transmitida por moscas hematófagas de la familia
Tabanidae como el Tabannus y Stomoxys calcitrans.
Entre las prevalencias registradas de hemoparásitos se tiene: Australia
entre 10 al 51% descrita por Adejinmi J. y colaboradoes (2004), donde se
determinaron Anaplasma, Babesia y Eperythrozoon; Arabia saudita entre
el 1 al 40% determinándose Anaplasma, Babesia,
Theilaria, Eperythrozoon y Tripanosoma evansi descritos Al-Khalifa, en
Irán el 17,33% y se determinó Babesia y Theileria.
Es importante considerar que en el continente Americano hay escasos
reportes de hemoparásitos en borregos, y en especial en Ecuador no
existe reporte sobre los mencionados.
2
El presente estudio pretende dar a conocer sobre la presencia de
hemotrópicos, así como estado corporal de los ovinos del cantón Colimes.
1.1 Problema:
Generalmente, el hato ovino en el sector de estudio se encuentra muchas
veces con malas condiciones sanitarias y sin un diagnóstico
adecuado/confirmado sobre la presencia de hemoparásitos. También, en
el Ecuador no se ha reportado casos de hemoparasitosis en borregos.
Estos parásitos hemotrópicos causan un problema para la salud de los
ovinos, ocasionando anemia, retardo del crecimiento, por otro lado,
producen baja producción y en algunos casos provocar la muerte.
Así mismo, las hemoparasitosis en los ovinos, producen un incremento
del gasto en tratamientos infructuosos, que conlleva muchas veces, a
grandes pérdidas económicas. Por ello, es de importancia que se lleve un
estricto control de ectoparásitos, siendo estos los principales vectores de
hemotrópicos.
1.2 Justificación
Esta investigación será de notable relevancia para el diagnóstico de
hemotrópicos circulantes en la zona de estudio, así mismo se establecerá
donde se identificará la presencia de hemotrópicos, en sangre periférica,
además, se evaluará el diagnóstico con respecto a dos tinciones a utilizar.
Así mismo, el presente trabajo pretendió dar a conocer casos de
hemotrópicos que comprometen la salud animal de los ovinos.
Finalmente, es importante mencionar que el cantón Colimes cuenta con
los componentes necesarios para que se presente el ciclo biológico de la
enfermedad, como: presencia de vectores y hospederos susceptibles.
3
1.3 Objetivos:
1.3.1 Objetivo general:
Realizar el diagnóstico de hemotrópicos en Ovis aries del cantón Colimes
mediante frotis sanguíneo, utilizando dos tipos tinción Romanowski.
1.3.2 Objetivos específicos:
1. Determinar la presencia de hemotrópicos en ovinos de diferentes
rebaños del cantón Colimes.
2. Comparar las dos técnicas de tinción de Giensa y DiffQuick
3. Establecer la relación estadística entre los casos positivos y las
variables independientes
1.4 Variables.
1.5 Variable independiente.
Estado corporal, síntomas, temperatura y estado de conjuntiva.
1.6 Variable dependiente
Presencia de parásitos hemotrópicos.
1.7 Hipótesis
Hi: En sangre de ovinos pertenecientes al cantón Colimes se encuentra la
presencia de parásitos hemotrópicos en un alto porcentaje.
H0: En sangre de ovinos pertenecientes al cantón Colimes no se
encuentra la presencia de parásitos hemotrópicos en un alto porcentaje
4
1. MARCO TEÓRICO
2.1. Parásitos hemotrópicos
La tripanosomiasis, anaplasmosis y la babesiosis en rumiantes, son un
conjunto de enfermedades tropicales originadas por microorganismos que
presentan tropismo por la sangre de los ovinos, por lo que en su conjunto
son agentes que ocasionan enfermedades y son conocidos bajo el
nombre de hemotrópicos. Otra característica común de estas tres
enfermedades es que los agentes son transmitidos de un animal enfermo
a uno sano a través de vectores. La distribución de estos hemotrópicos es
principalmente en las zonas tropicales y subtropicales del mundo, siendo
enzoótico en el continente americano, con prevalencia de elevadas a
leves dependiendo de la región geográfica. (Gonzatti, Gonzalez-Baradat,
Aso, & Reyna-Bello, 2014)
2.2. Anaplasma spp
Los anaplasma son bacterias rickettsiales intracelulares, gramnegativas y
transmitidas por garrapatas obligadas que son importantes patógenos
humanos y animales. La anaplasmosis constituye una carga para la salud
y la producción del ganado en las regiones tropicales y
subtropicales. Produce grandes pérdidas económicas debido a la
disminución de la producción, la mortalidad y la menor eficiencia en el
trabajo de los animales afectados. Hay seis especies reconocidas
de Anaplasma: A. ovis, A. marginale, A. centrale, A. platys, A bovis y A.
phagocytophilum. A. ovis infecta principalmente ovejas y cabras,
causando anaplasmosis ovina y caprina, respectivamente. A. ovisla
infección es generalmente una afección subclínica o leve, mientras que la
infección grave puede incluir anemia, aborto y mortalidad.
A. phagocytophilum infecta a humanos y animales y se cree que es
zoonótico. La enfermedad se conoce como fiebre transmitida por
garrapatas en humanos y rumiantes granulocítica anaplasmosis
(HGA) en humanos. La fiebre transmitida por garrapatas se
caracteriza por fiebre alta, que puede durar de una a dos semanas,
5
seguida de una neutropenia grave, que hace que los animales
sean susceptibles a infecciones secundarias. Los rumiantes con
anaplasmosis se caracteriza por fiebre, mialgia, escalofríos,
depresión y dolor de cabeza. La anaplasmosis se convirtió en una
enfermedad notificable en 1999. (Said B, 2018) (Shabana LL,
2018)
2.3. Anaplasmosis
La anaplasmosis es una enfermedad causada por bacterias del
género Anaplasma. A. ovis, que se transmite principalmente
por garrapatas Rhipicephalus bursa, es un patógeno rickettsial
intraeritrocítico de ovejas, cabras y rumiantes salvajes. (Chochlakis D,
2010). Esta bacteria puede afectar a grandes y pequeños rumiantes,
manifestándose por anemia progresiva que puede variar de ligera a
severa junto con la aparición de cuerpos intraeritrocíticos. (Tavares L. y
Reina R, 2006)
2.4. Distribución Géografica.
La A. marginales, su distribución se localiza a nivel mundial por la
presencia de vectores ampliamente expandidos a la gran parte de los
países tropicales y subtropicales, y en algunas regiones más templadas.
Anaplasma centrale se describió por vez primera vez en Sudáfrica. Desde
entonces el microorganismo ha sido importado en otros países –
incluyendo Australia y algunos países de Sudamérica, Sudeste asiático y
Oriente Medio. (OIE, 2008)
6
2.4. Clasificación taxonómica
Corona-González y colaboradores (2014) describen la siguiente
clasificación taxonómica del Anaplasma spp
Tabla 1. Clasificación Taxonómica de Anaplasma marginales Reino Procarionte
Grupo Eubacteriales
Sub-Grupo Protobacteria
Phylum Ciliophora
Clase Kinetofragminophora
Orden Rikettsiales
Familia Anaplasmataceae
Género Anaplasma Marginale ., Ovis. (Corona González, 2014)
Información adaptada de Corona González 2014, elaborada por el autor
2.5. Ciclo biológico
(Córdoba, 2016) describe un período de incubación es entre 4 días a 8
semanas, donde generalmente en el hospedador permanece
asintomático. Sin embargo, los signos clínicos suelen aparecer cuando los
eritrocitos existe el 15% de eritrocitos infectados.
A. marginale usualmente infecta al ganado, ovejas, borregos y otros
animales, pero también es necesario las condiciones ecológicas
favorables.
La enfermedad puede ser transmitida por artrópodos hematófagos tales
como Boophilus spp. y Dermacentor spp., también por, moscas de
establo, como Stomoxys calcitrans y mosquitos Siphona spp. y Psophona
spp.; Así mismo, tábanos, como: Tábanus spp. Además se ha reportado
la transmisión de la enfermedad a través de material quirúrgico
contaminado y transmisión transplacentaria.
En cuanto a los microorganismos inoculados por los vectores a los
hospederos susceptibles, estos interactúan y realiza su patogenia en los
eritrocitos y células endoteliales. (Corona B, 2004)
7
2.6. Transmisión
Esta enfermedad puede ser transmitida por artrópodos hematófagos tales
como algunos géneros de garrapatas, principalmente Rhipicephalus
microplus sp. y Dermacentor sp., moscas de establo (Stomoxys
calcitrans), y mosquitos (Siphona sp. y Psophona sp); tábanos, (Tábanus
sp.) Las infecciones iatrogénicas son de gran importancia para la
transmisión; debido a que se han encontrado elevadas incidencias de la
enfermedad, después de las campañas de vacunación y se ha
comprobado que, Anaplasma se puede transmitir a través de agujas sin
esterilizar que han sido usadas en varios animales (Córdoba, 2016).
La transmisión biológica de A. marginale en garrapatas es por medio de
diferentes especies de garrapatas, es de forma transestadial de estados
de larvas a ninfas y de ninfas a adultos. (Oñate Y., 2016)
Otro tipo de transmisión que se menciona es la transmisión
transplacentaria, la cual es descrita en algunos estudios experimentales.
Esto ocurre principalmente entre el segundo y tercer tercio de la gestación
(Lopo, S., Carvalho, V., Volkart U., Santos F., Pereira, C., Zacarias, R.,
Dias, A.,, 2015)
2.7. Epidemiología
En Marruecos, la prevalencia para anaplasmosis en ovinos es de 71%.
(Lbacha, A; Alali, S; Zouagui, Z; Mamoun, L; Rhalem, A; Petit, E; Haddad,
N; Gandoin, C; Boulouis, HJ; Maillard, R, 2017)
En Iran 80,3% de las ovejas estaban infectados con Anaplasma ovis.
(Razmi K, Dastjerdi H, Hossieni A, Naghibi F, Barati, 2006).
En Colombia, Antioquia, se observó una frecuencia de infección por
Anaplasma sp del 73,7%. (Ávila Pulgarín, et al., 2013)
2.8. Clínica
Según la OIE (2015) entre los signos clínicos característicos se encuentra
debilidad, anemia, mucosas pálidas y al final de la enfermedad se
manifiesta con ictericia. Preferentemente no se presenta hemoglobinemia,
ni hemoglobinuria, lo cual puede ayudar a diferenciar esta enfermedad de
8
la babesiosis, que a menudo es endémica en las mismas zonas. Por
consiguiente, es necesario el diagnóstico de laboratorio para la
confirmación del microorganismo.
2.9. Diagnóstico
Es importante la identificación y confirmación del Anaplasma spp. con el
fin de diferenciarlo de otros microorganismos endémicos en zonas
tropicales como Babesia spp., Erlichia spp, Tripanosoma spp. Leptospira
spp.
El diagnóstico de la anaplasmosis se dificulta debido fundamentalmente a
lo difícil de detectar los animales portadores, ya que no hay síntomas
clínicos que lo diferencien de los ovinos no infectados, y los cuerpos de
inclusión dentro de los glóbulos rojos no son lo suficientemente
numerosos como para ser detectados por los métodos tradicionales.
(González B, Obregón II D, AlemánI Y, AlfonsoI P, VegaI E, DíazI A,
Martínez S., 2014)
2.10. Tratamiento
Las tetraciclinas son el antibiótico de elección para tratar la enfermedad
aguda. En la anaplasmosis aguda es eficaz la oxitetraciclina a dosis de
11mg/kg IV cada 24 horas durante 3 a 5 días. Una o dos administraciones
IM de 20mg/kg de oxitetraciclina de acción prolongada a intervalos de 72
horas constituye también un tratamiento eficaz. Además del tratamiento
antibiótico es importante el tratamiento de soporte, si el hematocrito es
menor del 12%, puede estar indicada la transfusión de sangre completa
para evitar la muerte y acortar el periodo de convalecencia, suelen
administrarse 4 a 8 litros de sangre completa a un animal adulto (Smith,
2010) (Rajasokkappan S., Selvaraju G., 2016)
2.11. Control y prevención
Los métodos de control para la anaplasmosis no han cambiado
marcadamente durante los últimos 50 años e incluyen el control de los
artrópodos, la quimioprofilaxis, la vacunación, y el mantenimiento de los
rebaños libres de Anaplasma (Corona González, B., Obregón, D.,
Alemán, Y., Pastor, A., VegaI, A, E., Díaz, A., & Martínez, S., 2014)
9
2.12. Trypanosoma spp
El género Trypanosoma comprende especies flageladas que pueden
infectar diversas especies animales y son transmitidas por huéspedes de
invertebrados hematófagos. Estos parásitos se dividen en dos grupos
biológicos según su desarrollo en hospedadores de invertebrados:
Salivaría y Estercolaría. Trypanosoma está compuesto por especies de
parásitos de importancia médica y veterinaria, como Trypanosoma cruzi,
que es responsable de la enfermedad de Chagas (CD) y Trypanosoma
brucei, que es responsable de la enfermedad del sueño en humanos y
nagana en el ganado en África. (Varella D., Costa L., Moratelli R, Pereira
M., Pires L., Reis Y, Martin S. Llewellyn, das Chagas S., Rodrigues A.,
Jansen A., 2017)
2.13. Tripanosomiasis
La tripanosomiasis es una enfermedad causada un protozoario del Orden
Kinetoplastida, Familia Trypanosomatidae y Género Trypanosoma. Este
hemoflagelado habita de modo libre en la sangre de los rumiantes,
originando grandes pérdidas económicas en los rebaños bovinos, ovinos
(Ovis aries), caprinos (Capra hircus) y bufalinos (Bubalus bubalis) de los
países tropicales, donde se encuentran los tábanos (Tabanus spp.), los
cuales son los principales vectores de este microrganismo. También se
han reportado otros vectores menos eficientes como dípteros e insectos
hematófagos como Stomoxis calcitrans, Haematobia irritans, Culicinae
spp. (Svobodová, Volf, & Votýpka, 2015)
Por otra parte, es importante mencionar, que La Tripanosomiasis es una
enfermedad causada por parásitos protozoos del género Trypanosoma,
que tienen una amplia distribución e importancia económica en África
Afuera del continente africano, se atribuye a la transmisión mecánica por
insectos chupadores de sangre tales como Tabanus spp, Stomoxys spp y
Haematobia irritans.
Entre los tripanosomas que infectan al ganado, Trypanosoma vivax es un
a de las especies patógenas más importantes para bovinos y pequeños ru
miantes. Las infecciones por tripanosomas en las ovejas se caracterizan p
10
or anemia progresiva, pérdida de masa, edema, linfadenopatía, agrandam
iento del bazo, lesiones neurológicas y oculares (Tomassi M., Amarilla H.,
Filippi J., Szwako A., 2018)
2.14. Clasificación taxonómica de Trypanosoma spp
Tabla 2. Clasificación taxonómica de Trypanosoma spp Reino Protista
Filo Sarcomastigofora
Clase Mastigofora
Orden Trypanosomatidae
Familia Trypanosoma
Género Trypanosoma
Especie T. vivax. (Oñate Y., 2016)
Información adaptada de Oñate Y., 2016, elaborada por el autor
2.15. Ciclo biológico
El ciclo de vida de la mayoría de las especies de tripanosomas es
digenético. El hombre y los animales domésticos sirven como huésped
primario y, el insecto chupador de sangre, la mosca tsetse sirve como
huésped intermedio. El hombre y los animales domésticos se infectan por
la picadura de la mosca tsetse. El parásito infectado experimenta un
período prepatente de multiplicación activa en la linfa, los espacios
intercelulares y las células tisulares; la mosca infectada inyecta
promastigotes metacíclicos en el huésped vertebrado. En el huésped
vertebrado, estos promastigotes invaden los macrófagos y luego se
diferencian en amastigotes no móviles, que se multiplican por fisión
binaria. (Kaufer A., 2017)
Durante la multiplicación, cambia la forma de su cuerpo varias veces,
pero finalmente cambia a tripanosomas normales. En esta etapa, está
listo para su transmisión al hospedador intermedio. Después de algún
tiempo, los parásitos desaparecen completamente de la sangre debido a
la formación de anticuerpos en el cuerpo del huésped. En formas
patógenas, los hemoparásitos invaden ciertos órganos como el hígado y
corazón, donde pueden causan enfermedades graves. (Kaufer A., 2017)
11
También, en el hospedero invertebrado, el hemoparásito experimenta una
multiplicación extensa en el estómago. En última instancia, migran hacia
las glándulas salivales. Cuando la mosca tsetsé pica la piel del huésped
vertebrado para alimentarse de sangre, vierte una gota de saliva en la
herida para evitar la coagulación de la sangre. Con la gota de saliva se
inoculan numerosos tripanosomas en la sangre del huésped final. (Kaufer
A., 2017)
2.16. Transmisión
La tripanosomiasis es una enfermedad infecciosa provocada por un
parásito que afecta a los rumiantes, que no es transmisible a las
personas, aunque sí son susceptibles los equinos. Entre animales, la
tripanosomiasis se transmite por medio de insectos hematófagos (que se
alimentan de sangre) como moscas y tábanos, que actúan como vectores
mecánicos, por lo que su control resulta crítico para prevenir la
enfermedad. (SENASA., 2015)
2.17. Epidemiologia
Oliveira en el 2007 reportó por primera vez en Costa Rica la prevalencia
de T. vivax con un 32.1% en el ganado bovino. El género Tripanosoma no
se ha estimado como un agente nosológico importante en pequeños
rumiantes domésticos, aun cuando estudios epidemiológicos en
Venezuela, señalan seroprevalencias variables para T. vivax, que oscilan
desde 9.75% hasta 62.3%. (Mora B., Castro K., 2015)
En un primer reporte realizado por Tenorio, en la escuela de Medicina
Veterinaria de la Universidad Nacional Autónoma de Nicaragua, se
identificó un 37% de Trypanosoma spp, en muestras de sangre de
rebaños de ovejas con la técnica de tinción de Giemsa, aunque es una
prueba de baja sensibilidad, se obtuvo un 37% de resultado positivo.
(Mora B., Castro K., 2015)
2.18. Clínica
Generalmente, las infecciones por tripanosomas en ovejas se
caracterizan por anemia progresiva, pérdida de masa muscular, edema,
12
linfadenopatía, agrandamiento del bazo, lesiones neurológicas y oculares.
Se observan lesiones genitales caracterizadas por edema escrotal y
orquitis no supurativa con degeneración, atrofia, calcificación y esclerosis
de los tejidos testiculares en los machos infectados por Trypanosoma
brucei y Trypanosoma vivax. Estos cambios se acompañan de bajos
recuentos de espermatozoides y desarrollo de calidades de semen
deficientes. (Tomassi M., Amarilla H., Filippi J., Szwako A., 2018)
2.19. Diagnóstico
En el diagnóstico de la enfermedad, la exploración clínica y el estudio de
los síntomas de los animales enfermos puede ser un valor de referencia,
sin embargo, no son concluyentes. El diagnóstico por medio
parasitológico directo es eficaz cuando los parásitos están presentes en
grandes cantidades en la sangre periférica. (Tomassi M., Amarilla H.,
Filippi J., Szwako A., 2018)
2.20. Tratamiento
El Dimenazene, Homidium y el isometamidium son usados para el
tratamiento y profilaxis de la tripanosomiasis en bovinos, ovinos y
caprinos. También, la Quinapiramina, Suramin y la melarsomina son
usados como agentes terapéuticos para infecciones con T. evansi, sin
embargo, la Quinapiramina también puede ser usada para tratamientos
profilácticos. Sin embargo, la Quinapiramina, Suramin y la melarsomina
están restrictos en equinos, camellos y búfalos. (Miranda M., 2010)
2.21. Prevención y control
En consecuencia, el Senasa recomienda a los productores bovinos:
• Controlar la presencia de vectores hematófagos en animales en pie
y en el ambiente.
• Al ingresar nuevos animales al predio, asegúrese de que
provengan de rodeos sanos, sin antecedentes sanitarios.
• Ante la presencia de cuadros de decaimiento y anemia, consultar al
veterinario para que lleve adelante el diagnóstico correspondiente.
• En animales con signos clínicos compatibles o ante casos positivos
a Tripanosoma vivax por técnicas laboratoriales reconocidas, hacer
13
el tratamiento de los mismos, únicamente con drogas autorizadas
por el Senasa.
• Notificar a la oficina del Senasa ante la sospecha o confirmación de
algún caso.
• Consultar a su veterinario ante cualquier inquietud.
2.22. Babesia spp
Según Gordon (2015) define al género Babesia en un linaje eucariota a
principios de la ramificación, perteneciente al Phylum Apicomplexa, que
se caracteriza por presentar un complejo apical, y un citoesqueleto único
distinto de la de otros eucariotas. Según García (2015) estos son
organismos protozoos parásitos que no poseen cilios, ni pseudópodos, ni
flagelos; con excepción de algunos microorganismos que son flagelados.
2.23. Babesiosis
La Babesiosis es una enfermedad conocida como la fiebre de Texas, de
distribución muy amplia, transmitida principalmente por las garrapatas,
ataca a varios animales zootécnicos, siendo cada especie de Babesia
específica para cada especie animal: en el bovino, Babesia bovis y B.
bigemina (Muñóz, 2016); en los équidos, Theileria equi y Babesia caballi;
en el porcino, Babesia trautmanii y B. perroncitoi (Ivami., 2014); en los
ovinos, Babesia ovis, B. motasi y B. crassa (Ávila Pulgarín, et al., 2013); y
en los caprinos, Babesia ovis y B. motasi y B. taylori.
En ovejas y cabras, la babesiosis se asocia con especies como B. ovis y
B. motasi, que son hemoparásitos que se encuentran distribuidos en
áreas tropicales y subtropicales en varias partes del mundo, como en
África y Europa. Esta enfermedad se da con mayor frecuencia en
animales entre los 6 -12 meses de edad y no es usual en animales
mayores de 5 años (cabras, ovejas y bovinos) (Cordero, L., & Salas, J.
2000).
La babesiosis ovina es de considerable importancia económica en las
áreas infestadas con Rhipicephalus o Haemaphysalis, siendo B. ovis la
especie más patógena (Ávila Pulgarín, et al., 2013), (Constable D.,
Hinchcliff W., Done H., & Grunberg, 2017). Respecto a Babesia motasi,
14
tanto las cepas del norte y oeste europeo como las presentes en países
mediterráneos, a pesar de mostrar diferencias tanto serológicas (IFI)
como morfológicas, son transmitidas por Haemaphysalis (principalmente
H. punctata) y posiblemente especies del género Dermacentor, géneros
de ciclo trifásico (tres hospedadores) y politrópicos, nunca por
Rhipicephalus bursa tal como viene reflejado erróneamente en multitud de
publicaciones; aunque también hay sospechas de que Ixodes ricinus y D.
reticulatus actúen como posibles vectores (Sociedad Española de
Ovinotecnia y Caprinotecnia;, 2013)
2.24. Clasificación taxonómica de Babesia
Tabla 3. Clasificación taxonómica de Babesia
Reino Protista
Filo Apicomplexa
Clase Aconnoidasida
Orden Piroplasmida
Familia Babesidae
Género Babesia
Especie Babesia ovis (NCBI, Babesia Ovis, 2018)
Información adaptada de la NCBI 2018, elaborada por el autor
2.25. Ciclo biológico
El ciclo empieza cuando hospederos infectados con Babesia spp y las
condiciones ecológicas favorables como clima, presencia del vector y
otros hospederos interactúan y hacen viable la transmisión, por lo
consiguiente, se activa la enfermedad.
Este proceso infeccioso representa un sistema complejo, en donde
Chauvin y colaboradores (2009) menciona que el periodo de incubación
extrínseco en las garrapatas (vectores) dura de 2 días a 2 semanas,
aproximadamente dependiendo de la etapa (larva, ninfa o hembra adulta)
y especies de la garrapata. Según Muñoz (2016) describe que durante la
época seca del verano se presenta mayor presencia de garrapatas y por
ende de la enfermedad; además manifiesta transmisión transovárica de la
bebesia en garrapatas.
15
Según Bravo (2012 y Vasco 2013) el hospedero susceptible se infecta
tras la inoculación de esporozoítos de Babesia spp., con la saliva de la
garrapata. Estos esporozoitos penetran directamente en los eritrocitos,
donde luego se diferencian merozoitos y estos se reproducen por fisión
binaria, después que se reproducen en grandes cantidades, estos lisan el
glóbulo rojo y cada merozoito invade un nuevo eritrocito produciéndose
merogonias sucesivamente.
Por otro lado, Chauvin et. al, 2009 y Bravo, (2012) manifiestan que
cuando los eritrocitos infectados con Babesia son ingeridos por las
garrapatas, la mayoría de los parásitos se degeneran y se destruyen, sin
embargo, algunos estadios específicos del parásito como los pre-
gametocitos, sobreviven para desarrollarse en gametocitos machos y
hembras. A continuación, los gametos se fusionan en el lumen del tracto
digestivo de la de garrapata para formar un zigoto alargado de 8 a 10 µm
de longitud que lleva un organelo similar al pico de una cabeza flecha,
que facilita su penetración en las células del intestino medio.
Una vez que el zigoto de Babesia se ha internalizado, el orgánulo punta
de flecha se desintegra y el cigoto se transforma en una fase móvil,
denominada oocineto. El oocineto escapa del epitelio del intestino medio
e invade los tejidos del cuerpo de la garrapata, incluyendo los ovarios
donde muchos huevos son infectados con Babesia (transmisión
transovárica).
Posteriormente la Babesia se multiplica asexualmente, continuando como
esporogonia y el desarrollo de numerosas kinetos (esporoquinetos);
algunos kinetos invaden las glándulas salivales de las garrapatas, donde
se desarrollan en esporozoitos.
Los esporozoitos representan la fase infecciosa del parásito en el
huésped mamífero. (Vasco, 2013)
2.26. Transmisión
La babesiosis se transmite mediante las garrapatas Haemaphysalis
(especialmente H. punctata), Rhipicephalus bursa, Dermacentor
(principalmente D. reticulatus), Ixodes ricinus, e Ixodes persulcatus; estos
16
vectores son responsables de ser portadores de los hemoparásitos que
afectan a los caprinos; tales como: B. motasi transmitida por las
garrapatas Haemaphysalis, y posiblemente por las Dermacentor; B. ovis
transmitida por la garrapata Rhipicephalus bursa, Ixodes persulcatus, y
cabe recalcar que se sospecha que la Ixodes ricinus y D. reticulatus
pueden actuar como vectores; y por último, tenemos al hemoparásito B.
taylori (Sociedad Española de Ovinotecnia y Caprinotecnia;, 2013).
Según Bravo (2012) dentro de la garrapata, los cigotos de Babesia se
multiplican como “vermículos” que invaden varios órganos de la
garrapata, incluidos los ovarios; el hemoparásito se transfiere fácilmente a
la siguiente generación de garrapatas en el huevo. Estos hemoparásitos
pueden transmitirse por vía transovárica a varias generaciones, aunque
esto varía según la especie de Babesia y la de garrapata.
En el 2008 The Center for Food Security y Public health describe que la
Babesiosis también se puede transmitir entre animales por inoculación
directa, mientras que moscas y fómites contaminados por sangre
infectada no tienen gran importancia en la transmisión.
2.27. Epidemiologia
En Pakistán, 73 (37%) fueron el número de animales positivos para B.
ovis. (Shahzad W, Noor H, Ahmad M, Munir R, Sharif M, Hassan M, Ahd
N, Akbar G, y Mehmood F., 2013)
En Irán, veintinueve granjas (72.5%) se encontraron positivas para B.
ovis. (Esmaeilnejad B, 2015).
En Colombia, no se hallaron parásitos de los géneros Babesia sp. y
Trypanosoma sp. Aunque se observó alta frecuencia de infección por
Anaplasma sp. (Ávila Pulgarín, et al., 2013)
2.28. Clínica
Según The Center for Food Security y Public health (2008) y Muñoz 2016
mencionan que los signos clínicos varían con la edad del animal, así
como: la especie y la cepa del parásito. La mayoría de los casos de
Babesiosis se ven en los adultos; animales menores de 9 meses, en
donde, por lo general permanecen asintomáticos. Las infecciones por
17
Babesia se caracterizan por decaimiento, debilidad, mucosas pálidas,
fiebre alta, ataxia, anorexia, ictericia, aborto, shock circulatorio general y,
a veces, también signos nerviosos como resultado del secuestro de
eritrocitos infectados en capilares cerebrales; puede aparecer anemia y
hemoglobinuria en una fase más avanzada de la enfermedad.
2.29. Diagnóstico
La Babesiosis puede ser diagnosticada mediante la identificación del
parásito en la sangre o en los tejidos, reacción en cadena de la
polimerasa (PCR), serología, o la transmisión experimental, tal como lo
describe (CFSPH, 2008) .Según el Servicio Nacional de Sanidad y
Calidad Agroalimentaria (SENASA., 2015) de Argentina afirma que es
importante el diagnóstico adecuado de la enfermedad, por lo que es
necesario las siguientes características que debemos tener en cuenta en
un animal enfermo o muerto por babesiosis.
En el Animal Enfermo: Se determina la temperatura rectal (normal de
39°C.), la presencia de ictericia o hemoglobinuria, así como, la presencia
de síntomas nerviosos y cerebrales. Para aquello, es necesario obtener
sangre con anticoagulante (heparina o EDTA) para determinar el índice
del hematocrito o realizar recuento de glóbulos rojos. También es
necesario obtener muestra de sangre periférica (punta de la cola u oreja)
para realizar extendidos (frotis) finos y gruesos para observación
microscópica.
En el Animal Muerto: Es necesario efectuar necropsia y determinar la
presencia de esplenomegalia, ictericia y hemoglobinuria. Con respecto al
análisis sanguíneo se toma la muestra de sangre de vasos sanguíneos
subcutáneos para realizar extendidos de sangre para la posterior
observación microscópica y respecto al análisis de órganos, la muestra,
se obtiene de cerebro (para descartar rabia), riñón e hígado para a
continuación realizar improntas y luego ver al microscopio.
Según The Center for Food Security y Public health (CFSPH 2008),
(Muñóz, 2016) el diagnóstico diferencial incluye las siguientes
18
enfermedades: anaplasmosis, tripanosomiasis, teileriosis, leptospirosis,
hemoglobinuria bacilar, eperitrozoonosis, rabia, encefalitis, intoxicación
por colza e intoxicación crónica por cobre.
2.30. Tratamiento
Según Antonio (Morilla González, 2009) explica que en la protección
contra la Babesia se han usado drogas que permanecen activas cierto
tiempo en el animal tratado, y durante ese periodo se le expone a la
babesia ya sea en forma natural en el campo o en forma artificial,
inoculándolo con sangre infectada. La droga que mejor resultados ha
dado es el Dipropionato de Imidocarb* y ha sido efectivo hasta un mes
después de aplicado. Su mecanismo de acción se basa en la inhibición de
la acetilcolinesterasa y tiene acción retardada pues se deposita en los
tejidos; y el período de supresión en carnes y leche es de 3 y 28 días
respectivamente (Sociedad Española de Ovinotecnia y Caprinotecnia;,
2013).
Existen otros fármacos como el Berenil que es un quimioterápico
inyectable a base de Diaminazina, contra las infecciones por Babesia
(piroplasmosis) y contra las infecciones por tripanosomas, la aplicación es
de 5 ml por cada 100 ml de peso vivo por vía intramuscular (Sharp &
Corp., 2015).
Por otro lado, el Babexin también a base de Diaminazina es un
quimioterápico inyectable, la dosis media recomendada es de 3.5 mg/kg
de peso del animal por vía intramuscular como dosis única (Laboratorios,
2017) En el caso del Tryponil (Diaminazina y Phenazone) es un polvo
para uso parenteral, se diluye 2.36 gramos de polvo en 15 ml. de agua
estéril, y se administra por vía subcutánea o intramuscular 1 ml por 20 kg
de peso vivo (2.36 gramos por 300 kg. de peso vivo) (Interchemie., 2017)
Debemos también aplicar una terapia de soporte consistente en la
utilización de estimulantes de la eritropoyesis (hierro, cobre, vitamina
B12), protectores hepáticos (metionina glucosada), cardiotónicos,
diuréticos, transfusiones sanguíneas en caso que fuera posible,
19
estimulantes del apetito, energéticos, etc. (Sociedad Española de
Ovinotecnia y Caprinotecnia;, 2013)
2.31. Control y prevención
Según (Morilla González, 2009) explica que el mejor método para
proteger a los animales de la Babesiosis es la premunición, vacunas, o
inmunidad infecciosa; la cual consiste en inocular a los animales
susceptibles con una pequeña cantidad de sangre que contenga Babesia
o poner sobre el animal unas cuantas larvas de garrapatas infectadas,
después de un período variable de incubación los animales pueden llegar
a presentar signos clínicos y una vez tratados y recuperados, pueden ser
introducidos a una zona enzoótica donde prevalece la babesia. Además,
aclara que la premunición puede no proteger cuando el animal es
expuesto a una dosis masiva de babesia u otro microorganismo; esto
ocurre con frecuencia ya que los animales que se introducen a zonas
tropicales son susceptibles a la infestación por garrapatas y por lo tanto
probablemente reciben un mayor volumen de inóculo.
(Morilla González, 2009) también menciona que este método es costoso
debido a la necesidad de utilizar personal especializado, al riesgo de
perder animales por babesiosis (se calcula que alcanza el 5%), y a la
posibilidad de introducir otros microorganismos patógenos tales como
anaplasmas, tripanosomas, entre otras. Los animales una vez expuestos
a las Babesias locales, pueden mostrarse protegidos o enfermar debido
probablemente a que las cepas de babesia sean antigénicamente
diferentes de las que se usaron para la premunición. Para resolver este
problema, lo más recomendable sería utilizar cepas locales para
premunizar a los animales que se desean introducir.
Se han aplicado vacunas vivas atenuadas para B. bovis y B. bigemina en
muchos países como Australia, Argentina, Sudáfrica, Brasil e Israel. Se
postula que la atenuación a través del paso en la cultura resulta en el
enriquecimiento de las poblaciones menos virulentas de parásitos o en la
regulación de la virulencia. Hasta la fecha, no se ha desarrollado ninguna
vacuna contra la babesiosis de los pequeños rumiantes. Sin embargo,
20
debido a las grandes similitudes entre el patógeno bovino B. bovis y B.
ovis, es probable que las técnicas desarrolladas para el cultivo y la
atenuación de la babesiosis bovina sean aplicables para establecer
sistemas de cultivo para Babesia de pequeños rumiantes y para lograr su
atenuación (Bock, 2004), (Ahmed, 2017)
El empleo de baños con acaricidas organofosforados (Diazinón, Malatión,
Fenitrotión, Neguvón, etc.) es la medida más recomendable, siendo
inmediatamente, después del esquileo el momento estratégico, pues
estaremos indirectamente combatiendo otras posibles ectoparasitosis,
latentes o introducidas por las vestimentas o utensilios de los
esquiladores, como por ejemplo sarnas (Sociedad Española de
Ovinotecnia y Caprinotecnia;, 2013)
2.32. Procedimiento de la técnica de GIEMSAS para el diagnóstico de
HEMOTRÓPICOS.
El presente procedimiento tiene por objeto describir la metodología para el
Diagnóstico de Hemotrópicos mediante la técnica de Tinción Giemsa en
frotis de extensiones de sangre entera con anticoagulante y extracción
directa.
Condiciones ambientales.
No se requiere condiciones especiales, el análisis puede desarrollarse a
temperatura ambiente, de 21 +/- 5 °C.
Identificación Items de Ensayo, Preparación y Verificaciones previas
a ser realizadas.
Al ingreso al laboratorio se verificará la integridad, calidad e identificación
de las muestras, y se les dará nueva identificación, según instructivo
INT/DA/01, Instructivo para manejo y preparación de ítem de ensayo. Las
muestras deberán ser tomadas, enviadas al laboratorio, según el
instructivo INT/DA/019 Instructivo toma y envío de muestras laboratorio
diagnóstico animal. Los laboratorios podrán recibir frotis sanguíneos
adecuados o sangre entera.
21
Procedimiento.
Fundamento del método.
La tinción Giemsa usada para coloraciones hematológicas está
compuesta de azul de metileno y sus productos de oxidación como
colorantes básicos, combinándolos con la eosina como colorante ácido.
De este modo, se obtienen colores diferentes para las estructuras teñidas,
es decir, una tinción que es capaz de discriminar entre las distintas
estructuras celulares según se tiñan éstas con el colorante ácido, con el
básico o con la mezcla de ambos, lo que facilita la diferenciación e
identificación de los hemotrópicos.
Preparación del frotis o extensión sanguínea.
Para elaborar un frotis se debe poner una gota de sangre en un
portaobjetos y con la ayuda de un extremo de otro portaobjetos en un
ángulo de 30° se topa la gota hasta que se distribuya uniformemente en la
punta del porta objetos, luego se desliza el portaobjetos (que está a 30°)
en forma firme, uniforme y a velocidad media para que la sangre se
distribuya uniforme y adecuadamente en el porta objetos.
Los frotis directos frescos elaborados en el sitio de extracción de un vaso
periférico o vena yugular o punta de la cola son más conveniente para
observar hemotrópicos, principalmente para Anaplasma, Babesia y
Trypanosoma spp.
Los portaobjetos deben estar libres de grasa, se los puede limpiar con
alcohol y luego secar
Figura 1. Técnica de Extensión o Frotis.
22
Procedimiento
Preparar una Solución de Trabajo de Giemsa al 10 o 5 % a partir de la
solución madre de Giemsa, según la calidad de tinción del colorante (se
puede hacer pruebas de tinción previas); 1:10 (1 ml de giemsa madre + 9
ml de agua destilada) ó 1:20 (0,5 ml de Giemsa madre + 9,5 ml de agua
destilada), la concentración dependerá de la calidad de la tinción.
- Colocar los portaobjetos con los frotis en metanol absoluto por 1 a 3
minutos.
- Dejar escurrir unos segundos.
- Colocar los frotis en la Solución de Trabajo de Giemsa por 20 a 30
minutos (puede variar según la calidad de la tinción).
- Retirar de la Solución de Trabajo de Giemsa.
- Lavar con agua corriente unos segundos.
- Dejar secar.
- Observar en el microscopio con una gota de aceite inmersión con el
objetivo 100x. ( (AGROCALIDAD, 2018))
2.33. Procedimiento de la técnica de Diff- Quick para el diagnóstico
de HEMOTRÓPICOS.
Descripción
La tinción de Diff-Quick es una de las tinciones empleadas en citología,
que, por su rapidez, se emplea como técnica de control para verificar si la
prueba de extracción de la muestra ha sido satisfactoria. Esta tinción
destaca en que la fijación se lleva a cabo por medio de dejar la muestra
(frotis sanguíneo) secar al aire, aunque también podemos ayudarnos de
otros medios para aumentar, aún más su rapidez, como utilizar un
secador. Además de técnica de control nos ayudará, en algunas
ocasiones, a visualizar el citoplasma celular, ya que el núcleo celular se
ve muy teñido y no se aprecia muy bien las características nucleares.
23
Los resultados que vamos a obtener con esta técnica son los siguientes:
· Núcleos azules violáceos
· Citoplasma azul claro-rosa
· Eritrocitos maduros los veremos de un color naranja rosado
· Nucléolo de color rosa
Protocolo
Cuando hayamos extraído la muestra, se extiende en el portaobjetos y se
deja secar al aire o utilizando un secador (cuidado con calentar la
muestra).
Sumergimos el portaobjeto en el líquido Fijador para Diff-Quick durante 1
minuto.
Colocamos el portaobjeto en el colorante 2 Eosin Red (sin lavar la
muestra previamente) durante 1 minuto.
Ponemos el portaobjeto en el colorante 3 Counter Blue (sin lavar la
muestra previamente) durante 1 minuto.
Lavamos con agua y posteriormente lo dejamos secar al aire o con el
secador.
Pasamos las láminas portaobjeto con aceite de inmersión para observar
en el microscopio. (AGROCALIDAD, 2018)
24
3.1. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. UBICACIÓN DE LA INVESTIGACION Y CARACTERISTICAS
3.1.1. Localización
El presente trabajo se realizó en el cantón Colimes ubicado en la
Provincia del Guayas.
3.1.2. Caracterización de la zona de trabajo
El cantón Colimes es un cantón urbano-rural de la Provincia del Guayas
perteneciente la República del Ecuador, su cabecera cantonal es la
ciudad de Colimes, creada el 29 de abril de 1988, cuenta con una
población total de 25.167 habitantes, posee una extensión de 755 Km2 y
se encuentra ubicada a 85 km al norte de Guayaquil.
Geográficamente, el cantón Colimes se ubica al norte de la provincia del
Guayas, limita con los cantones Balzar al norte, Palestina al sur y con las
provincias de Los Ríos y Manabí al este y oeste respectivamente. Colimes
presenta una de las particularidades más especiales en la provincia del
Guayas por su aspecto de ser una especie de colina con suelo arenoso
más o menos plano.
Además, cuenta con una sola parroquia rural: San Jacinto, situada en la
parte sur del cantón y a 20 minutos de la cabecera cantonal. También,
existen 75 recintos en las zonas rurales. (GAD., 2019)
Los rebaños estudiados se encuentran localizados en los siguientes
recintos. Entrada de colimes, Recinto la Perdida, Recinto el Guabito
3.2. Período de investigación
El trabajo de campo se realizó desde el mes de octubre hasta el mes
enero.
3.3. Tipo de investigación
Aplicado con enfoque cualitativo, de tipo descriptivo.
3.4. Universo y Muestra
Selección dirigida a tres rebaños de ovinos, se tomaron muestras a la
población total que había en los predios.
25
3.6. Metodología de trabajo
El muestreo fue dirigido, a 3 rebaños de ovinos que se realizó en el
cantón Colimes pertenecientes a la Provincia del Guayas, las cuales
fueron seleccionadas con aquellos ovinocultores que decidieron
ayudarme en la presente investigación.
Durante el estudio se muestrearon 100 borregos del cantón Colimes
donde se realizó el siguiente procedimiento para la toma de muestra:
1. Llenado de la hoja de la encuesta con los datos iniciales del rebaño y el
propietario.
2. Se prepara el material para la toma de muestra.
3. Es importante mantener una antisepsia completa a lo largo del
muestreo, luego retirar el exceso de pelo, de manera que se exponga
sobre la piel superficial, la vena yugular.
4. Se procede a realizar la sujeción del animal.
5. Con una torunda de algodón se desinfectó la zona donde se va a
realizar la punción utilizando vacuette, luego presionamos el tubo
vacutiner conteniendo anticoagulante EDTA. (Ácido
etilendiaminotetraacetico), consecuentemente, por efecto del vacío se
extrae aproximadamente 4 ml de sangre.
6. Cada muestra se etiquetó, y luego se transportó entre a 4 a 8º C, en
una caja térmica utilizando gel refrigerante, al laboratorio se Sanidad de
Animal de la Agencia de Regulación y Control Fito-Zoosanitario
(AGROCALIDAD) de Guayaquil
7. A continuación, en el mencionado laboratorio, se realizó el frotis
sanguíneo, con la tinción de GIEMSA y DIff QUICK. Finalmente se
analizaron las muestras en el microscopio con el objetivo de 100X
utilizando aceite de inmersión, para determinar el diagnóstico de
Hemotropicos.
26
3.7. MATERIALES DE INVESTIGACION:
3.7.1. Semovientes
• Ovinos
3.7.2. Materiales de campo.
• Guantes
• Mandil
• Botas impermeables
• Etiquetas
• Hoja de encuesta
• Lápiz o esferográficas
• Algodón
• Alcohol
• Agujas para punción venosa- BD Vacutainer
• Tubos de ensayo con anticoagulante (EDTA).
• Caja térmica
• Gel refrigerante
3.7.3. Materiales de laboratorio.
• Portaobjetos
• Cubreobjetos
• Hoja de análisis de laboratorio
• Lápiz graso
• Tubos de ensayo
• Reata para hacer torniquetes
• Cinta de enmarcar
• Cinta adhesiva transparente
27
• Mandil blanco
• Guantes
• Mascarilla
• Bandejas y cubetas de Coloraciones
• Vaso coplin
3.7.4. Equipos de laboratorio.
• Microscopio óptico bifocal
3.7.5. Reactivos.
• Aceite de inmersión (cedro o pino)
• Reactivo de Giemsa!s Stainnig Solution
• Reactivo Diff Quik Stain
• Alcohol Metanol absoluto
• Agua destilada
• Agua corriente
3.7.6. Materiales y equipos de oficina.
• Cuaderno
• Papel de impresión
• Hojas de campo
• Hoja para análisis de laboratorio
• Bolígrafo
• Marcador
• Cámara fotográfica
• Pen drive
• Computadora
• Impresora
28
• Fotocopiador
3.8. Análisis estadístico:
Los resúmenes de variables cualitativas se han presentado en forma de
proporciones.
La relación entre las variables se la realizó por medio de la prueba de Chi
cuadrado.
3.9. Recursos humanos
Tutor: MVZ. Roberto Coello Peralta, MSc.
Egresado: Kevin Andrés Ruíz Peñafiel.
Colaborador: Dr. Galo Martínez Cepeda, MSc.
Tecnico del laboratorio: Dr. Nelson Cabrera Solís, MSc.
29
IV. RESULTADOS
4.1. Determinar la presencia de hemotrópicos en ovinos del cantón
Colimes, mediante frotis sanguíneos, utilizando dos técnicas
de tinción de, Giensa y DiffQuick.
Durante el estudio, se recolecto un total de 100 muestras sanguíneas de
las cuales se obtuvieron 200 frotis sanguíneos; por lo consiguiente, se
evaluaron 100 animales de 3 rebaños ubicados en fincas diferentes del
cantón Colimes de la provincia del Guayas. Del total de muestras
procesadas por los dos métodos, 5 animales fueron positivo para
parásitos hemotrópicos correspondiente a dos rebaños estudiados,
resultando una prevalencia del 5%.
Figura 2. Muestras a Hemoparasitos, elaborado por el autor.
0%
20%
40%
60%
80%
100%
Positicos a Hemoparásitos Negativos a Hemoparásitos
Porcentaje de Muestras a Hemoparásitos
30
Las 5 muestras positivas correspondieron a las siguientes codificaciones:
KRP-035; KRP-039; KRP-047; KRP-073 y KRP-075.
Durante el estudio se determinó: Trypanosoma spp en 2 casos (2%),
Babesia spp en 1 caso (1%) y Anaplasma marginale en 4 casos (4%).
4.2 Comparar las dos técnicas de tinción de Giemsa y DiffQuick
De las 100 muestras obtenida, el 5% de casos dieron positivos por las
técnica de Diff Quick y por la técnica de Giemsa se determinaron 4 casos
la comparación entre las dos técnicas
La Muestra KRP-035, resultó negativa por la tinción de Giensa y positiva a
Tripanosoma spp. por la técnica de Diff Quick.
Respecto a la muestra KRP-039, resultó positivo para Tripanosoma spp. y
Anaplasma marginale, por ambas técnicas.
En el caso de la muestra KRP-047, resultó positiva por ambas técnicas
para Babesia spp y Anaplasma marginale.
En relación, a la muestra KRP-073, resultó positiva para Anaplasma
marginale, por las técnicas de Giemsa y Diff Quick.
Finalmente, la muestra KRP-075, resultó positiva también para
Anaplasma marginale, por ambas técnicas mencionadas.
Por otro lado, de los 5 casos positivos a hemoparásitos detectado en la
sangre de los ovinos estudiados, todos fueron determinados por Diff
Quick (100%).
Respecto a los hemoparásitos detectados por la técnica de Giemsa, solo
se detectaron en 4 animales (80%).
31
Tabla 4. Muestras Positivas y tipo de hemoparásitos determinados durante el estudio.
Muestra positiva Técnica de
Giemsa
Técnica de Diff
Quick
Hemoparásitos
determinados
KRP-035 Negativo Positivos Tripanosoma spp
KRP-039 Positivo Positivo Tripanosoma spp
y Anaplasma
marginale
KRP-047 Positivo Positivo Babesia spp y
Anaplasma
marginale
KRP-073 Positivo Positivo Anaplasma
marginale
KRP-075 Positivo Positivo Anaplasma
marginale
Información adaptada del trabajo de laboratorio, elaborado por el autor.
Figura 2. Tipo de Hemoparásitos elaborado por el autor.
32
Coinfección de hemoparásitos en muestras estudiadas
Se determinó coinfección hemoparasitaria de Tripanosoma spp. y
Anaplasma marginale en la muestra KRP-039.
Y también se comprobó coinfección hemoparasitaria en la muestra KRP-
047, entre Babesia spp y Anaplasma marginale.
Tabla 5. Coinfección de hemoparasitos determinados durante el estudio.
Muestra
positiva
Técnica de
Giemsa
Técnica de Diff
Quick
Coinfección de
Hemoparásitos
KRP-039 Positivo Positivo Tripanosoma
spp y
Anaplasma
marginale
KRP-047 Positivo Positivo Babesia spp y
Anaplasma
marginale
Información adaptada del trabajo de laboratorio, elaborado por el autor.
Figura 3 Tipo de Hemoparásitos elaborado por el autor.
Coifeccion de hemoparásitos
33
Se determinó coinfección hemoparasitaria de Tripanosoma spp. y
Anaplasma marginale en la muestra KRP-039.
Y también se comprobó coinfección hemoparasitaria en la muestra KRP-
047, entre Babesia spp y Anaplasma marginale
Relación entre casos positivos y síntomas
Los animales que resultaron positivos, respecto a síntomas, se
determinaron que estos, durante el tiempo de estudio, no presentaron
alguna sintomatología de hemoparasitosis.
Relación entre casos positivos y estado corporal
Para este análisis se utilizó, los siguientes parámetros clínicos:
Estado 1 = Animal con muy bajo peso.
Estado 2 = Animal con bajo peso.
Estado 3 = Animal en buenas condiciones.
Estado 4 = Animal gordo.
Estado 5 = Animal Obeso. ( Romero, O, 2015)
Relación entre casos positivos y temperatura
El parámetro clínico en los ovinos estudiados, se determinó bajo la
siguiente temperatura: Tomado de (Mendoza A., 2010)
Tabla 6. Casos positivos y temperatura
Temperatura Interpretación
Más de 40°C Fiebre-pirexia (hipertermia)
39-40°C Normal
37-39°C Hipotermia moderada
Menos de 37°C Hipotermia severa
Información adaptada de Mendoza A 2010, elaborada por el autor.
Todos los animales positivos a hemoparásitos presentaron temperatura
normal de 39°C.
34
Relación entre casos positivos y estado de conjuntivas
Para medir los parámetros clínicos del estado de conjuntivas de los
ovinos estudiados, se siguió los procedimientos de (Mendoza A., 2010) ,
el mismo, que clasifica en los siguientes estados:
Estado 1 = Optimo Normal.
Estado 2 = Aceptable normal.
Estado 3 = Punto intermedio.
Estado 4 = Peligroso.
Estado 5 = Fatal
En el presente estudio, los animales positivos presentaron estado de
conjuntiva 1 (Normal).
Tabla 7. Relación entre casos positivos y síntomas, estado corporal, temperatura y estado de conjuntiva.
Casos Positivos
Síntomas Estado Corporal
Temperatura Estado de Conjuntiva
KRP-035 NO 3 39.0 Normal
KRP-039 NO 3 39.0 Normal
KRP-047 NO 3 39.0 Normal
KRP-073 NO 3 39.0 Normal
KRP-075 NO 3 39.0 Normal
Información adaptada del trabajo de campo, elaborada por el autor.
Se utilizo la prueba de chip cuadrado para buscar asociación de las
variables, como síntomas, estado corporal, temperatura y estados de
conjuntivas. Con la presencia de parásitos hemotrópicos, obteniendo
como resultado que no existe asociación en ninguna de las variables.
35
V. DISCUSIÓN
En este trabajo realizado en el cantón Colimes provincia de Guayas, de
100 muestras sanguíneas de borregos investigados, se determinó el 5%
de prevalencia de hemoparásitos, identificándose por primera vez la
presencia de estos en el Ecuador, pero es importante destacar que existe
escasa información en el continente americano sobre hemoparasitosis en
borregos.
La prevalencia determinada del 5%, se encuentra entre los parámetros de
prevalencia de hemoparásitos descritos por Al-Khalifa. Et al. (2009) donde
describe una prevalencia entre el 4,8 al 5.4% aplicando la técnica de
Giemsa, así como, por encima de la descrita por Sebele T et al (2015), del
6,3% descrita en Etiopía por los mismos métodos de diagnósticos
aplicados (Giensa y Diff-Quick), además Sitotaw T (2014) y
colaboradores describen con ambas técnicas el 1,8% de hemoparásitos
también en este último país.
Así mismo, durante el estudio se determinó: Babesia en 1 caso (1%),
Anaplasma marginale en 4 casos (4%) y Trypanosoma spp en 2 casos
(2%)
Al-Khalifa. Et al. 2009, en una investigación realizada en borregos de
Arabia Saudita, describe, Anaplasma ovis en un 2% y babesia spp. en un
4%.
Sebele T. et al. 2015, describe en Etiopía la presencia Anaplasma ovis en
un 2,1%, Anaplasma marginale en 1,6%, Anaplasma central en 0,3%,
Babesia ovis en 9% y Tripanosoma spp en un 1,6%.
En Nigeria Adejinmi J. y colaboradores (2004) determinaron 1,9% de
prevalencia para Babesia spp. y 12,2% para Anaplasma spp.
Por otro lado, en América del Sur, las especies que causan
tripanosomiasis animales son Trypanosoma cruzi, T. equiperdum,
T. evansi y T. vivax. Así mismo, las infecciones causadas por T. vivax y
T. evansi se ubican entre las principales entidades nosológicas de importa
ncia económica en América (Tomassi M. 2018).
36
Dávila y Silva (2000), consideran a T. evansi en Sudamérica como una
enfermedad de los caballos, mientras que T. vivax es un parásito virulento
del ganado, pero (Tomassi M., Amarilla H., Filippi J., Szwako A., 2018)
determinó en Paraguay, Tripanosoma spp en un ovino, aunque,
Desquesnes et al. (2013) afirman que T. evansi se observó en Paraguay
en 1847, mientras que T. vivax se describió en la cercana región del
Pantanal de Brasil.
Por otra parte, estudios epidemiológicos en Venezuela, señalan
seroprevalencias variables para T. vivax, que oscilan desde 9.75% hasta
62.3%. (Mora B., Castro K., 2015)
Así mismo, en la escuela de Medicina Veterinaria de la Universidad
Nacional Autónoma de Nicaragua, se identificó por primera vez un 37%
de Trypanosoma spp, en muestras de sangre de rebaños de ovejas con la
técnica de tinción de Giemsa. (Mora B., Castro K., 2015)
En relación a Tripanosomiasis en borregos determinados en el presente
estudio, se determinó en un 2%, pero Hasan. (2012) determinó el 3,3% en
borregos de Iraq; Daniel A. et al (1994) determinó al norte de Nigeria el
7,4% y Ng'ayo M. et al. (2005) determinó en Kenia el 18,9%.
Además, es importante mencionar, que todos los animales positivos a
hemoparásitos fueron asintomáticos, a diferencia de los reportados por
Tomassi M. et al (2018) donde se reporta los siguiente sintomatología: las
mucosas bucal y conjuntival pálidas, equimosis en la región inguinal y
mala implantación de la lana, secreción nasal bilateral serosa escasa,
disnea respiratoria, el pulso disminuido, dificultad para abrir la boca y
presencia de sangre en el recto, a la palpación del abdomen a nivel
mesogastrio se percibió una estructura de forma redondeada de
aproximadamente 15 cm de diámetro, móvil de consistencia firme y
contracciones tónicas de los miembros.
Ikede & Losos (1975) describen que las infecciones por tripanosomas en
las ovejas se caracterizan por anemia progresiva, pérdida de masa,
edema, linfadenopatía, agrandamiento del bazo, lesiones neurológicas y
oculares.
Presumiblemente, la no presencia de signos y síntomas de enfermedad
sería por el estado patente del hospedador infestado.
37
Finalmente, este estudio acepta la hipótesis planteada en la que describe
que, en sangre de ovinos pertenecientes al cantón Colimes se encuentra
la presencia de parásitos hemotrópicos en un alto porcentaje, influenciado
por las características climáticas que favorecen a la presencia de los
vectores.
38
VI. CONCLUSIONES
• Se determinó la presencia de hemotrópicos en ovinos del cantón
Colimes, mediante frotis sanguíneos, utilizando dos técnicas de
tinción de, Giensa y Diff Quick, con un resultado del 5%.
• Se concluyó que, de los 100 casos estudiados, 5 casos dieron
positivos por la técnica de Diff Quick y por la técnica de Giemsa se
determinaron 4 casos.
• Se determinaron los siguientes hemoparásitos: Anaplasma
maginale, Babesia spp y Tripanosoma spp.
• Se determinó coinfección entre 2 hemoparásitos en muestras
obtenidas.
• No presentaron síntomas de enfermedad hemoparasitarias en los
animales estudiados.
• Todos los animales investigados poseían un buen estado corporal,
temperatura normal y buen estado de conjuntiva presumiblemente
por ser hospederos en estado prepatente de la enfermad.
• No existe relación entre las variables estudiadas de los hemoparásitos lo
cual se determinó por medio del chic cuadrado.
39
5. RECOMENDACIONES
• Realizar campañas de concientización a la población sobre las
enfermedades hemoparásitos.
• Realizar estudios con otros métodos de Diagnóstico como
Inmunofluorescencia, Microscopía Electrónica y PCR.
• Prevenir las enfermedades hemotrópicas mediante baños de
aspersión o de inmersión.
• Realizar estudios en otras zonas del Ecuador.
40
6. BIBLIOGRAFIA
Romero, O. (2015). Evaluación de la Condición Corporal y Edad de los ovinos.
Herramientas de Manejo Animal. Instituto de Investigaciones Agropecuarias,
Ministerio de Agricultur, Temuco – Chile.
Ahmed, J. &. (2017). Small ruminant babesiosis. . Recuperado el 04 de Mayo de 2017, de
Piro Vac: http://www.theileria.org/pirovac/babesiosis.htm.
Ávila Pulgarín, L. S., Acevedo Restrepo, A., Jurado Guevara, J. A., Polanco Echeverry, D.,
Velásquez Vélez, R., & Zapata Salas, R. (2013). Infección por hemoparásitos en
caprinos y ovinos de apriscos de cinco municipios del norte y nororiente de
Antioquia (Colombia). Obtenido de Scielo:
http://www.scielo.org.co/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1900-
96072013000100002
Bock, R. J. (2004). Babesiosis of cattle. En Parasitology (págs. 129 Suppl:S247-69).
Bravo García, S. (2012). Babesiosis bovina. Recuperado el 10 de Abril de 2017, .
Repositorio Institucional. Universidad de Cuenca:
http://dspace.ucuenca.edu.ec/bitstream/123456789/452/1/TESIS.pdf.
CFSPH. (2008). Babesiosis bovina. Recuperado el 27 de Abril de 2017, de The Center for
Food Security y Public health:
http://www.cfsph.iastate.edu/Factsheets/es/babesiosis_bovina.pdf
Chochlakis D, I. I. (2010). Human Anaplasmosis and Anaplasma ovis Variant. Volumen
16, Numero 6, pp 1031-1032. doi: 10.3201 / eid1606.090175.
Córdoba. (2016). Anaplasmosis bovina: abordaje clínico y patológico de la enfermedad.
Corporación Universitaria Lasallista. Recuperado de:
http://repository.lasallista.edu.co/dspace/bitstream/10567/1739/1/Anaplasmos
is_bovina.pdf.
Corona B, M. R. (2004). Anaplasmosis bovina (bovine anaplasmosis). Revista Electrónica
de Veterinaria REDVET - ISSN 1695-7504, 27.
Corona González, B. O. (2014). Tendencia en el diagnóstico de la anaplasmosis bovina.
Revista de Salud Animal version ISSN 0253-570 X, 36(2). Recuperado de
http://scielo.sld.cu/.
Corona González, B., Obregón, D., Alemán, Y., Pastor, A., VegaI, A, E., Díaz, A., &
Martínez, S. (2014). Tendencia en el diagnóstico de la anaplasmosis bovina.
Revista de Salud Animal version ISSN 0253-570 X, 36(2). Recuperado de
http://scielo.sld.cu/scielo.php?pid=S0253570X2014000200001&script=sci_artte
t.
41
Desquesnes M, D. A.-H.-R. (2013). Trypanosoma evansi y Surra: una revisión y
perspectivas sobre la transmisión, epidemiología y control, impacto y aspectos
zoonóticos. . Biomed Res Int . doi: 321237.
Esmaeilnejad B, T. M. (2015). Determination of Prevalence and Risk Factors of Infection
with Babesia ovis in Small Ruminants from West Azerbaijan Province, I Iran by
Polymerase Chain Reaction. Edición 9, Numero 2. Pp 246–252. NCBI. Obtenido
de https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4662796/
GAD. (2019). Gobierno Autónomo Descentralizado Municipal del cantón Colimes. (2019).
. Obtenido de http://www.gadcolimes.gob.ec/.
González B, Obregón II D, AlemánI Y, AlfonsoI P, VegaI E, DíazI A, Martínez S. (2014).
Tendencias en el diagnóstico de la anaplasmosis bovina. Revista de salud animal.
vol.36 no.2. Recuperado de:
http://scielo.sld.cu/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S.
Gonzatti, M., Gonzalez-Baradat, B., Aso, P., & Reyna-Bello, A. (2014). Trypanosoma
(Duttonella) vivax and Typanosomosis in Latin America: Secadera/ Huequera/
Cacho Hueco. En: Trypanosomes and Trypanosomiasis.
GONZATTI, M., GONZALEZ-BARADAT, B., ASO, P., & REYNA-BELLO, A. (2014).
Trypanosoma (Duttonella) vivax and Typanosomosis in Latin America: Secadera/
Huequera/ Cacho Hueco. En: Trypanosomes and Trypanosomiasis. .
Habibpour M., N. S. (2013). Study on prevalence of blood parasites of sheep and
detection of their vectors using methyl green pyronin in Varamin, Iran. European
Journal of Experimental Biology.
Ivami. (Noviembre de 2014). Babesiosis: detección molecular por PCR e identificación de
especie por secuenciación. Obtenido de Instituto Valenciano de Microbiología
(IVAMI):: 1. http://www.ivami.com/es/microbiologia-veterinaria-molecular/457-
babesiosis-i-babesia-bigemina-b-bovis-b-caballi-b-canis-canis-b-canis-vogeli-b-
canis-rossi-b-equi-b-felis-b-gibsoni-b-major-b-motasi-b-ovis-b-perroncitoi-b-
trautmanni
Interchemie. (2017) Veterinary Productos https://www.interchemie.com/
Kaufer A., E. J. (2017). The evolution of trypanosomatid taxonomy. Parasites & Vectors. .
DOI: https://doi.org/10.1186/s13071-017-2204-7 .
Laboratorios, V. M. (27 de Abril de 2017). Productos o servicios en exhibición. Obtenido
de de Corferias Bogotá. Centro Internacional de Negocios y Exposiciones::
http://servicios.corferias.com/stand_virtual/exhibicion.cfm?stand=33996
Lbacha, A; Alali, S; Zouagui, Z; Mamoun, L; Rhalem, A; Petit, E; Haddad, N; Gandoin, C;
Boulouis, HJ; Maillard, R. (2017). High Prevalence of Anaplasma spp. in Small
Ruminants in Morocco. . Pubmed. Volumen 64, Numero 1. DOI:
10.1111/tbed.12366.
42
Lopo, S., Carvalho, V., Volkart U., Santos F., Pereira, C., Zacarias, R., Dias, A.,. (2015).
Transplacental transmission of bovine tick-borne pathogens:Frequency,
coinfections and fatal neonatal anaplasmosis in a regionof enzootic stability in
the nort. brazil: Brazil. © Elsevier GmbH. Recuperado de
http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/26613663.
Mendoza A., B. A. (2010). Diagnóstico clínico del Ovino. . 1ra. Ed. Fundación Produce
Tabasco Ac. Universidad Juárez Autónoma de Tabasco. México.
Miranda M., G. J. (2010). EVALUACIÓN EPIDEMIOLÓGICA DE LA TRIPANOSOMIASIS
BOVINA EN EL PANTANAL DE SAN MATÍAS. Facultad de Medicina Veterinaria y
Zootecnia, U.A.G.R.M. . Recuperado:
http://190.186.110.75/sistemabibliotecario/doc_tesis/MIRANDA%20N.
Mohammad Reza A., B. G. (2018). study of infection rate of blood parasites in sheep and
goats on Khodabandeh city: in spring and summer. Obtenido de
https://www.researchgate.net/publication/325683577_study_of_infection_rate
_of_blood_parasites_in_sheep_and_goats_on_Khodabandeh_city_in_spring_an
d_summer
Mora B., Castro K. (2015). Infección por Trypanosoma spp. en ovinos sintomáticos en el
Municipio de León, Nicaragua. Obtenido de Revista Científica de la UNAN-León.
Volumen 6, Numero 1. pp 1-10.: file:///C:/Users/WIN8/Downloads/98-254-1-
PB%20(4).pd
Mora B., Castro K. (2015). Infección por Trypanosoma spp. en ovinos sintomáticos en el
Municipio de León, Nicaragua. Revista Científica de la UNAN-León. Volumen 6,
Numero 1. pp 1-10. Recuperado de: file:///C:/Users/WIN8/Downloads/98-254-
1-PB%20(4).pdf.
Morilla González, A. (10 de Octubre de 2009). Inmunología de la Babesiosis. de
Universidad Autónoma de México. Obtenido de
http://www.fmvz.unam.mx/fmvz/cienciavet/revistas/CVvol3/CVv3c09.pdf
Muñóz, T. (Diciembre de 2016). Babesiosis bovina (Babesia bovis y Babesia bigemina),
una enfermedad hematozoárica de importancia económica en el mundo.
Recuperado el 27 de 04 de 2017, de REVISTAS DE LA UNIVERSIDAD NACIONAL
DE LOJA:
https://revistas.unl.edu.ec/index.php/biotecnologia/article/download/74/72
NCBI. (2018). Babesia Ovis. Taxonomy Browser.
OIE. (2008). Bovine Anasplasmosis. Manual de la OIE sobre animales terrestre, 2.4.
OIE. (2015). Anaplasmosis bovina. Manual Terrestre de la OIE 2015. Seccion 2.4. Capitulo
2.4.1. . Recuperado de:
http://www.oie.int/fileadmin/Home/esp/Health_standards/tahm/2.04.01_Anap
lasmosis_bovina.pdf .
43
Oñate Y., A. (2016). Determinación de la Prevalencia de Anaplasmosis, Babesiosis y
Tripanosomiasis en el hato lechero de la hacienda Jhomar, cantón Pedro Vicente
Maldonado, Enero y Febrero 2015. Tesis de Grado. Fac. Cienc. Sal. Universidad
de las. 1. Tesis de Grado. Fac. Cienc. Sal. Universidad de las Américas.
Rajasokkappan S., Selvaraju G. (2016). Prevalence of anaplasmosis in goats in
Ramanathapuram district of Tamil nadu. International Journal of Science,
Environment and Technology, . Vol. 5, No 2, 2016, 511 – 514.
Said B, B. H. (2018). Anaplasma spp. in North Africa: A review on molecular
epidemiology, associated risk factors and genetic characteristics. ELSEVIER.
Volumen 9, Número 3, pp 543-555. DOI: 10.1016 / j.ttbdis.2018.01.003 .
SENASA. (2015). MANUAL DE ANAPLASMOSIS Y BABESIOSIS. . Recuperado el 27 de Abril
de 2017, de Servicio Nacional de Sanidad y Calidad Agroalimentaria (SENASA):
http://www.senasa.gov.ar/manual-de-anaplasmosis-y-babesiosis .
Shabana LL, N. M. (2018). Herramientas de diagnóstico de la anaplasmosis caprina y
ovina: un estudio comparativo directo. BMC Vet Res; 14 (1): 165.
SHAHZAD W, NOOR H, AHMAD M, MUNIR R, SHARIF M, HASSAN M, AHMAD N, AKBAR
G, y MEHMOOD F. (2013). Prevalence and Molecular Diagnosis of Babesia ovis
and Theileria ovis in Lohi Sheep at Livestock Experiment Station (LES),
Bahadurnagar, Okara, Pakistan. Obtenido de Edición 8, Numero 4. Páginas 570–
578. Iran J Parasitol.: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4266121/
Smith, B. (2010). Medicina interna de grandes animales. Barcelona, España: Elsevier.
Sociedad Española de Ovinotecnia y Caprinotecnia;. (Septiembre de 2013). Producción
Ovina y Caprina. Obtenido de Sociedad Española de Ovinotecnia y Caprinotecnia
(SEOC): http://www.seoc.eu/docs/jornadas/28_jornadas_seoc.pdf
Svobodová, ,. M., Volf, P., & Votýpka, J. (2015). Trypanosomatids in ornithophilic
bloodsucking Diptera. Med. Vet. Entomol. 29(4): 444-447.
Tavares L. y Reina R. (2006). Estandarización de la técnica de PCR para el diagnóstico de
la anaplasmosis bovina y ovina. Scielo. 56 (4). Recuperado de:
http://www.scielo.org.ve/scielo.php?script=sci.
Tomassi M., Amarilla H., Filippi J., Szwako A. (2018). Clinical case report:
Trypanosomiasis in sheep. Compend. cienc. Vet; 8 (1): 39-42.
Varella D., Costa L., Moratelli R, Pereira M., Pires L., Reis Y, Martin S. Llewellyn, das
Chagas S., Rodrigues A., Jansen A. (2017). High Trypanosoma spp. diversity is
maintained by bats and triatomines in Espírito Santo state. Brazil. PLoS ONE.
Edición 12, numero 11. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0188412.
44
Weny G, O.-A. J. (2017). Prevalence and Risk Factors Associated with Hemoparasites in
Cattle and Goats at the Edge of Kibale National Park, Western Uganda. J
Parasitol. 103 (1): 69-74.
Zapata R. Cardona E., R. J. (2017). Tripanosomiasis bovina en ganadería lechera de
trópico alto: primer informe de Haematobia irritans como principal vector de T.
vivax y T. evansi en Colombia. Rev. Med. Vet. ISSN 0122-9354. 33 (1): 21-34.
45
7. ANEXOS ANEXO 1. OFICIO PARA LA AGENCIA REGULACIÓN Y CONTROL FITO ZOOSANITARIO
“AGROCALIDAD”
46
ANEXO 2. PESPUESTA AL OFICIO EMITIDO A LA AGENCION DE REGULACION Y CONTROL FITO Y ZOOSANITARIO
47
ANEXO 3. OFICIO DE EXONERACIÒN DE LAS PRUEBAS DIAGNOSTICAS
48
ANEXO 4. MAPA DEL CANTON COLIMES
49
ANEXO 5. HOJA DE REGISTRO DE TRABAJO DE CAMPO
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51
52
53
54
55
ANEXO 6. RESULTADOS DEL DIAGNOSTICO A HEMOTROPICOS
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ANEXO 7. FOTOS TOMADAS DIRANTE LA INVESTIGACIÓN
Foto de predios
Toma de muestra sanguínea
62
KR29
KR29
Revisión de las Mucosas Oculares
Toma de Temperatura
63
Reactivo DIFF QUICK
Reactivo GIEMSA
64
Tubo Vacutainer con muestras sanguíneas
Realizado de Frotis Sanguíneo
65
Realizado de Frotis Sanguíneo
Solución GIEMSA
66
Frotis teñidos con solución GIEMSA
67
Frotis teñidos con solución DIFF QUICK
68
Fijación de Frotis con alcohol metanol
69
Placas Fijadas
70
Observación de Placas
71
Babesia spp y Anaplasma
Babesia spp y Anaplasma
72
Anaplasma Marginales
Tripanosoma spp