FILOGEOGRAFÍA DE LA ESPECIE Latrodectus geometricus (ARANEAE: THERIDIIDAE) EN LOS
BOSQUES SECOS TROPICALES DE COLOMBIA
DANIELA LOZANO URREGO
FACULTAD DE CIENCIAS
DEPARTAMENTO DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
UNIVERSIDAD DE LOS ANDES
BOGOTÁ, COLOMBIA
2020
FILOGEOGRAFÍA DE LA ESPECIE Latrodectus geometricus (ARANEAE: THERIDIIDAE) EN
LOS BOSQUES SECOS TROPICALES DE COLOMBIA
DANIELA LOZANO URREGO
Tesis presentada como requisito para optar al título de:
Magister en Ciencias Biológicas
Directora:
ALEXANDRA RUEDA, Ph.D.
Codirector:
EMILIO REALPE, Ph.D.
Grupo de investigación:
Laboratorio de Zoología y Ecología Acuática - LAZOEA
FACULTAD DE CIENCIAS
DEPARTAMENTO DE CIENCIAS BIOLÓGICAS
UNIVERSIDAD DE LOS ANDES
BOGOTÁ, COLOMBIA
2020
CONTENIDO
Resumen 1
Abstract 1
1. Introducción 2
2. Materiales y métodos 6
2.1 Recolección de especímenes 6
2.2 Extracción de ADN, amplificación y secuenciación 6
2.3 Reconstrucción filogenética y estimación de tiempos de divergencia 7
2.4 Diversidad y estructura genética 8
3. Resultados 8
3.1 Reconstrucción filogenética y tiempo de divergencia 9
3.2 Diversidad genética en ADN nuclear y mitocondrial 12
3.3 Estructura y diferenciación genética 14
4. Discusión 22
5. Conclusiones 27
6. Agradecimientos 28
7. Bibliografía 29
8. Material suplementario 35
LISTA DE TABLAS
Tabla 1. Combinación de primers utilizados en este proyecto…………………………………………………….7
Tabla 2. Diversidad molecular en las secuencias de Histona 3 (H3) en 9 poblaciones y Citocromo
Oxidasa I (COI) en 15 poblaciones……………………………………………….……………………………………………13
Tabla 3. Pruebas de neutralidad D’Tajima (Tajima, 1989) y Fu & Li F (Fu & Li, 1993) para los
marcadores nuclear Histona 3 (H3) con 9 poblaciones y mitocondrial, Citocromo Oxidasa I (COI),
con 15 grupos de Latrodectus geometricus………………………………………………………………………………18
Tabla 4. Resultados de Mantel test para las poblaciones de Latrodectus geometricus bajo los
marcadores nucleares Histona 3 (nADN) y Citocromo Oxidasa I (mtADN)…………………………………19
Material Suplementario
Tabla S1. Reporte de especímenes disponibles por localidad…………………………………………………….35
Tabla S2. Secuencias implementadas en este estudio extraídas de GenBank…………………………..38
Tabla S2. Resultados de índice de fijación pareado (FST) a nivel intraespecífico con base a las
secuencias de Histona 3 (H3), entre 12 poblaciones de Latrodectus geometricus e
implementando como grupo externo a Parasteatoda tepidariorum (Sueva-Cundinamarca)…….39
Tabla S3. Resultados de índice de fijación pareado (FST) a nivel intraespecífico con base a las
secuencias de Citocromo Oxidasa I (COI), en 20 poblaciones de Latrodectus geometricus, 17
colombianas y 4 extranjeras (Argentina, Florida, Hawaii y Sudáfrica) e implementando como
grupo externo a Parasteatoda tepidariorum (Sueva-Cundinamarca)…………………………………….….40
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Recolección de especímenes de Latrodectus geometricus en zonas rurales y urbanas: a.
Hembra con saco de huevos y b. Huevos eclosionando localizados en arbustos en el Desierto de
la Tatacoa (Villa Vieja-Huila), c. Nido debajo de pupitre en el Colegio Manuel Antonio Bonilla (La
Victoria-Valle del Cauca) y d. Al interior de una bodega en el Instituto Educativo Técnico
Agropecuario (Toro-Valle del Cauca). Fotos por: (a) Ana Tellez P., (b-c) Daniela Lozano U. y (d)
Alejandro Quevedo M. …..………………………………………………………………………………………………………….5
Figura 2. Distribución de las 17 poblaciones colombianas de Latrodectus geometricus
muestreadas para este proyecto………………………………………………………………………………………………..5
Figura 3. Árbol filogenético molecular obtenido mediante Inferencia Bayesiana en BEAST basada
en el conjunto de datos de Histona 3 (H3)……………………..…………………………………………………………10
Figura 4. Árbol filogenético molecular obtenido mediante Inferencia Bayesiana en BEAST basada
en el conjunto de datos de Citocromoo Oxidasa I (COI)……………………………….…………………………..11
Figura 5. Índice de fijación pareado (FST) para a. Histona 3 (H3) y, b. Citocromo Oxidasa I (COI)
con 12 y 21 poblaciones de Latrodectus geometricus, respectivamente…………………………………..16
Figura 6. Distribución de los haplotipos hallado bajo el marcador nuclear Histona 3 donde a.
Representa la frecuencia de los haplotipos para cada población, b. Acercamiento a las
poblaciones de Girardot, Saldaña, Natagaima, Desierto de la Tatacoa y Aipe y, c. Red de
haplotipos construida por parsimonia estadística (TCS Network) para las 13 poblaciones
evaluadas bajo este marcador…..…………………………………………………………………………………………..…20
Figura 7. Distribución de los haplotipos hallado bajo el marcador nuclear Citocromo Oxidasa I
donde a. Representa la frecuencia de los haplotipos para cada población, b. Acercamiento a las
poblaciones colombianas, c. Acercamiento a las poblaciones de Girardot, Silvania, Saldaña,
Natagaima, Desierto de la Tatacoa, Aipe, Dorada, Tebaida y Victoria, y d. Red de haplotipos
construida por parsimonia estadística (TCS Network) para las 22 poblaciones evaluadas bajo
este marcador………………………………………………………………………………………………………………………….21
Figura 8. Triangulación de Delaunay y teselación de Voronoï del análisis de BARRIER para a.
Histona 3 y b. Citocromo Oxidasa I de Latrodectus geometricus……………………………………………...23
1
FILOGEOGRAFÍA DE LA ESPECIE Latrodectus geometricus (ARANEAE:
THERIDIIDAE) EN LOS BOSQUES SECOS TROPICALES DE COLOMBIA
Daniela Lozano Urrego, Emilio Realpe y Alexandra Rueda
Laboratorio de Zoología y Ecología Acuática LAZOEA, Departamento de Ciencias Biológicas, Universidad de
Los Andes, Bogotá Colombia
Resumen
Actualmente, los estudios filogenéticos del Género Latrodectus son muy limitados y
presentan un bajo poder de resolución. En particular, la viuda marrón Latrodectus
geometricus, es conocida por poseer una gran afinidad por los espacios urbanos así como
por tener una amplia distribución a nivel mundial. Aunque la viuda marrón se describió
por primera vez en Colombia se ha sugerido que podría ser originaria de África, sin tener
un soporte contundente para ubicar su procedencia en este continente. Bajo este
contexto se evaluaron 17 poblaciones colombianas y cuatro extranjeras, con el propósito
de formular una hipótesis acerca del origen biogeográfico de L. geometricus y, esclarecer
parte de la historia evolutiva de esta especie mediante los marcadores moleculares
Histona 3 y Citocromo Oxidasa I. Se ejecutó un reloj molecular y se obtuvo evidencia, por
primera vez, de un origen suramericano de la viuda marrón, ubicándola específicamente
en Colombia hace 30 mya, aproximadamente. Se encontró que cada marcador presenta
una baja diversidad nucleotídica y una moderada diversidad haplotípica, lo que es
congruente con una expansión geográfica reciente. También se hallaron en total 13 y 20
haplotipos para H3 y COI, respectivamente. Finalmente, se observa una ligera tendencia
hacia la estructuración genética en algunas poblaciones particulares, pero se encuentra
que en general no hay barreras geográficas que limiten significativamente en el flujo
genético interpoblacional.
Palabras clave: Bosques secos tropicales, Latrodectus geometricus, variabilidad genética,
reloj molecular, origen biogeográfico, flujo genético, patrón de distribución.
Abstract
Currently, the phylogenetic studies of the Latrodectus genus are very limited and harbor a
low resolving power. The brown widow, Latrodectus geometricus, in particular, is well
known for its great affinity for urban spaces as well as for having broad worldwide
2
distribution. Although the brown widow was describe for the very first time in Colombia, it
has been suggested that it could be native to Africa, this without having a convincing
support of it. In this context, 17 Colombian and four foreign populations were evaluated in
order to formulate a hypothesis about the L. geometricus biogeographic origin and also
clarify part of this specie’s evolutionary history through Histone 3 and Cytochrome
Oxidase I molecular markers. A molecular clock was carried out obtaining, for the first
time, evidence of the South American origin of the brown widow, locating it specifically in
Colombia 30 Mya approximately. Each marker was found to have low nucleotide diversity
and moderate haplotype diversity, which is consistent with its recent geographic
expansion. A total of 13 and 20 haplotypes were found for H3 and COI, respectively.
Finally, a slight trend towards genetic structure is observed in some particular
populations, but it is found that in general there are no geographical barriers that
significantly limit gene flow among them.
Key words: Tropical dry forest, Latrodectus geometricus, genetic variability, molecular
clock, biogeographical origin, genetic flow, distribution pattern.
1. INTRODUCCIÓN
El Género de arañas Latrodectus Walkenaer, 1805 (Theridiidae), comúnmente conocidas
como viudas negras, abarca 32 especies aceptadas actualmente (World Spider Catalog,
2020) y se caracteriza por la dificultad en la delimitación de especies basados en
caracteres morfológicos debido a la alta variabilidad inter e intraespecífca dentro del
grupo (Garb et al., 2004) y, en consecuencia, se ha generado que los estudios moleculares
cobren mayor importancia.
Las viudas negras han sido ampliamente estudiadas debido a su poderoso veneno cuya
neurotoxina, denominada como α-latrotoxina, es específica para mamíferos y puede
ocasionar manifestaciones clínicas severas (Rueda et al., 2017). Dentro de los síntomas
que los afectados pueden experimentar se encuentran picazón, dolor local y sudoración;
así como reacciones sistemáticas intensas como taquicardia, fiebre, náuseas, mareo,
espasmos, arritmia, entre otros (Almeida et al., 2009; Reyes-Lugo et al., 2009). Aunque se
presume que la letalidad causada por el “Síndrome de Latrodectismo” es menor al 1% a
nivel mundial, existen numerosos casos registrados de accidentes por viudas negras que
resultan en el deceso del afectado (Muslimin et al., 2015). Dado que en el sistema de
salud colombiano no es obligatorio el reporte de estos casos, es incierta la incidencia que
tienen en el país; sin embargo, se han registrado algunos accidentes por mordedura de
3
estos arácnidos. Rodríguez-Vargas (2012) indicó en su investigación que de 195 incidentes
ocasionados por arácnidos entre el 2006 y 2010, el 5% corresponden a Latrodectus spp,
tomando en cuenta los datos del Centro de Investigación, Gestión e Información
Toxicológica (CIGITOX) de la Universidad Nacional de Colombia.
Ahora bien, Latrodectus geometricus C. L. Koch, 1841, también llamada viuda marrón
presenta un rango de distribución notoriamente extendido y es considerada como la única
especie cosmopolita del Género. Actualmente existen datos de ocurrencia en Filipinas
(Keegan et al., 1950), Papua Nueva Guinea (Levi, 1967), Bélgica (Benoit, 1969), Hawaii
(Pinter, 1980), Israel (Levy & Amitai, 1983), Australia (Raven & Gallon, 1987), Japón (Ono,
1995), el sur de Carolina-Estados Unidos (Brown et al., 2008), Indonesia, India, Turquía,
Costa Rica (Taucare-Ríos et al., 2016) y, más recientemente, en Malasia (Muslimin et al.,
2015). Así mismo, para Sudamérica se ha reportado en Argentina, Brasil, Chile, Colombia,
Ecuador, Paraguay, Perú, Uruguay y Venezuela (Simó et al, 2013; Ulloa & Jacobo, 2013;
Taucare-Ríos et al., 2016). Cabe resaltar que, aun cuando L. geometricus no tiene
comportamientos agresivos y presenta la menor concentración de α-latrotoxina en su
veneno en comparación con sus especies hermanas (Simó et al., 2013; Rueda et al., 2017),
se han producido casos de muerte por envenenamiento en humanos a causa de su
mordedura en algunas localidades incluyendo Madagascar, Polinesia Francesa y Brasil
(Almeida et al., 2009; Muslimin et al., 2015).
Esta araña es propia de tierras bajas, ubicándose principalmente en los bosques secos
tropicales, los cuales se caracterizan por presentar una notoria estacionalidad de lluvias y
presentar una altura entre los 0 y 1000 msnm (Pizano et al., 2014). Se ha reportado que, a
nivel mundial, solo queda un millón de kilómetros cuadrados aproximadamente de los
bosques secos tropicales y, de esta extensión, el 54,2% se encuentra en Sudamérica (Miles
et al., 2006) y se localiza en Venezuela, Ecuador, Perú, Bolivia y Brasil (Portillo-Quintero &
Sánchez-Azofeifa, 2010; Pizano et al., 2014). En Colombia se distribuye en seis regiones: el
Caribe, los valles interandinos de los ríos Cauca y Magdalena, la región Norandina en
Santander y Norte de Santander, en los Llanos orientales, Valle del Patía, Arauca y Vichada
(Pizano et al., 2014).
La viuda marrón presenta ciertas particularidades que le permitieron alcanzar
rápidamente su amplio rango geográfico. Parte de su éxito ha sido atribuido a su
condición como especie depredadora generalista (Guimarães et al., 2012; Rueda, 2018) y
su capacidad de dejar una gran cantidad de descendencia, puesto que la viuda marrón
pone en promedio 22 sacos de huevos a lo largo de su vida y cada saco contiene
aproximadamente 129 huevos (ver Figura 1b) (Danielsen et al., 2014). En adición, L.
4
geometricus es una especie sinantrópica, lo que hace referencia a una fuerte afinidad y
preferencia por los espacios modificados por los humanos y, por lo tanto, es posible
encontrarla tanto en zonas rurales como urbanas (Guimarães et al., 2012; Marie & Vetter,
2015; Taucare-Ríos et al., 2016). De esta manera, se ha establecido que las diferentes
actividades humanas, especialmente el transporte y el comercio, han sido las causas más
influyentes de su rápida dispersión (Garb et al., 2004).
Con base en investigaciones recientes se logró establecer que la Familia Theridiidae y el
Género Latrodectus surgieron hace 100 mya (Liu et al., 2015) y 65 mya (Miles et al., 2018)
respectivamente, aun así se desconoce el origen evolutivo de L. geometricus y no se tiene
certeza de cuál es su rango geográfico nativo. Esta araña fue descrita originalmente en el
desierto de la Tatacoa-Colombia en 1841 (Lotz, 1994; Garb et al., 2004; Marie & Vetter,
2015), pero se ha sugerido que podría ser de procedencia africana a partir de algunos
pocos análisis biogeográficos y filogenéticos. Al entender la importancia que tiene la viuda
marrón en cuanto a su impacto ecológico y en la salud pública se esperaría encontrar
mayor información acerca de su historia evolutiva, pero aún no se han hecho los
suficientes estudios al respecto.
Bajo este contexto, este proyecto pretende obtener el posible patrón de distribución
geográfica de L. geometricus a nivel nacional, teniendo en cuenta eventos geológicos
relevantes que permitan entender su distribución actual, como lo son el surgimiento de la
Cordillera de los Andes y el Istmo de Panamá. Adicionalmente, se espera determinar la
proporción de flujo genético dado entre las diferentes poblaciones colombianas y
extranjeras, y verificar las regiones en las que se da una mayor diferenciación genética
mediante el uso de ADN nuclear y mitocondrial. Los marcadores implementados fueron
Histona 3 (H3) y Citocromo Oxidasa subunidad I (COI) debido a que ha reportado que
generan una buena señal filogenética en diversos grupos de arácnidos y otros artrópodos
(Colgan et al., 1998; Garb et al., 2004; Garb & Gillespie, 2009). Todo esto, con el propósito
final de generar una hipótesis acerca del origen evolutivo de L. geometricus así como su
rango de distribución nativo, mediante herramientas moleculares, análisis filogeográficos
y filogenéticos, contando con ejemplares recolectados a nivel nacional y muestras
extranjeras, y utilizando los genes Citocromo Oxidasa subunidad I (COI) e Histona 3 (H3)
para lograr esclarecer parte de la historia evolutiva de la viuda marrón.
5
Figura 1. Recolección de especímenes de Latrodectus geometricus en zonas rurales y urbanas: a. Hembra
con saco de huevos y b. Huevos eclosionando localizados en arbustos en el Desierto de la Tatacoa (Villa
Vieja-Huila), c. Nido debajo de pupitre en el Colegio Manuel Antonio Bonilla (La Victoria-Valle del Cauca) y d.
Al interior de una bodega en el Instituto Educativo Técnico Agropecuario (Toro-Valle del Cauca). Fotos por:
(a) Ana Tellez P., (b-c) Daniela Lozano U. y (d) Alejandro Quevedo M.
Figura 2. Distribución de las 17 poblaciones colombianas de Latrodectus geometricus muestreadas para este
proyecto.
6
2. MATERIALES Y MÉTODOS
2.1 Recolección de especímenes
El muestreo de las arañas se realizó en zonas rurales y periurbanas. La recolección se hizo
de manera manual indirecta, en la cual se tomó a cada individuo con pinzas y se depositó
en un recipiente de recolección con alcohol al 96%. La búsqueda se realizó en rocas y
arbustos, pero cabe destacar que durante el muestreo también se localizaron numerosos
individuos en el interior de colegios (debajo de los asientos de los estudiantes), plazas y
parques municipales, restaurantes y viviendas (Figura 1). El voucher de cada araña quedó
almacenado en la colección de invertebrados del Museo de Historia Natural C. J.
Marinkelle de la Universidad de Los Andes.
Es necesario mencionar que, esta tesis se deriva de un proyecto realizado previamente
por el grupo de investigación del Laboratorio de Zoología y Ecología Acuática (LAZOEA) y,
por lo tanto, parte de las muestras utilizadas en esta investigación fueron colectadas con
anterioridad. Así pues, este proyecto se enfocó en aumentar las zonas de muestreo y
obtener especímenes a cada lado de las cordilleras, siguiendo los remanentes de bosque
seco tropical. En total se muestrearon 17 localidades pertenecientes a 13 departamentos
de Colombia situados, principalmente, en las Cordilleras Central y Oriental (Figura 2) y se
logró obtener especímenes provenientes de Argentina, Estados Unidos (Florida y Hawaii) y
Sudáfrica mediante el intercambio de muestras con Jessica Garb. Para cada localidad se
consiguieron entre 1 y 6 arañas (ver material suplementario Tabla S1) y se alcanzó un total
de 75 individuos (n=75).
2.2 Extracción de ADN, amplificación y secuenciación
La extracción de ADN se realizó a partir de las ocho patas de las hembras únicamente,
debido a su tamaño notoriamente mayor al de los machos, utilizando el Wizard® Genomic
DNA Kit (Promega) y siguiendo las instrucciones del fabricante. A continuación se
estandarizó y amplificó el marcador nuclear H3 y mitocondrial COI (ver Tabla 1) para los 68
especímenes colombianos y los 7 extranjeros utilizando el kit 2X PCR HotStart MasterMix
(ABM). Adicionalmente, se implementó como grupo externo muestras de ADN
correspondientes a Parasteatoda tepidariorum, C. L. Koch, 1841, de la familia Theridiidae,
recolectadas en el municipio de Sueva (Cundinamarca), debido a que esta araña fue
encontrada cerca de los puntos de muestreo de L. geometricus y presenta características
similares a la viuda marrón, puesto que también es una especie sinantrópica y
7
cosmopolita. Inicialmente se incluyó a L. hesperus, Chamberlin & Ivie, 1935, como parte
del grupo externo, sin embargo, fue necesario excluirla de los análisis debido a que no se
logró amplificar el marcador nuclear.
Las amplificaciones se realizaron siguiendo el protocolo a continuación: 12.5 μL de
MasterMix, 0.5 μL de cada uno de los primers, 9.5 μL de agua libre de nucleasas y 2 μL de
la muestra de ADN con un volumen final de 25 μL. Los ciclos de PCR se corrieron teniendo
en cuenta las siguientes condiciones: denaturación inicial a 94°C durante 4 minutos, 35
ciclos a 94°C por 30 segundos, temperatura de anillamiento para COI fue de 45°C y para
H3 de 54.5°C durante 45 segundos, elonganción a 72°C por un minuto y cerrando con una
elongación a 72°C por 10 minutos. Los productos de PCR se purificaron usando EXO-SAP y,
posteriormente, se enviaron a Macrogen Inc. (Seúl, Corea) y a GenCore (Universidad de
Los Andes) para su secuenciación.
Tabla 1. Combinación de primers utilizado en este estudio.
Locus Primer Secuencia (5’-3’) Referencia
Citocromo Oxidasa I LCOI1498 GGTCAACAAATCATAAAGATATTGG Folmer et al. 1994
LCOI2198 TAAACTTCAGGGTGACCAAAAAATCA
Histona 3 H3aF ATGGCTCGTACCAAGCAGAC(ACG)GC Colgan et al. 1998
H3aR ATATCCTT(AG)GGCAT(AG)AT(AG)GTGAC
2.3 Reconstrucción filogenética y estimación de tiempos de divergencia
Todas las secuencias fueron limpiadas y ensambladas en Geneious Prime 2020.1 (Kearse
et al., 2012), el alineamiento se realizó mediante el algoritmo MUSCLE (Edgar, 2004) en el
mismo software. Los modelos evolutivos usados se escogieron por medio de jModelTest
(Posada, 2008) implementando el algoritmo Nearest Neighbor Interchange (NNI) y con
base al criterio de Akaike con corrección (AICc) se seleccionó el modelo de sustitución que
mejor se acopló a las secuencias. Tanto el análisis filogenético como el tiempo de
divergencia se determinó mediante Inferencia Bayesiana en BEAST 1.8.4 (Drummond &
Rambaut, 2007), usando 50 millones de generaciones tomando muestras de árboles cada
1000 generaciones y se calculó el “burn-in” con TRACER (Rambaut et al., 2014) tomando
como grupo externo a P. tepidariorum. De esta forma se reconstruyeron árboles para cada
uno de los marcadores moleculares y, adicionalmente, se ejecutó un reloj molecular con el
propósito de establecer el posible origen evolutivo de L. geometricus. La calibración de
dicho reloj se realizó mediante registros fósiles de arañas pertenecientes a la Familia
8
Theridiidae, para ello se descargaron secuencias de Steatoda bipunctata, Episinus
angulatus y Argyrodes argyrodes desde GenBank para ambos marcadores con el fin de
proporcionar tres nodos de calibración (ver material suplementario Tabla S2).
2.4 Diversidad y estructura genética
Se determinaron las distancias genéticas y geográficas entre las distintas poblaciones de L.
geometricus. Para cada marcador se calculó el índice de fijación pareado (FST) con el fin de
estimar la proporción en que se da flujo genético entre poblaciones y verificar la
diferenciación entre las mismas, y se realizaron el test de neutralidad de D’Tajima (Tajima,
1989) y Fu & Li (Fu & Li, 1993), implementando los softwares ARLEQUIN v. 3.1 (Excoffier et
al., 2005), DnaSP v. 5.1 (Librado & Rozas, 2009) y las gráficas del índice de fijación se
construyeron en el software R (R Core Team, 2018). La matriz de distancias geográficas
(lineales en km) se obtuvo al convertir los datos de localidad GPS en el software
Geographic Distance Matrix Generator v. 1.2.3 (Ersts, 2011). Para establecer si hay
aislamiento por distancia (IBD) y probar correlación entre ambas distancias se realizó el
test de Mantel, con 10.000 permutaciones en ARLEQUIN 3.1. Se usó BARRIER v. 2.2
(Manni et al., 2004) para visualizar las regiones en las que la diferencia genética entre las
poblaciones es mayor a la esperada por distancia únicamente. Finalmente, se construyó
una red de haplotipos para cada uno de los genes implementando el software PopART
(Leigh & Bryant, 2015) con el propósito de determinar los sitios fijos, por medio del
algoritmo de parsimonia estadística o TCS Network (Templeton et al., 1992), debido a que
este permite observar cambios a nivel microevolutivo (Paradis, 2018) y tiene el mejor
desempeño para el manejo de conjuntos de datos con baja divergencia genética (Cassens
et al., 2005; Woolley et al., 2008).
3. RESULTADOS
Se amplificaron los marcadores moleculares Histona 3 y Citocromo Oxidasa subunidad I a
partir de 68 muestras de diferentes individuos de L. geometricus provenientes de 17
localidades colombianas y cuatro extranjeras: Argentina, Sudáfrica y dos de Estados
Unidos. Sin embargo, tanto para los alineamientos de nADN como mtADN, fue necesario
excluir algunas secuencias debido a que presentaban una baja calidad o una longitud muy
corta. Así pues, se obtuvo un total de 116 secuencias, de las cuales 43 corresponden a H3
con una longitud de 328 bp y 73 a COI con 658 bp. Adicionalmente, se obtuvieron dos
secuencias del grupo externo P. tepidariorum para cada gen. Para evitar confusiones, de
9
aquí en adelante se implementará el término “grupos” para referirse también a las
poblaciones de L. geometricus en la presentación de los resultados.
3.1 Reconstrucción filogenética y tiempo de divergencia
Los modelos de sustitución escogidos en jModelTest mediante el algoritmo Nearest
Neighbor Interchange (NNI) y acorde a AICc fueron TrNef para H3 con 90 parámetros (K)
y, HKY+G para COI con 149 parámetros (K). La tasa de sustitución nucleotídica para
transiciones fue de 1.00 en H3 y estuvo entre 1.00 y 3.79 para transversiones. Por su
parte, COI registró un porcentaje promedio de composición nucleotídica de A: 29.17%, C:
12.67%, G: 20.18% y T: 37.98%.
La reconstrucción filogenética se realizó mediante Inferencia Bayesiana en BEAST para los
dos conjuntos de datos implementando los modelos de sustitución mencionados
anteriormente. Dado que el software no acepta a TrNef como modelo, fue necesario
remplazalo por uno equivalente en cuyo caso se utilizó GRT. Para ambos marcadores se
ejecutó un reloj molecular calibrado mediante registro fósil, donde fueron utilizados como
referencia de tiempo de calibración a las especímenes Steatoda antica Berland, 1934
(Dunlop et al., 2009) con 40-35 mya, Episinus penneyi (García, 2006) con 23.3-15.97 mya y
Argyrodes parvapatellaris Wunderlich, 1988 (Su & Smith, 2014) con 20.4-13.7 mya. Al
tener en cuenta la variación presente entre los dos conjuntos de datos evaluados, es
posible evidenciar diferencias topológicas entre los árboles resultantes.
Inicialmente, se observa que ambas filogenias indicaron una monofilia bien soportada
para L. geometricus (probabilidad posterior bayesiana BPP=1.0), lo mismo se presentó
para el grupo externo y algunos otros nodos internos (BPP>0.6 en H3 y BPP>0.8 en COI).
En cuanto a la estimación del tiempo de divergencia, las dos inferencias son congruentes e
indican que la especie L. geometricus surgió durante el Periodo Paleógeno, finales del
Eoceno e inicios del Oligoceno, hace 32.5 mya según H3 (Figura 3) y 38 mya en COI (Figura
4). Sin embargo, en ninguna de los árboles filogenéticos se evidencia algún patrón de
organización entre las diferentes poblaciones de la viuda marrón en Colombia. Asimismo,
las relaciones entre grupos de L. geometricus no presentan un buen soporte bajo ninguno
de los marcadores, donde el BPP menor a 0.09 en H3 y a 0.015 en COI, salvo por algunas
pocas excepciones en los nodos más recientes.
10
Figura 3. Árbol filogenético molecular obtenido mediante Inferencia Bayesiana en BEAST basada en el conjunto de datos de Histona 3. Las valores sobre cada nodo
indican el soporte estadístico de probabilidad posterior bayesiana (BPP). El grupo externo es Parastetoda tepidariorum señalado por su punto de colecta (Sueva). Los
códigos presentados en la filogenia corresponden a las muestras tomadas como nodo de calibración para Steatoda bipunctata, Episinus angulatus y es Argyrodes
argyrodes. En la parte inferior se presenta la escala temporal obtenida para esta inferencia. La barra verde representa la reorganizacón dada en la Cordillera de los
Andes durante el Oligoceno (30 mya) (Orme, 2007) y la barra azul representa el cierre del Istmo de Panamá (12-6 mya) (Montes et al., 2015).
11
Figura 4. Árbol filogenético molecular obtenido mediante Inferencia Bayesiana en BEAST basada en el conjunto de datos de Citocromoo Oxidasa I. Las valores sobre
cada nodo indican el soporte estadístico de probabilidad posterior bayesiana (BPP). El grupo externo es Parastetoda tepidariorum señalado por su punto de colecta
(Sueva). Los códigos presentados en la filogenia corresponden a las muestras tomadas como nodo de calibración para Steatoda bipunctata, Episinus angulatus y
Argyrodes argyrodes. En la parte inferior se presenta la escala temporal obtenida para esta inferencia. La barra verde representa la reorganizacón dada en la Cordillera
de los Andes durante el Oligoceno (30 mya) (Orme, 2007) y la barra azul representa el cierre del Istmo de Panamá (12-6 mya) (Montes et al. 2015).
12
Es necesario destacar que, en la inferencia obtenida por mtADN se produjo una resolución
mayor y mejor soportada (Figura 4). En este caso se observa con claridad que las muestras
provenientes de Argentina, Estados Unidos y Sudáfrica están agrupadas en un único clado
bien soportado (BPP>0.8), con la excepción de un individuo proveniente de Argentina
(ARG_016). De esta manera, es posible sugerir que la población de Argentina es la más
estrechamente relacionada con las viudas colombianas. También fue posible observar que
los individuos sudafricanos son parafiléticos y se evidencia su surgimiento en el Periodo
Neogénico durante en el Mioceno tardío, hace 7 mya, lo cual contrasta significativemente
con el surgimiento de las poblaciones colombianas. La población colombiana en divergir
según este marcador fue Puerto Gaitán, diferente a lo obtenido con el nADN.
3.2 Diversidad genética en ADN nuclear y mitocondrial
Para obtener los indicadores de diversidad genética, se tuvieron en cuenta sólo las
poblaciones en las que consiguieron tres o más secuencias (n>3). De esta manera, se
evaluaron 9 y 15 grupos para el nADN (H3) y mtADN (COI) respectivamente, cuyos
resultados se presentan en la Tabla 2. En cuanto al marcador nuclear H3 se obtuvo
resultados bastante parejos y no significativos, donde la diversidad nucleotídica (π) total,
teniendo en cuenta las 43 secuencias, fue de 0.00330 y un total de sitios segregantes (s)
de 17. Asimismo, en cada población el indicador π fue muy bajo con valores que oscilan
entre 0 y 0.01094. El grupo con la mayor diversidad nucleotídica fue Aipe (π=0.01094), la
cual también presentó el máximo número de sitios polimórficos (s=7) en comparación con
el resto de las poblaciones, así como una alta diversidad haplotípica (hd=0.8333). Se
detectaron en total 12 haplotipos únicos y uno compartido, el indicador hd varió entre las
poblaciones de 0 a 1.0 y la calculada para todo el conjunto de datos completo fue
hd=0.4850.
Por otro lado, las 15 poblaciones para las que fue posible estimar los indicadores de
variación génica bajo el mtADN, exhibieron valores notoriamente bajos de diversidad
nucleotídica que se dan entre 0 y 0.03713. De manera similar, para el conjunto de datos
completo se encontró un π=0.00691 indicando una homogeneidad genética a través de las
poblaciones, se identificaron en total 89 sitios polimórficos (s=89) y se detectaron 18
haplotipos únicos y tres compartidos. Se destacaron las poblaciones de Puerto Gaitán por
presentar, de manera considerable, la mayor cantidad de sitios segregantes (s=58) y una
diversidad de π=0.03713, seguido por Girardot con s=10 y π=0.00630. Contrario a los
resultados presentados bajo H3, la población de Aipe tiene una diversidad genética nula
con s y π iguales a 0 (ver Tabla 2).
13
Tabla 2. Diversidad molecular en las secuencias de Histona 3 (H3) en 9 poblaciones y Citocromo Oxidasa I (COI) en 15 poblaciones; n: número de secuencias por
población; H: número de haplotipos únicos, hd: diversidad haplotípica, s: número de sitios de segregación (polimórficos), k: número promedio de diferencias
nucleotídicas y π: diversidad nucleotídica. El valor total para cada estimador se calculó teniendo en cuenta los conjuntos completos de secuencias de cada
marcador. Los valores significativos son señalados con doble asterisco (**) y triple asterisco (***), para un valor-p < 0.01 y <0.001, respectivamente. Los
guiones (-) presentes en algunas poblaciones hacen referencia a un número muy bajo de secuencias, para las cuales no fue posible calcular los diferentes
estimadores.
Población Histona 3 Citocromo Oxidasa I
n H hd s k π n H hd s k π
Aipe 4 2 0.8333 7 3.50000 0.01094 4 0 0.0000 0 0.00000 0.00000
Girardot 4 2 1.0000 4 2.00000 0.00610 5 2 0.7000 10 4.00000 0.00630
Tatacoa 5 2 0.7000 3 1.20000 0.00366 5 0 0.0000 0 0.00000 0.00000
Cartagena 3 2 1.0000 2 1.33333 0.00000 3 0 0.0000 0 0.00000 0.00000
Puerto Carreño 5 1 0.4000 1 0.40000 0.00122 5 1 0.4000 1 0.40000 0.00063
Puerto Gaitán 6 1 0.3333 1 0.33333 0.00102 5 3 0.9000 58 23.80000 0.03713
Ocaña 3 0 0.0000 0 0.00000 0.00000 3 0 0.0000 0 0.00000 0.00000
Saldaña 5 0 0.0000 0 0.00000 0.00000 4 1 0.5000 6 3.00000 0.00456
Riohacha 3 0 0.0000 0 0.00000 0.00000 3 1 0.6667 1 0.66667 0.00000
Nariño 2 1 1.0000 - - - 4 0 0.5000 1 0.50000 0.00076
Barichara - - - - - - 3 2 1.0000 5 3.33333 0.00000
Silvania - - - - - - 5 2 0.9000 4 1.60000 0.00244
Tebaida - - - - - - 5 0 0.4000 2 0.80000 0.00061
Victoria - - - - - - 4 0 0.5000 1 0.50000 0.00076
Dorada - - - - - - 5 0 0.0000 0 0.00000 0.00000
Total poblaciones 43 13 0.4850 17 1.05426 0.00330 73 20 0.5320 89 4.24201 0.00691
14
3.3 Estructura y diferenciación genética
Se calculó el índice de fijación pareado (FST) para cada marcador con el fin de estimar la
divergencia genética y estructuración inter- e intraespecífica, teniendo en cuenta los
valores de referencia de Wright (Hartl & Clark, 2007; Bird et al., 2011). Los resultados
obtenidos para las 13 poblaciones evaluadas con el gen nuclear H3 (Figura 5a) indicaron
altos valores FST al comparar las diferentes poblaciones de L. geometricus con el grupo
externo ubicado en Sueva-Cundinamarca. Es necesario resaltar que, a pesar de que el
índice de fijación hallado para H3 no fue significativo, es posible observar una tendencia
hacia la estructuración intraespecífica (ver material suplementario Tabla S3).
Los resultados de la población de San Jacinto exhiben los valores más altos de FST que van
entre 0.2 y 1.0 indicando así la fijación de alelos alternativos y, por ende, una gran
diferenciación genética con respecto a las demás poblaciones. Sin embargo, se produce
una única excepción al compararla con Aipe, donde obtiene un valor negativo (-0.11111).
Un resultado negativo en este análisis se da cuando la frecuencia de heterocigotos en la
población es menor que la frecuencia de heterocigotos bajo apareamiento aleatorio,
indicando una posible endogamia (Nei & Kumar, 2000), es decir que no hay variación en
las frecuencias alélicas entre estas dos poblaciones. Asimismo, las viudas marrones de
Nariño presentan diferenciación genética moderada con dos poblaciones (FST:
Girardot=0.11111 y Cartagena=0.11765), y grande con respecto a nueve poblaciones con
valores dados entre 0.2 y 0.47368. En adición, las arañas de Puerto Carreño mostraron
estructura genética leve con tres poblaciones (FST entre 0.00339 y 0.04040), moderado
(FST: Cartagena=0.09263) y grande con dos grupos (FST: Nariño=0.28571 y San
Jacinto=0.87500) y, finalmente, la población de Puerto Gaitán indica una leve y moderada
divergencia genética con respecto a cinco poblaciones.
Con base a los resultados obtenidos para las 22 poblaciones examinadas con el marcador
mitocondrial COI, se evidencia que existe un notorio flujo genético intraespecífico entre
poblaciones (Figura 5b). Sin embargo, es posible sugerir la tendencia hacia la
estructuración poblacional en algunos casos particulares. Inicialmente, las cuatro
poblaciones extranjeras revelaron signos de divergencia genética en comparación con las
colombianas. Las arañas provenientes de Argentina exhibieron niveles de divergencia
entre moderados y grandes al compararla con 16 poblaciones de viudas marrón, pero
cabe señalar que apenas mostró una leve diferenciación en la composición alélica frente a
Hawaii (FST: 0.03704) y, no presentó variación alélica al parearse con las poblaciones
colombianas de Puerto Gaitán, Girardot, San Jacinto y Natagaima (FST entre -0.36842 y 0),
pero es necesario mencionar que ninguno de los valores obtenidos para Argentina es
15
significativo. Por lo tanto, es posible establecer que Argentina es la población extranjera
con mayor similitud genética con respecto a las viudas colombianas. Por otro lado, las
viudas procedentes de Hawaii mostraron resultados similares a los de Argentina,
generando valores altos y no significativos de FST (entre 0.29032 y 1) frente a 18
poblaciones. Sin embargo, también se encontró una leve diferencia genética con
Argentina, como se mencionó anteriormente.
En cuanto Sudáfrica, se obtuvo un mayor grado de estructuración genética con respecto a
19 poblaciones de L. geometricus. Presentó valores de FST que indican una variación alélica
moderada (FST Puerto Gaitán=0.10857 no significativa), grande (FST Argentina=0.23077 no
significativa) y fuerte (entre 0.23077 y 0.86867). Pero más importante aún, es que se
encontró evidencia de divergencia genética que conlleva a estructura poblacional dados
los resultados significativos al comparar esta población con cuatro colombianas. Así pues,
se halló que Sudáfrica presenta una importante diferencia alélica de manera significativa
con respecto a Girardot (0.36532), Puerto Carreño (0.47630), Tebaida (0.76865) y
Cartagena (0.79000), lo que evidencia la completa ausencia de flujo genético. Sin
embargo, fue la población de Florida la que mostró una fuerte variación alélica. A pesar de
que en la mayoría de los resultados obtenidos no son significativos, es de resaltar que en
su totalidad superan el umbral (FST > 0.25), según los valores de referencia establecidos
por Wright, para considerar que las poblaciones pareadas son completamente diferentes.
No obstante, Florida presentó una variación significativa con las poblaciones de Girardot
(0.54451), Puerto Carreño (0.65585), Nariño (0.92920), Dorada (0.97901) y Tatacoa (1.00),
esto permite sugerir la presencia de alguna barrera que impida el intercambio genético
con el resto de las poblaciones.
Ahora bien, al tener en cuenta únicamente a las viudas colombianas, se logró establecer
que las poblaciones más divergentes son Tebaida y San Jacinto (ver material
suplementario Tabla S4). En el caso de esta última se obtuvo en su mayoría valores altos
de FST, superiores a 0.25 lo que indicaría una fuerte diferencia genética con respecto a las
demás poblaciones, sin embargo, ninguno de ellos es significativo. Esta población muestra
similitud alélica únicamente con las poblaciones de Puerto Carreño, Girardot, Puerto
Gaitán y Argentina. Por su parte, Tebaida señala flujo genético solamente con Ocaña
(-0.19612), pero presenta variación genética no significativa leve en comparación a Puerto
Gaitán (0.00978) y Girardot (0.03843), elevada frente a 9 poblaciones con valores de FST
que oscilan entre 0.17836 y 0.23611, fuerte con Aipe (0.30368), y San Jacinto (0.59091).
Dentro de esta tendencia hacia la estructuración, destaca únicamente la diferencia alélica
de manera significativa que mostró con la Tatacoa (0.35714) y Puerto Carreño (0.08621).
16
Figura 5. Índice de fijación pareado (FST) para a. Histona 3 (H3) y, b. Citocromo Oxidasa I (COI) con 12 y 21
poblaciones de Latrodectus geometricus, respectivamente, e incluyendo el grupo externo, Parasteatoda
tepidariorum¸ localizado en Sueva (Cundinamarca).
17
Finalmente, un patrón similar se generó para el grupo de Ocaña en la cual se observa
estructuración poblacional no significativa entre moderada y fuerte con respecto a 12
poblaciones, pero presenta una fuerte diferencia genética de manera significativa frente a
la población de la Tatacoa (0.49580). Las poblaciones de Tatacoa, Dorada y Barichara
presentan patrones similares en los cuales existe cierto grado de diferenciación alélica no
significativa, pero indicaron una variación significativa de la siguiente manera: Tatacoa
frente a Nariño son moderadamente diferentes (0.06250) y Barichara tiene una gran
diferenciación con respecto a Dorada, con un valor de 0.14207 (ver material
suplementario Tabla S4).
Los resultados del test de neutralidad de D’Tajima y Fu & Li a nivel intraespecífico se
presentan en la Tabla 3 para ambos marcadores. Dado que en algunos casos se obtuvo un
bajo número de secuencias, no fue posible evaluar la totalidad de los grupos, pero se logró
calcular el estadístico D y F para H3 y COI de 9 y 15 poblaciones, respectivamente. En
ambas pruebas se evidencia el mismo patrón, con valores negativos y no significativos en
su mayoría. El estadístico D negativo y no significativo hace referencia a que dichas
poblaciones se encuentran en equilibrio de deriva-mutación. Por lo tanto, es posible
sugerir que ambos marcadores son neutrales y no afectan el fitness de las viudas (Fay &
Proschan, 2010; Gehring et al., 2012). El estadístico de D’Tajima es congruente con lo
encontrado a partir de la prueba Fu & Li, donde un F negativo indica un exceso de
polimorfismos raros en estas poblaciones lo que es consistente con un incremento en el
tamaño de la población (Gehring et al., 2012).
Solo la población de Puerto Gaitán presentó valores significativos en las dos pruebas de
neutralidad, con un D = -1.31319 y F = 1.37848, ambos negativos bajo el mtADN,
indicando que este grupo atravesó por un evento de expansión reciente. Al aplicar estos
tests a los conjuntos de datos completos, es decir 43 y 73 secuencias para cada marcador,
se obtuvo resultados que respaldan la hipótesis de que L. geometricus experimentó un
aumento en su distribución recientemente, dado por un D = -2.34276 y F = -3.44020 para
H3, y D = -2.68325 y F = -5.64987 para COI.
Ahora bien, se verificó la correlación entre las distancias genéticas y geográficas para la
totalidad de las poblaciones de L. geometricus por medio del test de Mantel, corriéndolo
por separado para cada conjunto de datos establecidos para cada marcador (ver Tabla 4).
Los resultados de esta prueba sobre el nADN permitieron descartar el aislamiento por
distancia (IBD), debido a que su resultado no fue significativo. En contraste, el resultado
obtenido para mtADN sugiere que la diferencia genética entre las distintas poblaciones se
18
explica en un 35.6% (coeficiente de relación r =0.356, p-value < 0.05) por la distancia
geográfica que las separa, dando indicios de aislamiento por distancia (IBD).
Por otro lado, la red de haplotipos construida en PopART mediante el algoritmo TCS
Network para Histona 3 se presenta en la Figura 6. Bajo este marcador se obtuvo un total
de 15 haplotipos (Figura 6c) con un solo haplotipo compartido y tres medianas inferidas.
Dicho haplotipo central (H5) comprende a 31 individuos correspondientes a 11
poblaciones (Figura 6b). Al tener en cuenta a los haplotipos únicos se observa que los
resultados fueron homogéneos, puesto que 9 de las poblaciones generaron un máximo de
dos haplotipos simples. Sin embargo, es necesario resaltar que las poblaciones de Aipe y
Nariño presentaron haplotipos únicos moderadamente diferentes y separados de H15
mediante 5 y 4 pasos mutacionales, respectivamente.
Tabla 3. Pruebas de neutralidad D’Tajima (Tajima, 1989) y Fu & Li F (Fu & Li, 1993) para los marcadores
nuclear Histona 3 (H3) con 9 poblaciones y mitocondrial, Citocromo Oxidasa I (COI), con 15 grupos de
Latrodectus geometricus; D: estadística de Tajima y F: estadístico de Fu & Li. El valor total bajo cada
marcador molecular se calculó usando los conjuntos completos de datos. Los valores significativos son
señalados con doble asterisco (**) y triple asterisco (***) para un valor p < 0.01 y <0.001, respectivamente.
Los guiones (-) presentes en algunas poblaciones hacen referencia a un número muy bajo de secuencias,
para las cuales no fue posible realizar las pruebas.
Población Histona 3 Citocromo Oxidasa I
D F D F
Aipe -0.81734 -0.79606 0.00000 1.00000
Girardot -0.78012 -0.72052 -1.19267 -1.25779
Tatacoa -1.04849 -1.05189 0.00000 1.00000
Cartagena 0.00000 0.00000 0.00000 0.00000
Puerto Carreño -0.81650 -0.77152 -0.81650 -0.77152
Puerto Gaitán -0.93302 -0.96473 -1.31319*** -1.37848**
Ocaña 0.00000 0.00000 0.00000 0.00000
Saldaña 0.00000 1.00000 -0.80861 -0.77723
Riohacha 0.00000 0.00000 0.00000 0.00000
Nariño - - -0.61237 -0.47871
Barichara - - 0.00000 0.00000
Silvania - - -1.09380 -1.11335
Tebaida - - -0.97256 -0.77152
Victoria - - -0.61237 -0.47871
Dorada - - 0.00000 1.00000
Total poblaciones -2.34276** -3.44020** -2.68325*** -5.64987**
19
Tabla 4. Resultados de Mantel test para las poblaciones de Latrodectus geometricus bajo los marcadores
nucleares Histona 3 (nADN) y Citocromo Oxidasa I (mtADN), Z: estadístico Z y r: coeficiente de correlación.
La significancia (p) para la prueba se obtuvo por medio de 10.000 permutaciones.
Marcador Z r Valor-p
Histona 3 5338.84 -0.059845 0.453100
Citocromo Oxidasa I 342887.69 0.355580 0.036900
Se encontró también, que los haplotipos H10 de Aipe y H13 de la Tatacoa están
relacionados, así como los haplotipos H12 y H15 de Cartagena con el H7 de la Tatacoa y, la
relación entre los haplotipos H11 de Puerto Carreño con respecto a H3 de Aipe y H4 de
Nariño, estos últimos se unen por una mediana inferida. Para P. tepidariorum se hallaron
dos haplotipos únicos (H1 y H2), cada uno distanciado de H5 por 49 pasos mutacionales y
unidos entre ellos mediante dos medianas inferidas (Figura 6c).
En cuanto al marcador mitocondrial COI, se obtuvo un total de 21 haplotipos (Figura 7)
que se distribuyen mediante 18 haplotipos únicos y 3 compartidos. Las poblaciones de
Silvania y Puerto Gaitán se destacaron por presentar la mayor cantidad de haplotipos
únicos, cada uno con 3 de estos, pero es necesario mencionar que solamente los
haplotipos H2 y H3 de Puerto Gaitán son significativamente diferentes, puesto que cada
uno tiene 38 y 16 pasos mutacionales respectivamente. Por otro lado, se observa un
haplotipo central (H18) que contiene a 50 individuos pertenecientes a 16 poblaciones
(Figura 7b), los haplotipos compartidos restantes son H20 que contiene a dos individuos,
uno de Sur África y el otro de Hawaii, y H16 que abarca a tres individuos de las
poblaciones de Nariño, Victoria y Tebaida.
Los dos individuos de la población de Florida se ubicaron en un solo haplotipo (H19)
separado por 15 pasos mutacionales y se encontró que está más estrechamente
relacionado con el haplotipo compartido entre Suráfrica y Hawaii (H20), separados por 11
pasos mutacionales. Por su parte, la población surafricana también exhibió un haplotipo
único con 11 pasos mutacionales, relacionado con los haplotipos H20 y H19. La población
de Argentina con dos individuos, produjo un haplotipo único (H4) distanciado de H18 por
13 pasos mutacionales, sin embargo, resalta que Argentina tiene un representante en el
haplotipo central. Como era de esperar, el P. tepidariorum se separó de manera
significativa de las poblaciones de L. geometricus por medio de un único haplotipo (H1)
con 109 pasos mutacionales. En esta red se presentaron 8 medianas inferidas conectando
diferentes haplotipos (Figura 7d), lo que implica pasos mutacionales inferidos faltantes o
20
Figura 6. Distribución de los haplotipos hallado bajo el marcador nuclear Histona 3 donde a. Representa la
frecuencia de los haplotipos para cada población, b. Acercamiento a las poblaciones de Girardot, Saldaña,
Natagaima, Desierto de la Tatacoa y Aipe y, c. Red de haplotipos construida por parsimonia estadística (TCS
Network) para las 13 poblaciones evaluadas bajo este marcador.
21
Figura 7. Distribución de los haplotipos hallado bajo el marcador nuclear Citocromo Oxidasa I donde a. Representa la frecuencia de los haplotipos para cada población, b.
Acercamiento a las poblaciones colombianas, c. Acercamiento a las poblaciones de Girardot, Silvania, Saldaña, Natagaima, Desierto de la Tatacoa, Aipe, Dorada, Tebaida y
Victoria, y d. Red de haplotipos construida por parsimonia estadística (TCS Network) para las 22 poblaciones evaluadas bajo este marcador.
22
sin muestrear (Scherz, 2016), 4 de estas permiten la relación entre las tres poblaciones
extranjeras.
Finalmente, los análisis de BARRIER (Figura 8) se ejecutaron para cada conjunto de datos
por separado, debido a que COI evaluó una mayor cantidad de localidades. Se tomaron en
cuenta las 5 primeras barreras calculadas a partir de las matrices de distancias genética
(FST) y geográfica. Así pues, se encontró que existen dos barreras en común entre los dos
marcadores denominadas como alfa (α) y beta (β). La primera de estas (α) se encuentra en
el norte del país y se extiende hacia el nororiente y posteriormente a occidente,
separando principalmente a las poblaciones de Cartagena y San Jacinto del resto de los
grupos y permite únicamente el paso de Riohacha a Cartagena. La barrera beta (β) varía
ligeramente entre nADN y mtADN, en el primer caso, Histona 3 (Figura 8a), aísla las
poblaciones de Ocaña y Puerto Gaitán, mientras que para el mtADN incluye también a
Barichara, β atraviesa la Cordillera Oriental y se extiende hacia los Llanos orientales.
La barrera gamma (γ) aparece al evaluar COI (Figura 8b), abarca solo a las poblaciones de
Tebaida y Victoria localizadas sobre la vertiente occidental de la Cordillera Central y las
separa de las poblaciones de alta montaña y las ubicadas sobre la Cordillera Oriental. Por
último, en el resultado correspondiente a H3 (Figura 8a) se genera la barrera delta (δ) que
aparta al grupo de Puerto Carreño con respecto a las demás poblaciones, y se produce
posiblemente por la gran distancia geográfica que existe entre esta y los otras localidades
muestreadas, sin embargo este resultado contrasta notablemente en comparación al
marcador mitocondrial, en la cual dicha barrera se genera de manera leve y no
significativa.
4. DISCUSIÓN
El origen evolutivo de L. geometricus ha sido un tema debatido dado que, aunque
inicialmente se describió en Colombia por Koch en 1841, por mucho tiempo se especuló
que la viuda marrón era proveniente de África (Marie & Vetter, 2015; Muslimin et al.,
2015) teniendo en cuenta los resultados de Garb et al. (2004). En este estudio, Garb y su
grupo de investigación construyeron la primera filogenia molecular al Género Latrodectus
y se encontró que L. geometricus está estrechamente relacionada con la viuda nativa
africana L. rhodesiensis, Mackay, 1972. No obstante, los autores advierten que dichos
hallazgos deben ser tomados con precaución debido a que esta inferencia se desarrolló
por medio de un fragmento muy corto de Citrocromo Oxidasa I. Posteriormente, Muslimin
et al. (2015) obtuvo resultados similares, pero cabe destacar que implementó las mismas
23
Figura 8. Triangulación de Delaunay y teselación de Voronoï del análisis de BARRIER para
a. Histona 3 y b. Citocromo Oxidasa I de Latrodectus geometricus. Los números en los
polígonos corresponden a las diferentes localidades, las barreras identificadas para los
conjuntos de datos de H3 y COI se presentan con una línea sólida de color rojo. Las cuatro
primeras barreras se denominan como α, β, γ.y δ. Las barreras adicionales se presentan
con tenues líneas rojas.
24
secuencias producidas por Garb et al. (2004).
Más allá de estas investigaciones, no se han generado evidencias contundentes para
afirmar que efectivamente L. geometricus es originaria de África. En adición, la falta de
estudios moleculares y filogenéticos de estas arañas ha conducido a que la viuda marrón
se considere como especie invasora en múltiples regiones a nivel mundial (Taucare-Ríos et
al., 2016). Bajo este orden de ideas, se han producido problemas en la conservación de L.
geometricus, puesto que los pobladores llegan a incendiar campos enteros al percatarse
de la presencia de la viuda marrón; esta reacción se produce además por el miedo a sufrir
un accidente de envenenamiento por mordedura de la viuda marrón.
Sin embargo, este estudio provee evidencia que permite sugerir que el origen evolutivo de
la viuda marrón es en realidad suramericano, y más posiblemente colombiano. Las
inferencias filogenéticas obtenidas estiman que L. geometricus surgió hace 30 mya (32.5 –
38 mya a partir de los marcadores H3 y COI, respectivamente), ubicándola en el Periodo
Paleógeno. Esta información contrasta de manera considerable con lo hallado para la
población sudafricana, la cual aparece hace 7 mya. En ambos casos, los nodos se
encuentran bien soportados (BPP>0.999), lo que permite establecer el origen
biogeográfico de L. geometricus se dio en Colombia. Se observa también que todas las
poblaciones extranjeras, evaluadas bajo el marcador mitocondrial, se agruparon en un
mismo clado y aparecen más recientemente en la reconstrucción obtenida. Los resultados
indican que L. geometricus colonizó Florida y Hawaii hace 2 mya aproximadamente,
soportados por un BPP igual a 1. Por su parte, el grupo argentino exhibe una introducción
cercana a los 8.8 mya, pero presenta una mayor relación con las poblaciones colombianas.
Esta información es congruente con lo obtenido en las redes de haplotipos, donde las
poblaciones extranjeras están relacionadas entre ellas y se separan notoriamente de las
colombianas. En particular, Florida formó un haplotipo único separado de las poblaciones
colombianas por un total de 15 pasos mutacionales y se mostró cercana a los haplotipos
de Hawaii y Sudáfrica. Esto fenómeno también se ve reflejado en los resultados obtenidos
del índice de fijación pareado (FST), en el cual las poblaciones extranjeras exhibían valores
altos indicando estructuración génica con excepción del grupo argentino, el cual mostraba
una similitud genética a las muestras colombianas. Dichos valores no fueron significativos,
pero esto podría deberse a la baja cantidad de muestras analizadas, puesto que este
índice puede verse afectado por el número de muestras evaluadas (Bird et al., 2011).
Al considerar los resultados de manera global, es factible sugerir una ruta de invasión en la
cual las viudas marrones, siendo originarias de Colombia, pudieron desplazarse hacia al
25
sur del continente y llegar hasta Argentina. Este desplazamiento fue afectado
posiblemente por la constante dinámica registrada por el establecimiento de Cordillera de
los Andes. Se conoce que este sistema de montañas inició su formación durante el
Jurásico, atravesando por dos periodos de reorganización radicales durante el Cretácico y
el Oligoceno, hace 90 y 30 mya respectivamente (Orme, 2007). Esta última, coindice con el
momento en que la viuda marrón surgió y seguramente tuvo un efecto sobre la
distribución de esta araña. La reestructuración de este sistema de montañas podría
explicar el por qué el grupo de Argentina colonizó esta región mucho después de darse el
origen de la especie. De igual forma, los resultados indican que el grupo de viudas
localizado en Florida llegó desde Sudáfrica recientemente, exhibiendo entonces un flujo
inverso. Esta introducción pudo darse mediante estrategias comportamentales de
dispersión explicadas más adelante, pero resalta que Florida tiene un escaso contacto con
las viudas sudamericanas. Aun así, no se debe descartar la posibilidad de un
desplazamiento de la viuda marrón hacia Norte América se haya visto influenciado por el
cierre del Istmo de Panamá hace 12 – 6 mya, según la hipótesis de Montes et al. (2015), ni
posibles sucesos de recolonización tanto al norte como al sur de América.
Por otro lado, el paso de L. geometricus hacia Sudáfrica pudo verse afectado por la
apertura del Océano Atlántico, la cual se dio mediante eventos diacrónicos que tuvieron
lugar desde los inicios del Jurásico hasta los mediados del Cretácico. Dichos sucesos
ocurrieron a lo largo de 12.000 km desde el margen divergente del norte de Venezuela
hasta la Meseta de las Malvinas (Orme, 2007). No obstante, hace 40 mya
aproximadamente, durante el Eoceno tardío la distancia entre Sudamérica y Sudáfrica
pudo verse reducida por la presencia de islas remanentes, permitiendo así el
desplazamiento de un continente a otro.
Ahora bien, a partir de los resultados obtenidos es posible definir que entre las
poblaciones de L. geometricus no hay barreras significativas que impidan el flujo genético,
tanto en grupos colombianos como extranjeros. Esto se ve reflejado en la baja disimilitud
y estructuración genética intraespecífica. En especial, resalta que incluso las poblaciones
extranjeras alcanzan una ligera semejanza con los grupos colombianos. Este resultado
refleja que las viudas marrones fueron capaces de dispersarse sobre barreras geográficas
como las cordilleras y evidenciando intercambio genético reciente entre poblaciones, a
pesar de la ligera tendencia hacia la estructuración encontrada.
Es posible justificar este fenómeno mediante la sinantropía característica de esta especie y
el rol que ha tenido el ser humano en la dispersión de esta araña a nivel global.
Actualmente se conoce que la fragmentación de los ecosistemas, debido a la intervención
26
antropogénica, ha sido causante de una notable reducción en la biodiversidad. Dicha
afectación al paisaje puede ser determinante para ciertas especies debido a que puede
representar una barrera que limita dramáticamente el flujo genético entre poblaciones.
Sin embargo, se conoce que algunas especies logran prosperar en áreas urbanas ya que
puede aprovechar una gran gama de recursos disponibles en estos ambientes artificiales
(Crispo et al., 2011; Johnson et al., 2015; Miles et al., 2018). En la investigación realizada
por Miles et al. (2018) se encontró que la viuda norteamericana L. mactans, puede llegar a
tener un intercambio génico mayor en áreas urbanas que rurales, lo que implica que
diferentes eventos antrópicos, como la urbanización, tiene efectos positivos en la
dispersión de estas arañas. En el caso particular de L. geometricus, se ha establecido su
preferencia por ocupar paisajes modificados y por lo tanto, es fácil reconocer como la
influencia humana le permite abarcar un extenso rango geográfico (Simó et al., 2013;
Muslimin et al., 2015). Durante el desarrollo de este proyecto, se localizaron numerosos
individuos al interior de viviendas, colegios, en plazas y parques municipales. La frecuencia
de estas arañas en zonas urbanas posiblemente indica una facilidad de la viuda marrón
para atravesar grandes distancias y sobrepasar barreras geográficas, debido a que se
establecen dentro de artefactos humanos permitiendo su desplazamiento, así como se
señala en el trabajo de Garb et al. (2004).
Por otro lado, para el Género se han reportado que varias especies presentan el
comportamiento de dispersión por aerostación (ballooning), especialmente durante sus
estadios ninfales, como lo plantea Johnson et al. (2015). Se ha demostrado que las viudas
endémicas de Nueva Zelanda, L. katipo y L. atritus, son capaces de desplazarse a través de
distancias considerables mediante aerostación sobrepasando distintas barreras como ríos,
estuarios y áreas de mar abierto, también se describió que las hembras adultas de dichas
especies pueden tolerar la exposición a agua salada por un máximo de nueve días,
sugiriendo que pueden movilizarse mediante embarcaciones o maderos flotantes
(Griffiths, 2015). Sin embargo, este comportamiento de ballooning no se ha reportado
para L. geometricus y, por lo tanto, su dispersión se adjudica principalmente a las
actividades humanas. En adición, en el estudio realizado por Nihei et al. (2004), señalan
que L. hasseltii reportada en Osaka, Japón, se desplaza más eficientemente por influencia
humana que por ballooning, en cuyo caso demuestran que el ferrocarril en las costas de
Osaka permite una mayor y más rápida expansión de esta viuda.
Cabe destacar que al ser una especie depredadora generalista, la viuda marrón puede
prosperar en los nuevos ambientes en los que se da su introducción. Se ha registrado que
L. geometricus presenta una vasta gama de presas (Guimarães et al., 2012; Taucare-Ríos &
Canals, 2015), pero resalta que esta especie en particular puede construir su tela dentro
27
de un amplio rango de altura sobre el suelo, superando los 2m (Rueda, 2018). Este
comportamiento difiere a lo encontrado con respecto a las demás especies del Género y
lo otorga una ventaja ecológica, puesto que puede alimentarse no solo de especies
rastreras sino también alcanzar especies voladoras que se encuentran sobre la vegetación.
Adicionalmente, se reportó un sobrelapamiento completo del nicho ecológico al evaluar la
coexistencia entre L. geometricus y Latrodectus sp. (Rueda, 2018), y se observó que la
viuda marrón podía ocupar zonas con condiciones abióticas variables.
No obstante, algunos de los análisis realizados en este proyecto señalaron de manera no
significativa la diferenciación entre algunas poblaciones. Esto podría ser considerado
como tendencia hacia una futura estructuración génica. Viendo los resultados en
conjunto, se podría sugerir que en Colombia las cordilleras y, en algunos casos, las sabanas
alcanzan a tener una leve influencia en la separación genética de algunos grupos. Esto se
evidencia en las poblaciones de Tebaida y San Jacinto, los cuales presentaron una marcada
tendencia hacia el aislamiento, incluso con resultados significativos. Es necesario
mencionar que este efecto puede deberse a la marcada diferencia en el muestreo y
conformación en los conjuntos de datos organizados para los dos marcadores
moleculares, donde Citocromo Oxidasa I pudo abarcar una mayor cantidad de poblaciones
incluyendo muestras extranjeras. Mientras que el muestro de Histona 3 fue muy limitado.
Finalmente, es necesario mencionar que Histona 3 es un marcador más conservador que
Citocromo Oxidasa I, este último ha producido una mayor señal y resolución en diferentes
estudios en arácnidos (Colgan et al., 1998), en comparación la información obtenida a
partir de Histona 3 es mucho más restringida.
5. CONCLUSIONES
Se encontró evidencia que soporta una nueva hipótesis sobre el origen biogeográfico
sudamericano de la viuda L. geometricus, ubicándola en Colombia hace 30 mya
aproximadamente, durante el Periodo Paleógeno, a finales del Eoceno y principios del
Oligoceno. Asimismo, se estableció la posible ruta de dispersión de la viuda marrón en la
cual alcanza el sur del continente americano (Argentina) hace 8.8 mya y coloniza Sudáfrica
hace 7 mya en el Mioceno, posteriormente se establece en Norte América hace 2 mya en
el Pleistoceno. Sin embargo, a partir de los resultados obtenidos es posible considerar que
la viuda marrón pudo haber atravesado por procesos de recolonización e introducción
tanto al norte como al sur de América, en particular se observó un flujo inverso desde
Sudáfrica hasta Florida-Estados Unidos, contrario a lo esperado. Esto podrá ser verificado
en estudios futuros.
28
Adicionalmente, se halló un escaso flujo genético entre las poblaciones extranjeras y las
colombianas. Se logró determinar que la población de Argentina presenta una mayor
similitud genética con los grupos de Colombia, pero, en contraste, Florida fue la población
con mayor estructuración genética con respecto a los demás grupos, excepto por Hawaii y
Sudáfrica. Se obtuvo que, en general, las diferentes poblaciones de la viuda marrón
atravesaron por una expansión de rango geográfico reciente, lo que coincide con la
información obtenida de baja diversidad nucleotídica y moderada diversidad haplotípica.
A pesar de los indicios de estructuración poblacional y la influencia de la distancia
geográfica sobre la diferenciación genética, es posible sugerir que no existen barreras
significativas que estén limitando el intercambio génico entre las poblaciones, pero es
necesario destacar la necesidad de evaluar más a profundidad y determinar la posibilidad
de que L. geometricus en realidad está abarcando especies crípticas.
6. AGRADECIMIENTOS
Extiendo mis más sinceros agradecimientos a mis tutores, Dra. Alexandra Rueda y Dr.
Emilio Realpe, profesor asociado de la Universidad de Los Andes, por la orientación,
apoyo, paciencia y confianza brindada durante el desarrollo de este proyecto. Agradezco
también a mis compañeros en el Laboratorio de Zoología y Ecología Acuática (LAZOEA), a
Proyecto Semilla de la Facultad de Ciencias por la financiación de este trabajo y a
GENCORE, por el subsidio otorgado para la secuenciación parcial de las muestras
implementadas para el desarrollo de esta tesis.
Quiero agradecer también a mi familia por su apoyo incondicional, a mi novio Alejandro
Quevedo por su paciencia y comprensión, por motivarme y darme ánimo en los
momentos de dificultad. También le doy gracias a mis amigos y colegas, Julián Peña, Laura
Manrique, Sebastián García, Mateo Dávila, Diego Gómez, Irene Ruano, Ángela Aristizábal,
Laura Sierra y Rafael Lozano por todos sus aportes, sugerencias y colaboración. Agradezco
también a Iván Rojas, Ana María Tellez, Leonardo Villamarin y su familia, por su enorme
colaboración durante el desarrollo de las salidas de campo y la recolección de las arañas.
Finalmente, quiero agradecer a todo el personal técnico, especialmente a Luz Marina
Pedraza, Harol Ballesteros y Angélica Cajamarca por su ayuda con el trabajo de
laboratorio. Este proyecto no se habría podido realizar sin la apoyo de todos los
mencionados anteriormente.
29
7. BIBLIOGRAFÍA
Almeida, R., Ferreira J., R. S., Chaves, C. R. & Barraviera, B. (2009). Envenomation caused
by Latrodectus geometricus in São Paulo State, Brazil: A case report. J. Venom Anim.
Toxins. Inci Trop. Dis., 15(3): 562-571.
Arnedo, M. A., Coddington, J., Agnarsson, I.& Gillespie, R. G. (2004). From a comb to a
tree: Phylogenetic relationships of the comb-footed spiders (Araneae, Theridiidae)
inferred from nuclear and mitochondrial genes. Molecular Phylogenetics and
Evolution, 31(1): 225-245.
Astrin, J. J., Höfer, H., Spelda, J., Holstein, J., Bayer, S., Hendrich, L., Huber, B. A., Kielhorn,
K. H., Krammer, H. J., Lemke, M., Monje, J. C., Morinière, J., Rulik, B., Peterson, M.,
Janssen, H. & Muster, C. (2016). Towards a DNA Barcode reference database for
spiders and harvestmen of Germany. PLOSONE, 11(9), doi
10.1371/journal.pone.0162624
Blagoev, G. A., deWaard, J. R., Ratnasingham, S., deWaard, S. L., Lu, L., Robertson, J.,
Telfer, A. C. & Hebert, P. D. N. (2015). Untangling taxonomy: a DNA barcode
reference library for Canadian spiders. Molecular Ecology Resources, 16: 325-341.
Benoit, P. L. G. (1969). Presence et survie d'araignés du genre Latrodectus Walck. En
Europe occdientales. Bull. Ann. Soc. Ent. Belg, 105: 229-233.
Bird, C. E., Karl, S. A., Smouse, P. E. & Toonen, R. J. (2011). Detecting and measuring
genetic differentiation en C. Held, S. Koenemann & C. D. Schubart (Eds.),
Phylogeography and Population Genetics in Crustacea (1ra. Ed., pp. 31-57). CRC
Press: Taylor & Francis Group.
Brown, K. S., Necaise, J. S. & Goddard, J. (2008). Additions to the Known U.S. Distribution
of Latrodectus goemetricus (Araneae: Theridiidae). Journal of Medical Entomology,
45: 959-962.
Cassens, I., Mardulyn, P. & Milinkovitch, M. C. (2005). Evaluating intraspecific “network”
construction methods using simulated sequence data: Do existing algorithms
outperform the Global Maximum Parsimony approach?. Syst. Biol., 54(3): 363-372.
Chamberlin, R. V. & Ivie, W. (1935). The black widow spider and its varieties in the United
States. Bulletin of the University of Utah, Vol. 25(8), Biological Series, 3(1), 1-29.
Colgan, D. J., McLauchlan, A., Wilson, G. D. F., Livingston, S. P., Edgecombe, G. D.,
Macaranas, J., Cassis, G. & Gray, M. R. (1998). Histone H3 and U2 snRNA DNA
sequences and arthropod molecular evolution. Australian Journal of Zoology, 46:
419-437.
Crispo, E., Moore, J. Lee-Yaw, J.A., Gray, S. M. & Haller, B. C. (2011). Broken barriers:
Human-induced changes to gene flow and introgression in animals. BioEssays, 33(7):
508-518.
30
Danielsen, D. W. R., Clarke, D. E., Valle, S. J., Ansalmo, A. A., Vincent, L. S. & Vetter, R.S.
(2014). Natural egg sac clutch size of the Brown Widow Spider, Latrodectus
geometricus (Araneae: Theridiidae) in Southern California. Bull Southern California
Acad. Sci., 113(2): 100-102.
Drummond, A. J. & Rambaut, A. (2007). BEAST: Bayesian Evolutionary Analysis by
Sampling Trees. BMC Evolutionary Biology, 31(3): 1127-1142.
Dunlop, J. A., Penney, D. & Jekel, D. (2009). A summary list of fossil spiders. In Platnick, N.
I. (ed.) The workd spider catalog, v. 10.0. American Museum of Natural History.
Edgar, R. C. (2004). MUSCLE: A multiple sequence aligment method with reduced time and
space complexity. BMC Bioinformatics, 5(113), doi7 10.1186/1471-2105/5/113
Ersts, P. J. (2011). Geographic Distance Matrix Generator (version 1.2.3). American
Museum of Natural History, Center for Biodiversity and Conservation.
http://biodiversityinformatics.amnh.org/open_source/gdmg
Excoffier, L., Laval, G. & Schneider, S. (2005). Arlequin ver. 3.0: An integrated software
package for population genetics data analysis. Evolutionary Bioinformatics Online, 1:
47-50.
Fay, M. P. & Proschan, M. A. (2010). Wilcoxon-Mann-Whitney or t-test? On assumptions
for hypothesis tests and multiple interpretations of decision rules. Stat. Surv., 4: 1-39.
Folmer, O., Black, M., Hoeh, W., Lutz, R. & Vrijenhoek, R. (1994). DNA primers for
amplification of mitochondrial cytochrome oxidase subunit I from diverse metazoan
invertebrates. Molecular Marine Biology and Biotechnology, 3: 294-299.
Fu, Y. X. & Li, W. H. (1993). Statistical tests of neutrality of mutations. Genetics, 133: 693-
709.
Garb, J. E., González, A. & Gillespie, R. G. (2004). The black widow spider genus
Latrodectus (Araneae: Theridiidae): Phylogeny, biogeography, and invasion history.
Molecular Phylogenetics and Evolution, 31: 1127-1142.
Garb, J. E. & Gillespie, R. G. (2009). Diversity despite dispersal: colonization history and
phylogeography of Hawaiian crab spiders inferred from multilocus genetic data.
Molecular Ecology, 18: 1746-1764.
García-Villafuerte, M. A. (2006). A new fossil Episinus (Araneae, Theridiidae) from tertiary
Chipas amber, Mexico. Revista Ibérica de Aracnología, 13:121-124.
Gehring, P. S., Pabijan, M., Randrianirina, J. E., Glaw, F. & Vences, M. (2012). The influence
of riverine barriers on phylogeographic patterns of Malagasy reed frogs (Heterixalus).
Molecular Phylogenetics and Evolution, 64: 618-632.
Griffiths, J. W. (2001). Web site characteristics, dispersal and species status of New
Zealand’s katipo spiders, Latrodectus katipo and L. atritus. Lincoln University (Trabajo
de tesis PhD).
31
Guimarães, I. C., Marques da Silva, H. & Antonialli J., W. F. (2012). Aggregation Behavior in
Spiderlings: a Strategy for Increasing Life Expectancy in Latrodectus geometricus
(Araneae: Theridiidae). Sociobiology, 59(2): 463-475.
Hartl, D. & Clark, A. G. (2007). Principles of Population Genetics. (4ta. Ed.). Sunderland,
MA: Sinauer Associates.
Johnson, J. C., Halpin, R., Stevens, D. Vannan, A., Lam, J. & Bratsch, K. (2015). Individual
variation in ballooning dispersal by black widow spiderlings: The effects of family and
social rearing. Current Zoology, 61(3): 520-528.
Keegan, H. L., Blauw, A. S. & Anderson, R. I. (1950). Latrodectus geometricus Koch on
Luzon. Am. J. Trop. Med., 1-30(6): 901-907.
Kearse, M., Moir, R., Wilson, A., Stones-Havas, S., Cheung, M., Sturrock, S., Buxton, S.,
Cooper, A., Markowitz, S., Duran, C., Thierer, T., Aschton, B., Meintjes, P. &
Drummond, A. (2012). Geneious Basic: An integrated and extendible desktop
software platform for the organization and analysis of sequence data. Bioinformatics,
28(12): 1647-1649.
Leigh, J. W. & Bryant, D. (2015). PopART: Full-feature software for haplotype network
construction. Methods Ecol. Evol., 6(9): 1110-1116.
Levi, H. W. (1967). Cosmopolitan and pantropical species of theridiid spiders (Araneae:
Theridiidae). Pacific Insects, 9(2): 175-186.
Levy, G. & Amitai, P. (1983). Revision of the widow spiders-genus Latrodectus (Araneae:
Theridiidae) in Israel. Zoological Journal of the Linnean Society, 71: 39-63.
Librado, P. & Rozas, J. (2009). DnaSP v5: A software for comprehensive analysis of DNA
polymorphism data. Bioinformatics, 25(11): 1451-1452.
Liu, J., May-Collado, L. J., Pekár, S. & Agnarsson, I. (2015). A revised and dated phylogeny
of cobweb spiders (Araneae, Araneoidea, Theridiidae): A predatory Cretaceous
lineage diversifying in the era of the ants (Hymenoptera: Formicidae). Mol.
Phylogenet. Evol., http://dx.doi.org/10.1016/j.ympev.2015.09.023
Lotz, L. N. (1994). Revision of the genus Latrodectus (Araneae: Theridiidae) in Africa.
Navors. Nasionale Mus. Bloemfointein, 10: 1-60.
Luo, Y, Goh, S. P., Li, D., Gonzaga, M. O., Santos, A. J., Tanikawa, A., Yoshida, H., Haddad, C.
R., May-Collado, L. J., Gregoriž, Turk, E., Kuntner, M. & Agnarsson, I. (2020). Global
Diversification of Anelosimus Spiders driven by Long-Distance overwater dispersal
and Neogene Climate Oscillations. Systematic Biology.
Mackay, I. R. (1972). A new species of widow spider (genus Latrodectus) from southern
Africa (Araneae: Theridiidae). Psyche, Cambridge, 79: 236-242.
Manni, F., Guerard, E. & Heyer, E. (2004). Geographic patterns of (genetic, morphologic,
linguistic) variation: How barriers can be detected by using Monmonierʼs algorithm.
Human Biology, 76(2): 173-190.
32
Marie, J. & Vetter, R. S. (2015). Establishment of the Brown Widow Spider (Araneae:
Theridiidae) and Infestation of its Egg Sacs by a Parasitoid, Philolema latrodecti
(Hymenoptera: Eurytomidae), in French Polynesia and the Cook Islands. Journal of
Medical Entomology, doi 10.1093/jme/tvj127
Miles, L., Newton, A. C., DeFries, R. S., Ravilious, C., May, I., Blyth, S., Kapos, V. & Gordon,
J. E. (2006). A global overview of the conservation status of tropical dry forests.
Journal of Biogeography, 33: 491-505.
Miles, L. S., Chadwick-Johnson, J., Dyer, R. J. & Verrelli, B. C. (2018). Urbanization as a
facilitator of gene flow in a human health pest. Molecular Ecology, 27: 3219-3230.
Montes, C., Cardona, A., Jaramillo, C., Pardo, A., Silva, J. C., Valencia, V., Ayala, C., Pérez-
Angel, L. C., Rodriguez-Parra, L. A., Ramirez, V., Niño, H. (2015). Middle Miocene
closure of the Central American Seaway. Science, 348: 226-229.
Muslimin, M., Wilson, J. J., Ghazali, A. R. M., Braima, K. A., Jeffery, J., Wan-Nor, F., Alaa-
Eldin, M. E., Mohn-Zind, S. W., Wang-Yusoff, W. S., Norma-Rashid, Y., Lau, Y. L.,
Rohela, M. & Abdul-Aziz, N. M. (2015). First report of brown widow spider sightings
in Peninsular Malasya and notes on its global distributions. Journal of Venomous
Animals and Toxins including Tropical Diseases, 21(1), doi 10.1186/s40409-015-010-2
Nei, M. & Kumar, S. (2000). Molecular Evolution and Phylogenetics. (1ra. Ed.). Inglaterra,
Nueva York: Oxford University Press.
Nihei, N., Yoshida, M., Kaneta, H., Shimamura, R. & Kobayashi, M. (2004). Analysis on the
dispersal pattern of newly introduced Latrodectus hasseltii (Araneae: Theridiidae) in
Japan by Spider Diagram. Journal Med. Entomol., 41(3): 269-276.
Ono, H. (1995). Records of Latrodectus geometricus (Araneae: Theridiidae) from Japan.
Acta Arachnol., 44: 167-170.
Orme, A. R. (2007). The Tectonic Framework of South America. En T. T. Veblen, K. R. Young
& A. R. Orme (Ed), The Physical Geography of South America (pp. 3-22). Nueva York:
Oxford University Press
Paradis, E. (2018). Analysis of haplotype networks: the randomized minimum spanning
tree method. Methods Ecol Evol., 9: 1308-1317.
Pinter, L. W. (1980). The widow spiders of Hawaii. Proceedings Third Conference in Natural
Sciences Hawaii Volcanoes National Park, University of Hawaii at Manoa, Hawaii
Volcanoes National Park, pp. 265.
Pizano, C., Cabrera, M. & García, H. (2014). Bosque Seco Tropical en Colombia:
Generalidades y contexto. En C. Pizano & H. García (Ed), El Bosque Seco Tropical en
Colombia (pp. 37-47). Bogotá D.C., Colombia: Instituto de Investigación de Recursos
Biológicos Alexander von Humboldt.
Portillo-Quintero, C. A. & Sánchez-Azofeifa, G. A. (2010). Extent and conservation of
tropical dry forests in the Americas. Biological Conservation, 143: 144-155.
33
Posada, D. (2008). JModelTest: Phyogenetic model averaging. Molecular Biology and
Evolution, 25(7): 1253-1256.
R Core Team (2018). R: A language and environment for statistical computing. R Fundation
for Statistical Computing, Vienna, Austria. URL https://www.r-project.org/
Raven, R. J. & Gallon, J. A. (1987). The redback spiders. Covacevich J., Davie, P., Peams, J.
(EDS), Toxic Plants and Animals. A Guide for Australia. Queensland Museum,
Brisbane, pp 307-311.
Reyes-Lugo, M., Sánchez, T., Finol, H. J., Sánchez, E. E., Suáarez, J. A., Guerrero, B. &
Rodríguez-Acosta, A. (2009). Neurotoxic activity and ultrastructural changes in
muscles caused by the Brown Widow Spider Latrodectus geometricus Venom. Rev.
Inst. Med. Trop. S. Paulo, 51(2): 95-101.
Rodríguez-Vargas, A. L. (2012). Comportamiento general de los accidentes provocados por
animales venenosos en Colombia, 2006-2010. Revista Salud Pública, 14(6): 1005-
1013.
Rambaut, A., Drummond, A. J. & Suchard, M. (2014). TRACER v 1.6. Institute of
Evolutionary Biology, University of Edinburgh.
Rueda, A., Realpe, E. & Uribe, A. (2017). Toxicity evaluation and initial characterization of
the venom of a Colombian Latrodectus sp. Toxicon, 125: 53-58.
Rueda, A. (2018). Systematics, toxins, parasitoids, and niche: An integrative approach to
the study of a new black widow spider in Colombia. Universidad de Los Andes
(Trabajo de tesis PhD).
Scherz, M. D. (2016). Haplotypes and Understanding Haplotypes Networks. The Travelling
Taxonomist de https://markscherz.tumblr.com/post/80597912898/haplotypes-and-
understanding-haplotype-networks
Simó, M., Rocha-Dias, M., Jorge, C., Castro, M., Alves-Dias, M. & Laborda, A. (2013).
Habitat, redescription and distribution of Latrodectus geometricus in Uruguay
(Araneae: Theridiidae). Biota Neotrop., 13(1): 371-375.
Su, Y. C. & Smith, D. (2014). Evolution of host use, group-living and foraging behaviours in
kleptoparasitic spiders: molecular phylogeny of Argyrodinae (Araneae: Theridiidae).
Invertebrate Systematics, 28: 415-431.
Tajima, F. (1989). Statistical method for testing the neutral mutation hypothesis by DNA
polymorphism. Genetics, 123: 585-595.
Taucare-Ríos, A. & Canals, M. (2015). Feeding habits of the brown widow spider
Latrodectus geometricus (Araneae: Theridiidae) in northern Chile. Revista Ibérica de
Aracnología, No. 27: 155-158.
Taucare-Ríos, A., Bizama, G. & Bustamante, O. (2016). Using global and regional Species
Distributions Models (SDM) to infer the invasive stage of Latrodectus geometrus
(Araneae:Theridiidae) in the Americas. Enviromental Entomology, 00(00): 1-7.
34
Templeton, A. R., Crandall, K. A. & Sing, C. F. (1992). A cladistic analysis of phenotypic
associations with haplotypes inferred from restriction endonuclease mapping and
DNA sequence data. III. Cladogram estimation. Genetics, 132(2): 619-633.
Ulloa, K. & Jacobo, R. (2013). Distribución actual y potencial de las poblaciones del género
Latrodectus (Araneae: Theridiidae) en Ecuador. Pontificia Universidad Católica del
Ecuador (Trabajo de tesis no publicado).
Woolley, S. M., Posada, D. & Crandall, K. A. (2008). A Comparison of Phylogenetic Network
Method Using Computer Simulation. PLoS ONE, 3(4): 1-12.
World Spider Catalog (2020). World Spider Catalog: Version 20.5. Natural History Museum
Bern, online at http://wsc.nmbe.ch doi 10.24436/2
35
8. MATERIAL SUPLEMENTARIO
Tabla S1. Reporte de especímenes disponibles por localidad.
Especie País Departamento Localidad Voucher H3 COI Concatenado Autor
L. geometricus Colombia Bolívar Cartagena 82 X X X Rueda, 2018/Este estudio
121 X X X Rueda, 2018/Este estudio
122 X X X Rueda, 2018/Este estudio
San Jacinto 173 X X X Este estudio
Caldas La Dorada 255 X Este estudio
256 X Este estudio
257 X Este estudio
258 X Este estudio
259 X Este estudio
Cundinamarca Girardot 15 X Rueda, 2018/Este estudio
117 X X X Rueda, 2018/Este estudio
118 X X X Rueda, 2018/Este estudio
119 X X X Rueda, 2018/Este estudio
120 X X X Rueda, 2018/Este estudio
Silvania 77 X Rueda, 2018/Este estudio
188 X Rueda, 2018/Este estudio
189 X Rueda, 2018/Este estudio
190 X Rueda, 2018/Este estudio
204 X Rueda, 2018/Este estudio
Guajira Riohacha 114 X X X Rueda, 2018/Este estudio
115 X X X Rueda, 2018/Este estudio
116 X Rueda, 2018/Este estudio
211 X Rueda, 2018/Este estudio
Huila Aipé 132 X X X Rueda, 2018/Este estudio
133 X X X Rueda, 2018/Este estudio
36
134 X X Rueda, 2018/Este estudio
135 X Rueda, 2018/Este estudio
136 X Rueda, 2018/Este estudio
Des. Tatacoa 30 X X Rueda, 2018/Este estudio
32 X X Rueda, 2018/Este estudio
34 X X Rueda, 2018/Este estudio
36 X X Rueda, 2018/Este estudio
37 X X Rueda, 2018/Este estudio
Meta Puerto Gaitán 130 X X Rueda, 2018/Este estudio
131 X Rueda, 2018/Este estudio
197 X X Rueda, 2018/Este estudio
198 X X Rueda, 2018/Este estudio
199 X X Rueda, 2018/Este estudio
200 X X Rueda, 2018/Este estudio
Nariño Río Juanambú 142 X X Rueda, 2018/Este estudio
144 X Rueda, 2018/Este estudio
145 X Rueda, 2018/Este estudio
150 X X Rueda, 2018/Este estudio
Norte de Santander Ocaña 78 X X Rueda, 2018/Este estudio
79 X X Rueda, 2018/Este estudio
96 X X Rueda, 2018/Este estudio
Quindío La Tebaida 250 X Este estudio
251 X Este estudio
252 X Este estudio
253 X Este estudio
254 X Este estudio
Santander Barichara 59 X Rueda, 2018/Este estudio
215 X Rueda, 2018/Este estudio
216 X Rueda, 2018/Este estudio
Tolima Natagaima 168 X X Rueda, 2018/Este estudio
37
169 X X X Rueda, 2018/Este estudio
Saldaña 192 X X X Rueda, 2018/Este estudio
193 X X X Rueda, 2018/Este estudio
194 X X X Rueda, 2018/Este estudio
195 X X X Rueda, 2018/Este estudio
196 X Rueda, 2018/Este estudio
Valle del Cauca La Victoria 246 X Este estudio
247 X Este estudio
248 X Este estudio
249 X Este estudio
Vichada Puerto Carreño 125 X X X Rueda, 2018/Este estudio
126 X X X Rueda, 2018/Este estudio
127 X X X Rueda, 2018/Este estudio
128 X X X Rueda, 2018/Este estudio
129 X X X Rueda, 2018/Este estudio
Argentina Santiago del Estero Santiago del Estero 016 X Rueda, 2018
X Rueda, 2018
Estados Unidos Florida 033 X Rueda, 2018
034 X Rueda, 2018
Hawaii Honolulu - X Garb et al. 2004
Sudáfrica Gauteng Roodeport 097 X Rueda, 2018
099 X Rueda, 2018
TOTAL 45 75
P. tepidariorum Colombia Cundinamarca Sueva (outgroup) 179 X X X Este estudio
180 X X X Este estudio
38
Tabla S2. Secuencias implementadas en este estudio extraídas de GenBank.
Especie Códigos acceso GenBank
Autor H3 COI
Steatoda bipunctata - HM411715 Blagoev et al. 2016
- HM411716 Blagoev et al. 2016
AY231014 - Arnedo et al. 2004
Episinus angulatus - KY269854 Astrin et al. 2016
- KY269682 Astrin et al. 2016
AY231001 - Arnedo et al. 2004
Argyrodes argyrodes - KF638188 Casquet & Christophe, sin publicar
- KF638189 Casquet & Christophe, sin publicar
MK958240 - Luo et al. 2020
Latrodectus rhodesiensis - AY383058 Garb et al. 2004
- AY383079 Garb et al. 2004
39
Tabla S3. Resultados de índice de fijación pareado (FST) a nivel intraespecífico con base a las secuencias de Histona 3 (H3), entre 12 poblaciones de
Latrodectus geometricus e implementando como grupo externo a Parasteatoda tepidariorum (Sueva-Cundinamarca). Los valores señalados con
doble asterisco (**) son significativos, con un valor-p < 0.05.
Poblaciones 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
1 Sueva 0.00000
2 Aipe 0.87861 0.00000
3 Nariño 0.92453 -0.18768 0.00000
4 Girardot 0.95152 0.00000 0.11111 0.00000
5 Tatacoa 0.96553** 0.02010 0.22261 0.01460 0.00000
6 San Jacinto 0.92593 -0.11111 0.20000 0.46667 0.66667 0.00000
7 Puerto Carreño 0.97794 0.02901 0.28571 0.04040 0.00000 0.87500 0.00000
8 Puerto Gaitán 0.98136** 0.10008 0.43017 0.07538 0.02185 0.89474 0.00339 0.00000
9 Ocaña 0.97374 -0.09091 0.25000 -0.09091 -0.13208 1.00000 -0.13208 -0.15385 0.00000
10 Saldaña 0.98416** 0.06250 0.47368 0.06250 0.00000 1.00000 0.00000 -0.03448 0.00000 0.00000
11 Cartagena 0.95658 -0.06526 0.11765 -0.01961 -0.25937 0.63636 0.09263 0.13333 0.00000 0.18919 0.00000
12 Natagaima 0.96078 -0.26316 0.00000 -0.26316 -0.29032 1.00000 -0.29032 -0.30435 0.00000 0.00000 -0.20000 0.00000
13 Riohacha 0.97374 -0.09091 0.25000 -0.09091 -0.13208 1.00000 -0.13208 -0.15385 0.00000 0.00000 0.00000 0.00000
40
Tabla S4. Resultados de índice de fijación pareado (FST) a nivel intraespecífico con base a las secuencias de Citocromo Oxidasa subunidad I (COI), en 21 poblaciones de Latrodectus geometricus, 17 colombianas y 4 extranjeras (Argentina, Florida,
Hawaii y Sudáfrica) e implementando como grupo externo a Parasteatoda tepidariorum (Sueva-Cundinamarca). Los valores señalados con doble asterisco (**) son significativos, con un valor-p < 0.05.
Poblaciones 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21
1 Sueva 0.00000
2 Aipe 0.99565 0.00000
3 Nariño 0.98596 0.00000 0.00000
4 Girardot 0.91020** -0.05263 -0.04926 0.00000
5 Tatacoa 0.99651** 0.00000 0.06250** 0.00000 0.00000
6 San Jacinto 0.98276 1.00000 0.57143 -0.40426 1.00000 0.00000
7 Puerto Carreño 0.93780 -0.05263 -0.03818 -0.19048 0.00000 -0.189919 0.00000
8 Puerto Gaitán 0.80822** -0.04633 -0.05111 -0.01389 0.00649 -0.68132 -0.00305 0.00000
9 Ocaña 0.98647 0.42857 0.18483 -0.07642 0.49580** 0.66667 -0.04080 -0.11658 0.00000
10 Saldaña 0.97641 0.00000 -0.02857 -0.04023 0.06250 0.29412 -0.02695 -0.06156 0.09677 0.00000
11 Cartagena 0.99420 0.00000 -0.09091 -0.13208 0.00000 1.00000 -0.13208 -0.12583 0.33333 -0.09091 0.00000
12 Natagaima 0.98701 0.38462 -0.06024 -0.25642 0.47368 0.71429 -0.24058 -0.27532 0.19512 -0.14286 0.25000 0.00000
13 Riohacha 0.99036 0.11111 -0.03704 -0.12113 0.18919 0.77778 -0.11594 -0.12113 0.25000 -0.05983 0.00000 0.04545 0.00000
14 Barichara 0.97511 0.11111 0.03943 -0.08393 0.18919 0.28571 -0.06489 -0.11899 0.12500 -0.14634 0.00000 -0.11290 0.00000 0.00000
15 Silvania 0.98267** -0.05263 -0.00806 -0.00529 0.00000 0.50000 -0.00746 0.00610 0.13669 0.01163 -0.13208 -0.11111 -0.07143 0.04070 0.00000
16 Tebaida 0.98405 0.30368 0.18975 0.03846 0.35714** 0.59091 0.08621** 0.00978 -0.19612 0.18756 0.23077 0.17836 0.22456 0.21132 0.20833 0.00000
17 Victoria 0.98915** 0.00000 -0.11111 -0.04573 0.06250 0.71429 -0.04258 -0.04955 0.23596 0.00000 0.09091 0.00000 -0.01961 0.05691 -0.08911 0.20561 0.00000
18 Dorada 0.99373** -0.05263 0.03481 -0.00592 0.00000 0.87500 0.00000 0.00386 0.27711 0.04676 -0.13208 0.17197 0.04070 0.14207** 0.00000 0.23611 0.02542 0.00000
19 Argentina 0.93304 0.38462 0.29114 -0.01044 0.47368 -0.36842 0.07272 -0.13724 0.23784 0.22124 0.25000 0.00000 0.22289 0.14078 0.32039 0.38377 0.31915 0.43716 0.00000
20 Florida 0.99138 1.00000 0.92920** 0.54451** 1.00000** 1.00000 0.65585** 0.25073 0.94470 0.86592 1.00000 0.96774 0.97108 0.86813 0.90148 0.91334 0.95190 0.97901** 0.60606 0.00000
21 Hawaii 0.98305 1.00000 0.88235 0.29032 1.00000 1.00000 0.46341 -0.15038 0.89744 0.77778 1.00000 0.92000 0.94595 0.75610 0.84615 0.86567 0.92000 0.96721 0.03704 1.00000 0.00000
22 Sudáfrica 0.96203 0.83862 0.75499 0.36532** 0.86867 0.51724 0.47630** 0.10857 0.73556 0.68317 0.79000** 0.66667 0.75806 0.64857 0.74790 0.76865** 0.78142 0.84232 0.23077 0.63158 -1.00000