colonizaciÒn y degradaciÒn bacteriana sobre carcazas de …

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Profesor Patrocinante: Dr. Ricardo Giesecke Astorga Instituto de Ciencias Marinas y Limnologicas Facultad de Ciencias de la Universidad Austral de Chile

Profesor Co-patrosinante: Dr. Humberto Gonzalez Estay Instituto de Ciencias Marinas y Limnologicas Facultad de Ciencias de la Universidad Austral de Chile

COLONIZACIÒN Y DEGRADACIÒN BACTERIANA SOBRE CARCAZAS DE COPÈPODOS BAJO DIFERENTES

SALINIDADES DENTRO DEL SISTEMA ESTUARINO DEL RÌO VALDIVIA

Tesis de Grado presentada como parte de los requisitos para optar al grado de Licenciado en Biología Marina y Título Profesional de Biólogo Marino.

TOMÀS VALLEJOS BOSSEN

VALDIVIA - CHILE

2016



PRESENTACIÓN DEL PROBLEMA Y DISCUSIÓN BIBLIOGRÁFICA

La materia orgánica (MO) representa un componente dinámico el cual interactúa a través

de la geosfera, hidrosfera y biosfera, y como tal, posee el potencial de influenciar el ciclo global del carbono (Farrington, 1992). Los flujos globales de carbono de los 30 mayores ríos del mundo identifican un flujo de carbono orgánico disuelto (COD) terrestre como la mayor transferencia de carbono reducido desde la tierra al océano (0.25 PgC año –1), con un transporte de carbono orgánico particulado (COP) estimado en 0.18 PgC año–1 (Battin et al, 2008). Donde la mayor parte del carbono orgánico terrestre es remineralizado a CO2 antes de llegar al sedimento marino (Galy et al., 2008).

Los sistemas estuarinos son una ruta obligada de los flujos de carbono antes de su llegar al mar. Sistemas que se distinguen por poseer fuertes gradientes físicos, químicos, y biológicos que ocurren cuando el rio se encuentra con el mar, modificando la actividad biológica del sistema (Barcina et al., 1997; Giovannoni y Rappe, 2000), el flujo de agua, y el transporte de detrito (Kjerfve, 1989). En donde en un estuario con régimen estacional con mayor descarga de agua dulce durante el invierno como es el caso del estuario del rio Valdivia (Garcés-Vargas et al., 2013). Los procesos en los cuales la calidad y cantidad de MO son transformadas se encuentran en constante modificación debido no solo por su heterogeneidad ambiental sino también por la presión antropogénica y los efectos del cambio climático, afectando la salud ecosistémica y el desarrollo de las comunidades biológicas. El balance entre la auto- y heterotrofia dentro de los estuarios cambia por la actividad antropogénica en una vía difícil de identificar debido a las respuestas antagónicas (Smith y Hollibaugh, 1993; Middelburg et al., 1995; Schlesinger, 1997). Aunque sabemos que el continuo ingreso de nutrientes lleva a la eutrofización (Lohrenz et al., 1997). Los sistemas estuarino-costeros se caracterizan por poseer un fuerte desbalance hacia la heterotrofia, donde la respiración excede la producción primaria neta durante gran parte del año (Heip et al., 1995; Gattuso et al., 1998; Gazeau et al., 2005). De hecho, estudios biogeoquímicos asociados a CO2, con énfasis en ecosistemas estuarino-costeros, muestran que la respiración total es más alta que la producción primaria total (Hopkinson, 1985; Menzel, 1993; Griffith y Pomeroy, 1995), siendo improbable que estas áreas actúen como un sumidero de CO2 atmosférico (Pomeroy et al., 1993). Efectivamente estimación reciente de respiración fluvial desde ríos a través de estuarios equivale a 1.55 PgC año–1 y representa una heterotrofia global neta de 0.32 PgC año-1 (Battin et al., 2008). Donde la fracción biológicamente lábil de la MO puede ser remineralizada en parte o en su totalidad (Ittekkot, 1988; Hopkinson et al., 1997; Moran et al., 1999). Existiendo una sobrestimación del ingreso neto de carbono orgánico transportado por los ríos que llega al océano.

El bacterioplancton juega un rol clave dentro de estos sistemas acuáticos al usar la MO



(mayormente en su forma disuelta), antes de que llegue al mar (Broecker et al., 1993; Pernetta y Milliman, 1995), siendo el componente biológico más abundante e importante en la conversión y remineralización de MO en la biosfera (Broecker et al., 1993; Pernetta y Milliman, 1995). Capaces de procesar una porción significativa de la producción primaria neta dentro de los sistemas acuáticos (e.g., Cole et al., 1988) al utilizar COP y COD como sustrato (Hagström y Larsson, 1979; Middelboe et al., 1995; Simon et al., 2002). La MO es transformada en biomasa bacteriana (producción secundaria) y por procesos de mineralización del carbono orgánico a CO2 y liberación de nutrientes orgánicos. Por lo que comprender la magnitud de ambas vías en sistemas acuáticos es un paradigma clave en la ecología bacteriana contemporánea (Pernetta y Milliman, 1995; Duarte y Cebriá, 1996).

Un tipo común de MO particulada lábil encontrado en los estuarios es el zooplancton muerto, el cual representa uno de los componentes biológicos más abundantes de los sistemas acuáticos (Elliott y Tang, 2010), y persistencia en la columna de agua de los estuarios se encuentra bien documentada (Wheeler, 1967; Dubovskaya et al., 2003; Tang et al., 2006). Donde las carcasas del zooplancton muerto pueden llegar a ser una parte significativa de los flujos de materia orgánica proveyendo una ruta alternativa para la regeneración de nutrientes, el reciclaje elemental, y la producción microbiana en ambientes acuáticos (Harding, 1973; Lee y Fisher 1992; Reinfelder et al., 1993). En las costas de Chile el copépodo Acartia tonsa (Dana, 1849) constituye un eslabón clave en la transferencia de materia orgánica y energía a través de la cadena alimenticia en el sistema pelágico del sistema costero de la corriente de Humboldt (OBIS 2015), sin embargo, la magnitud en la que contribuye a los flujos de carbono se encuentra escasamente comprendidos. Dicha especie puede llegar a soportar rangos de salinidades desde 5 ‰ (Davies, 1944; Cervetto, 1987) hasta 30 ‰ (Lance, 1963; Brylinski, 1981; Sobral, 1985; Gaedke, 1990). Incluso hay trabajos que mencionan que Acartia

tonsa puede tolerar salinidades de 0 ‰ (Cronin et al., 1962) a 52 ‰ (Rey et al., 1991). Dentro de un sistema estuarino las partículas como también la forma disuelta de la MO están sujetas a diversos cambios que inducen al particionamiento de la MO entre fases de particulada y disuelta, cambiando su composición y dergadabilidad (Heip et al., 1995). Las partículas poseen un largo periodo de residencia en los estuarios, promoviendo que un mayor volumen de carbono orgánico sea reciclado dentro del estuario pasando por diversos ciclos de deposición, resuspensión, erosión, y oscilaciones óxicas y anóxicas (Heip et al., 1995). Lo que acoplado a una alta labilidad asegura un rol esencial en la disponibilidad, transporte, ciclos, y destino de los componentes químicos en ambientes acuáticos (Uher et al., 2001). El mayor control sobre le particionamiento de los constituyentes químicos dentro de los estuarios son inducidos principalmente por la salinidad del medio y por la composición y concentración de la MOP (Turner, 1996).



Los efectos de la salinidad sobre el particionamiento de los constituyentes químicos incluyen efectos competitivos, complejantes, y electroetrictivos (Gschwend y Schwarzenbach, 1992), y la modificación de las propiedades de adsorción por la interacción entre la superficie de las partículas y las sustancias disueltas de los iones del agua marina (Turner y Rawling, 2001). Esta gran fuerza iónica causa cambios biogeoquímicos y composicionales de la MO disuelta, facilitando la degradación bacteriana (Kerner, 2003), y por ello las comunidades microbianas estuarino-costeras estarían mejor adaptadas y poseerían mayores tasas de degradación que las comunidades de agua dulce llevando a una mejor utilización bacteriana (Fellman et al., 2010). Del mismo modo el aumento de la diversidad microbiana ha mostrado poseer un potencial de síntesis extracelular mayor, y por lo mismo una mejor metabolización del a MOD (Stepanauskas et al., 1999). Sin embargo, otros estudios no han mostrado diferencias significativas en la utilización del COD entre comunidades de agua dulce y marinas (Sondergaard et al, 2003; Fellman et al., 2010). Mientras que la fracción lábil de la MO puede ser mineralizada total o parcialmente (Moran et al., 1999; Raymond y Bauer, 2001), se ha demostrado que las comunidades de agua dulce y marinas muestran una preferencia por degradar diferentes componentes del reservorio de la MOD (Fellman et al, 2010). Algunos estudios reportan una pérdida neta de COP desde los ríos a lo largo del estuario (Zhang et al., 1998; Veyssy et al., 1999; Abril et al., 2002; Servais y Garnier, 2006), mientras que el COD exhibe una distribución linear a función de la salinidad, demostrando una mescla conservativa dentro del sistema estuarino (Laane, 1980; Ittekkot et al., 1982; Mantoura y Woodward, 1983; Cade´e et al., 1993; Hung y Huang, 2005). Pudiendo deberse a fuentes y sumideros simultáneos, dando como resultado pequeños cambios en su concentración (Cifuentes y Eldridge, 1998; Moran et al., 1999; Raymond y Bauer, 2000). Al mismo tiempo estudios han revelado que los ríos poseen un COD relativamente joven mayoritariamente lábil (Moran et al., 1999; Raymond and Bauer, 2001; Guo y Macdonald, 2006), y puede ser consumido en una escala de tiempo cercana a un proceso de mezcla mareal (Moran et al., 1999; Raymond y Bauer, 2001). Esto se debe en gran parte a la composición de este COD lábil que en gran parte son carbohidratos (3 al 30%) (Gueuen et al., 2006) y aminoácidos (2-15%) (Pakulski y Benner, 1994; Murrell y Hollibaugh, 2000), los que juegan un rol clave en los ciclos biogeoquímicos (Middelboe et al., 1995; Burdige y Zheng, 1998).

La comprensión de los procesos generales que ocurren en la dinámica de los flujos de materia orgánica dentro de los sistemas estuarinos es de gran ayuda al momento del buen manejo de los servicios ecosistemicos (Engle et al., 2007). A nivel mundial los estuarios son de gran importancia económica y biológica, sin embargo, en Chile no son de gran interés y el entendimiento de sus dinámicas es escaso (Valdovinos, 2004), esto resulta relevante si tomamos en cuenta que en Chile existen un gran número de estuarios, en especial entre los 37º y 41ºS



(Pino et al., 1994). Donde se cuenta con la presencia de uno de los estuarios más importantes de Chile y de gran relevancia a nivel Sudamericano (Perillo et al., 1999), con presencia de abundantes especies de importancia económica gracias a los roles ecosistemicos que entrega el sistema estuarino (Vargas et al., 2003; Pardo et al., 2011, 2012a, 2012b). Más aun las altas tasas de respiración fluvial desde los ríos a través de sistemas estuarinos (1.55 PgC año –1) con una heterotrofia neta de 0.32 PgC año-1 (Battin et al., 2008), donde gran parte de la MO es transformada en biomasa bacteriana (producción secundaria) y por procesos de mineralización del carbono orgánico a CO2 y liberación de nutrientes orgánicos, revela la gran capacidad de estos sistemas en procesar MO, tomando en cuenta que representan solo un 0,3% de la superficie oceánica global (Takahashi, 2009). Si bien la abundancia bacteriana en ambientes acuáticos se encuentra bien documentada (Murray et al., 1996; de Bie et al., 2001; Troussellier et al., 2002), factores como la salinidad del medio que controlan la remineralización de la MO particulada se encuentran escasamente comprendidos (Herman y Heip, 1999), más aún el rol del zooplancton en los ciclos biogeoquímicos. Producto de los precedentes descritos el objetivo de este proyecto es evaluar la colonización y degradación bacteriana sobre carcazas de copépodos bajo diferentes salinidades dentro del estuario del rio Valdivia.



HIPÓTESIS

Bajo un gradiente de salinidad dentro de un sistema estuarino los efectos de la fuerza

iónica sobre los componentes químicos de la materia orgánica y el desarrollo diferencial de las comunidades bacterianas, proponen que las tasas de colonización y degradación bacteriana sobre la materia orgánica particulada aumentan con el incremento de la salinidad.

OBJETIVO (S)

General

Evaluar las tasas de degradación y colonización bacteriana sobre carcazas de copépodos bajo diferentes salinidades dentro del sistema estuarino del rio Valdivia

Específicos 1. Evaluar la abundancia de bacterias libres a diferentes salinidades presentes en el sistema

estuarino del rio Valdivia. 2. Evaluar la colonización bacteriana en la columna de agua y sobre los carcazas de

copépodos durante los experimentos de degradación. 3. Evaluar la densidad de las carcazas de copépodos durante los experimentos de

degradación. 4. Evaluar el carbono orgánico particulado y carbono orgánico disuelto presente en el

sistema estuarino del rio Valdivia. 5. Evaluar la transformación de carbono orgánico particulado a disuelto durante los

experimentos de degradación. 6. Evaluar el consumo de componentes orgánicos (carbono y nitrógeno) de los carcazas de

copépodos durante los experimentos de degradación. 7. Evaluar las tasas de degradación bacteriana sobre carcazas de copépodos durante los

experimentos de degradación. 8. Evaluar la actividad bacteriana (consumo de oxigeno) durante experimentos de

degradación.



Figura 1: Sistema estuarino del rio Valdivia, donde se obtuvieron las muestras naturales de agua bacterias y copépodos frente a la isla Mancera (A).

PLAN DE TRABAJO

Área de estudio: El estuario del rio Valdivia (Figura 1) se localiza a 39º49'22"S, 73º15'0,0"W, caracterizado por poseer un régimen micromareal semidiurno que varía entre 0,58 a 1,49 m, con una descarga promedio de 592 m3 s-1 con un máximo en invierno de 1293 m3 s-1 y un mínimo en verano de 189 m3 s-1 (Garcés, et al., 2013).

Muestras naturales: Un total de 9 campañas de muestreo se realizaran entre abril 2014 y julio 2016. Las muestras de bacterias como también las de agua, usadas para las incubaciones, serán colectadas utilizando una botella GoFlo 5 L en la superficie y bajo la picnoclina (30-33 PSU)) para así colectar bacterias a diferentes salinidades. Las muestras de agua colectadas son transferidas a contenedores termorregulados y transportadas a laboratorio dentro de 1-2 horas, para realizar los experimentos. A modo de colectar copépodos bajo la picnoclina se utilizara el método de red de arrastre, usando una red Bongo (200 µm) de 40 cm de diámetro equipada con un sistema de cierre. El arrastre de red se realiza a baja velocidad para evitar un daño en los organismos. La muestra resultante será transferida a un contenedor termorregulado lleno de agua colectada bajo la picnoclina y llevada a laboratorio dentro de 1-2 horas.

Experimentos de degradación: El agua colectada es filtrada a través de un filtro de 5um

a modo de remover organismos mayores, almacenándola en botellas prelavadas en oscuridad a temperatura in situ (10-12 oC). Copépodos de la especie Acartia tonsa (CI-CIV), serán tomadas de la muestra de plancton y montados sobre placas Petri por medio de pipetas Pasteur. Un total de 150 copépodos vivos y sanos (antenas intactas y patrones de nado normales) montados en un disco Petri, son dispuestos bajo un calentador (50 oC), para producir carcazas de copépodos para las incubaciones de acuerdo a Elliot et al (2010). Cada placa Petri con las 150 carcazas de copépodos es fotografiada bajo un estero microscopio para la estimación del carbono inicial añadido a las incubaciones. Las carcazas son transferidas a botellas de 150 mL llenas de agua filtrada a 5 µm a modo y selladas con Parafilm para evitar la presencia de burbujas de aire. Las botellas conteniendo 150 carcazas de Acartia tonsa y agua salina filtrada son dispuestas en un



Plankton-wheel a 10 RPM bajo condiciones de oscuridad y temperatura constante (12ºC). Una botella incubada para cada salinidad es removida del Plankton-wheel a los días 1, 2, 3, 5, 7, 9, 20.

Objetivos específicos:

1. Evaluar la abundancia de bacterias libres a diferentes salinidades presentes en el sistema estuarino del rio Valdivia:

Submuestras de 15 ml del agua colectada a diferentes salinidades en el estuario del río Valdivia serán inmediatamente fijadas Glutaldehido (1% concentración final) para la estimación de abundancia de bacterias (Porter y Feig, 1980).

Para estimar abundancia bacteriana inicial en las carcasas de copépodos, 5 carcazas son enjuagadas en agua destilada y homogenizados por medio de un homogeneizador de tejidos e inmediatamente fijadas Glutaldehido (1% concentración final) para la estimación de abundancia de bacterias (Porter y Feig, 1980).

(Ver “Abundancia bacteriana”) 2. Evaluar la colonización bacteriana en la columna de agua y sobre los carcazas de copépodos

durante los experimentos de degradación: Para cada botella incubada y una vez terminado el tiempo de incubación, 10 ml de agua del

total contenido en las botellas de incubación serán inmediatamente fijadas Glutaldehido (1% concentración final) para la estimación de abundancia de bacterias (Porter y Feig, 1980).

Para cada botella incubada y una vez terminado el tiempo de incubación, 5 carcazas son enjuagadas y homogeneizadas con un homogeneizador de tejidos y inmediatamente fijadas Glutaldehido (1% concentración final) para la estimación de abundancia de bacterias (Porter y Feig, 1980).

(Ver “Abundancia bacteriana”)

3. Evaluar la densidad y velocidad de sedimentación de las carcazas de copépodos durante los experimentos de degradación:

Para cada botella incubada y una vez terminado el tiempo de incubación, 3 carcazas de copépodos son usadas para estimar velocidad de sedimentación a modo de estimar los cambios de densidad de las carcazas de copépodos durante los experimentos de degradación

(Ver “Densidad y velocidad de sedimentación de carcazas de copépodos”)



4. Evaluar el carbono orgánico particulado y carbono orgánico disuelto presente en el sistema

estuarino del rio Valdivia: Submuestras de 40 ml del agua colectada a diferentes salinidades en el estuario son filtradas a

través de filtros Millipore Millex® 0.22 µm, fijadas con 300 µL de HCl, y almacenada en viales I-Chem 200 para la estimación de COD son enviadas a la facultad de isotopos estables de la Universidad de Ottawa para el análisis de materia orgánica.

Submuestras de 200 ml del agua colectada a diferentes salinidades en el estuario del río Valdivia, son dispuestas sobre un filtro GFF pre-muflado, secadas a 50 ºC por 24 hr y enviadas a la facultad de isotopos estables de la Universidad de Ottawa para el análisis de materia orgánica

Ver “Análisis de materia orgánica” 5. Evaluar la transformación de carbono orgánico particulado a disuelto durante los

experimentos de degradación: El COP inicial en las incubaciones es estimado en base a la relación de la longitud

cefalotoraxica de los copépodos (largo del prosoma) y el contenido de carbono para le copépodo Acartia tonsa (Berggreen et al., 1988). El largo del prosoma se estimó por medio del software Image J. A modo de obtener el COP final para cada botella y una vez terminado el tiempo de incubación, las carcasas disponibles son dispuestas sobre un filtro GFF pre-muflado, secadas a 50 ºC por 24 hr y enviadas a la facultad de isotopos estables de la Universidad de Ottawa para el análisis de materia orgánica.

Para estimar las concentraciones de COD durante las incubaciones, alícuotas de 40 ml de agua filtrada a través de filtros Millipore Millex® 0.22 µm, fijadas con 300 µL de HCl y almacenadas en viales ambar I-Chem 200 para el posterior análisis en la Universidad de Ottawa.

Ver “Análisis de materia orgánica” 6. Evaluar el consumo de componentes orgánicos (carbono y nitrógeno) de los carcazas de

copépodos durante los experimentos de degradación: El análisis de materia orgánica de las muestras de COP y COD de la facultad de isotopos

estables de la Universidad de Ottawa de las muestras naturales obtenidas en el estuario del río Valdivia y las obtenidas durante los experimentos de degradación se obtendrán datos de isotopos de δ13C y δ15N, mg C, y mg N para las muestras de COP y para las muestras de COD se obtendrán datos de isotopos de δ13C y ppm C.

Ver “Análisis de materia orgánica”



7. Evaluar las tasas de degradación bacteriana sobre carcazas de copépodos durante los

experimentos de degradación: Las tasas de degradación se obtendrán por medio de los resultados del análisis de materia

orgánica de COP y COD realizados en facultad de isotopos estables de la Universidad de Ottawa. Expresando los resultados en tasas de consumo de COP y COD (mgC /día /cel); relación entre el carbono orgánico particulado y carbono orgánico disuelto (COP/COD); relación carbono nitrógeno (C:N).

Ver “Análisis de materia orgánica”

8. Evaluar la actividad bacteriana (consumo de oxigeno) durante experimentos de degradación: A modo de obtener un parámetro de actividad microbiana, las botellas en incubación contaran

con un “sensor spot” por el cual se podrá evaluar el oxígeno disuelto (mg L-1) por medio de un medidor óptico de oxigeno Fibox (modelo 3).

Abundancia bacteriana: Para estimar la abundancia inicial de bacterias (cel ml-1) en la

columna de agua y copépodos, las muestras son fijadas con glutaraldheido (1% concentración final) y almacenadas a oscuridad entre 2-6 °C. Para luego ser teñidas con 4’6-diamidino-2-phenylindole (DAPI, 5 μgmL-1 concentración final) sobre filtros de policarbonato negro (0,2 µm) y almacenadas en oscuridad a -20 °C (Porter y Feig, 1980). Finalmente el conteo se realiza utilizando un microscopio de epifluorescencia (Olympus Optical CO, Tokyo, Japan) equipado con una lámpara de mercurio y un objetivo UVFL x100, realizando un conteo de 20 campos por muestra. Para medir abundancia de bacterias durante las incubaciones se utilizara el mismo procedimiento, sin embargo las muestras de agua no son filtradas antes de fijarlas con glutaraldheido.

Análisis de materia orgánica: Las muestras de agua filtrada, fijadas, y almacenada en viales I-Chem 200 para la estimación de COD son enviadas a la facultad de isotopos estables de la Universidad de Ottawa para ser analizadas en un OI analítico “TIC-TOC” analizador por combustión (Modelo 1030) para isotopos de δ13C y ppm C. El analizador TIC-TOC utiliza una interface de espectrómetro Finnigan Mat DeltaPlusXP para la relación de masa isotópica con una interface de flujo continuo de gas Conflon IV. Las muestras de carcazas de copépodos filtrados, y secados para el análisis de COP son enviadas a la a la facultad de isotopos estables de la Universidad de Ottawa, donde son pesadas dentro de capsulas y cargadas a un analizador elemental con una interface para la relación de masa isotópica de un espectrómetro. Las muestras son combustionadas rápidamente a 1800 ºC (combustión de Dumaas) donde los productos del gas resultante son llevados por helio a través de una columna de químicos de óxido/reducción



(equacion 1)

optimizados para CO2 y N2 . Los gases son separados por una columna de adsorción de “purga y captura”.

Densidad y velocidad de sedimentación de carcazas de copépodos: Estimaciones de

velocidades de sedimentación y densidad de las carcazas de copépodos son evaluadas por medio de una columna de vidrio transparente (alto 45 cm, diámetro 5 cm) llena de agua desionizada a temperatura ambiente (20ºC). Las carcazas son dispuestas con delicadeza justo bajo la superficie del agua y son observadas a ojo desnudo. Luego de sedimentar los primeros 5 cm el tiempo de sedimentación es medido a 3 intervalos consecutivos de 5 cm. Se estimará la velocidad de sedimentación de 3 copépodos para cada botella de incubación en cada tiempo de medición. Se utiliza una tinción soluble en el agua como indicador de convección termal en la columna de sedimentación. La tinción es añadida en la superficie del agua, la cual sedimenta rápidamente al fondo de la columna de sedimentación y luego lentamente se difunde homogéneamente hacia la superficie. Una vez que la tinción se esparce a través de la mitad inferior de la columna, la columna es vaciada y rellenada con agua desionizada y tinción. En algunos casos se observa un rápido transporte de la tinción hacia la superficie o una difusión poco uniforme de una pluma de tinción hacia la superficie. Esto se toma como un indicador de corriente de convección termal, y los datos de estas mediciones son descartados. En varias ocasiones se observa que las carcazas descienden más lento al aproximarse a las paredes de la columna, por ello estos datos también son descartados si las carcazas llegan a la proximidad de la columna de sedimentación. La velocidad de sedimentación gravitacional de las carcazas de copépodos en el agua depende de la densidad y el diámetro esférico equivalente de la carcasa como también de la densidad y viscosidad del agua. Las mediciones de velocidad de sedimentación y la densidad de las carcazas frescas son usadas para estimar el diámetro esférico equivalente usando una modificación de la ley de Stokes` para partículas de forma irregular (Ferguson y Church, 2004):



Ws, es la velocidad de sedimentación de la partícula, R es la gravedad sumergida especifica {(p partícula – p fluido)/p fluido, donde p es la densidad}, g es la aceleración gravitacional, D es el diámetro especifico equivalente, v es la viscosidad cinemática, y C1 y C2 son constantes (24 y 1.2 respectivamente; como recomiendan Ferguson y Church (2004) para partículas angulares). Los valores medidos para la densidad de carcazas frescas (p partícula) y la velocidad de sedimentación (Ws) son aplicados en la ecuación 1 para calcular el diámetro específico equivalente. Debido a que la forma de la carcasa de quitina permanece relativamente intacta por varios días posterior a la muerte (Tang et al., 2006), se asume que el diámetro especifico equivalente es constante durante la descomposición. Por ello el diámetro especifico equivalente derivado de carcazas frescos es aplicado a todos los estadios de descomposición, y al velocidades de sedimentación medidas para las carcazas son usadas para estimar la densidad (p partícula) de las carcazas parcialmente descompuestas basándonos en la ecuación nº1.

Análisis de datos: Los diferentes datos resultantes serán procesados y analizados por diferentes métodos estadísticos según sea el caso, realizando test de correlación; test de normalidad (Shapiro-Wilk); test de igualdad de varianzas; ANOVA`s; regresiones lineares; test Tukey para identificar diferencias significativas entre grupos; etc.



2 0 1 4 2 0 1 5 2 0 1 6

A M J J A S O N D E F M A M J J A S O N D E F M A M J J

TOMA DE MUESTRAS

INCUBACIONES

ANALISIS DE MUESTRAS

ANALISIS DE DATOS

ELABORACION DE TESIS

FACTIBILIDAD DEL PROYECTO

El proyecto será financiado en base al proyecto FONDECYT nº11130339, el cual cubrirá los gastos correspondientes a salidas a terreno, equipos y reactivos, análisis de muestras, y análisis de datos. Las actividades de laboratorio (incubaciones, análisis de muestras, y análisis de datos) se realizaran en el laboratorio de ecología planctónica y el laboratorio de oceanografía biológica, ambos del Instituto de Ciencias Marinas y Limnológicas (ICML), en la facultad de ciencias de la Universidad Austral de Chile. Para el análisis de materia orgánica las muestras serán enviadas a la facultad de isotopos estables de la Universidad de Ottawa para ser analizadas en un OI analítico “TIC.TOC” analizador por combustión (Modelo 1030).

Parte del análisis de datos será realizado con la ayuda de a la Dra Ingrid Obernosterer, en el laboratorio de oceanografía microbiana (LOMIC), del observatorio oceanologico de Banyuls sur Mer (OOB), perteneciente a la Universidad Pierre et Marie Curie. Gracias al financiamiento de una pasantía entregado por el programa LIA MORFUN (The International Associated Laboratory: MARINE BIOGEOCHEMISTRY AND FUNCTIONAL ECOLOGY), que vincula a la Universidad de Concepción (UdeC, Concepcion), Universidad Austral (UACh, Valdivia) en Chile, y la Universidad Pierre et Marie Curie (OOB, CNRS) en Francia.

Cronograma:



BIBLIOGRAFÍA

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