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CARACTERIZACIÓN, ANÁLISIS ESPACIAL Y MANEJO INTEGRADO DEL MOHO
BLANCO (Sclerotinia minor Jagger y S. sclerotiorum (Lib.) de Bary) EN LECHUGA
BATAVIA (Lactuca sativa L. var. capitata L.) EN LA VEREDA LA MOYA
(COTA - CUNDINAMARCA)
ALEXANDER SMITH MAY
TRABAJO DE GRADO Presentado Como Requisito Parcial
Para Optar al Título de
Microbiólogo Agrícola y Veterinario
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA FACULTAD DE CIENCIAS BÁSICAS
CARRERA DE MICROBIOLOGÍA AGRÍCOLA Y VETERINARIA Bogotá, D. C.
14 de febrero, 2007
NOTA DE ADVERTENCIA
Artículo 23 de la resolución no. 13 de Julio de 1946: “La Universidad no se hace
responsable por los conceptos emitidos por sus alumnos en sus trabajos de tesis.
Solo velara por que no se publique nada en contra al dogma y a la moral católica y
por que las tesis no contengan ataques personales contra persona alguna, antes
bien se vea en ella el anhelo de buscar la verdad y la justicia”.
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A Dios y mis padres por todo
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AGRADECIMIENTOS
A Jaime Jiménez Gómez, coordinador del programa Manejo Integrado de Plagas
(MIP) del Centro de Investigaciones y Asesorías Agroindustriales de la Universidad
de Bogotá Jorge Tadeo Lozano (CIAA - UJTL) por haberme dado la oportunidad de
trabajar en su grupo de investigación, sus enseñanzas y apoyo durante el desarrollo
del presente trabajo.
Al Instituto Colombiano Para el Desarrollo de la Ciencia y la Tecnología “Francisco
José de Caldas” (COLCIENCIAS) y el CIAA - UJTL por la financiación de este
trabajo dentro del proyecto 898 w.
A Rodrigo Gil Castañeda, investigador del programa MIP del CIAA - UJTL por su
colaboración, dedicación en los análisis estadísticos, enseñanzas e intención para
realizar un buen trabajo.
A Clemencia Forero de La Rotta, docente asistente del departamento de
Microbiología de la Pontificia Universidad Javeriana (PUJ) por sus enseñanzas y
buenos consejos.
A Roberto García Tauta, señora madre María Emma Tauta de García q.e.p.d. y
familia por haber permitido el desarrollo de está investigación dentro de sus predios,
y de igual forma por haberme cobijado dentro de su núcleo familiar, compartiendo
experiencias gratas. Así mismo a los agricultores del municipio productor de Cota y
a la Unidad Municipal de Asistencia Técnica Agropecuaria (UMATA).
A Ligia Espinosa Blanco, investigadora y demas personal en el programa MIP del
CIAA - UJTL; María Romero Pinto, investigadora programa Agricultura Sostenible
CIAA - UJTL; Juan Carlos Bernal, Cristina Díaz Mora y Eudoro Mora Jiménez,
operarios del CIAA - UJTL por su cooperación, y en general a todos los miembros
del CIAA - UJTL que tuvieron una disposición a ayudar.
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A Bernardo Chaves Córdoba, docente asociado a la facultad de Agronomía en la
Universidad Nacional de Colombia (UN) por su asesoría estadística.
Al personal del laboratorio de Control Biológico de la Corporación Colombiana de
Investigación Agropecuaria (CORPOICA) en Tibaitatá por proveer la cepa
antagónica.
A Rocío Parra Ávila, estudiante de Ingeniería Agrónoma de la UN y German Menza
Alos, estudiante de Microbiología Agrícola y Veterinaria de la PUJ por su
colaboración.
A Martha Bohórquez Castañeda, docente asociada al departamento de Estadística y
Matemáticas de la UN por sus enseñanzas en lo referente a la geoestadística.
A Daniel Carrillo Quiroga, (c) M.Sc. Universidad de Florida por su apoyo durante la
planeación inicial del presente trabajo.
A Gloria García Londoño, Aura Rosa Monascero Gómez y Henry Córdoba Ruiz,
docentes de la PUJ, a quienes siempre estaré agradecido por su valiosa ayuda
durante mi inicio en la PUJ.
A mis hermanos Vida y Jack Smith May, mi familia y mi amigo Carlos Rodríguez
Prieto por ofrecerme su colaboración, el apoyo espiritual y moral. Igualmente a
Sonia, Juan Carlos, Otto, Verónica, María Alejandra y sobre todo a Margarita.
Finalmente, a la comunidad educativa de la PUJ a quien agradezco la vivencia y
formación, al igual que a todas aquellas personas que de alguna u otra manera
contribuyeron a la obtención de este logro.
14 de febrero, 2007
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TABLA DE CONTENIDO Resumen………………………………………………………………..…………….........15
Abstract……………………………………………………………………………………..16
1. Introducción……………………………………………………………………..……….17
2. Marco teórico y revisión de literatura…………………………………………………19
2.1. La lechuga……………………………………………………………………………..19
2.2. Producción de lechuga en Colombia……………………………………………….20
2.3. Enfermedades limitantes para el cultivo…………………………………………...20
2.4. Patogénesis, síntomas y signos del moho blanco…………..……………………21
2.5. Etiología del moho blanco..…….……………………………………………………23
2.6. Hospederos de Sclerotinia spp...……………………………………………………25
2.7. Epidemiología y ciclo de vida..………………………………………………...……26
2.7.1. Factores de distribución del inoculo......…………………………………….……30
2.7.1.1. Geoestadística...………………………………………………………………….31
2.8. Manejo integrado del moho blanco...………………………………………………32
2.8.1. Humedad..….……………………………………………………………………….32
2.8.2. Malezas.....…………………………………………………………………….…….32
2.8.3. Rotaciones....…………………………………………………………………..……33
2.8.4. Restos de cultivos anteriores…………………………………………………...…33
2.8.5. Manejo cultural………………………………………………………………...……33
2.8.5.1. Desinfección del suelo………………………………………………………...…33
2.8.5.1.1. Solarización del suelo..………………………………………………………..34
2.8.6. Manejo químico....………………………………………………………………….34
2.8.7. Manejo biológico.…………………………………………………………………...34
2.8.8. Manejo botánico....…………………………………………………………………35
3. Formulación del problema y justificación……………………………………..………37
4. Objetivos…………………………………………………………………………..……..38
4.1. Objetivo general………………………………………………………………………38
4.2. Objetivos específicos…………………………………………………………………38
5. Hipótesis…………………………………………………………………………………39
5.1. Hipótesis 1……………………………………………………………………………..39
5.2. Hipótesis 2…………………………………………………………………………..…39
8
5.3. Hipótesis 3……………………………………………………………………………..39
6. Materiales y métodos…………………………………………………………………...40
6.1. Zona de estudio………………………………………………………………….……40
6.2. Diseño experimental…………………………………………………………….……41
6.3. Muestreo espacial……………………………………………………………….……41
6.3.1. Aislamiento y cuantificación de esclerocios…………………………………..…42
6.3.1.1. Identificación morfológica.…………………………………………………….…43
6.3.1.2. Prueba de patogenicidad...……………………………………………………...43
6.3.2. Análisis espacial………………………………………………………………….…44
6.4. Manejo integrado del moho blanco………………………………………..……….46
6.4.1. Solarización del suelo……………………………………………………...………46
6.4.1.1. Efecto de la solarización del suelo en la población de malezas…..………..47
6.4.1.2. Establecimiento del cultivo………………………………………………………48
6.4.1.3. Efecto de la solarización del suelo en la población de esclerocios…………49
6.4.2. Productos para el control…………………………………………………………..49
6.4.2.1. Selección de extractos vegetales…………………………………………..…..49
6.4.2.2. Selección del biocontrolador……………………………………………….……51
6.4.2.3. Selección del producto químico…………………………………………….......51
6.4.2.4. Aplicación de productos.…………………………………………………….......51
6.5. Evaluaciones……………………………………………………………………….….52
6.6. Análisis estadístico..………………………………………………………………….53
6.6.1. Valor del Área Bajo la Curva de Progreso de la Enfermedad
(ABCPE)…………………………………………………………………………………….53
6.6.2. Modelación……………………………………………………………………..……54
7. Resultados y discusión…………………………………………………………...…….55
7.1. Identificación de Sclerotinia spp....……………………………………………….…55
7.2. Prueba de patogenicidad …...……………………………………………………….58
7.3. Análisis espacial………………………………………………………………………59
7.3.1. Abundancia de esclerocios……………………………………………………..…59
7.3.2. Correlación espacial……………………………………………..………………...61
7.4. Manejo integrado del moho blanco…………………………………………………65
7.4.1. Efecto de la solarización del suelo………………………………..………………65
7.4.1.1. Efecto de la solarización del suelo en la población de malezas………..…..66
9
7.4.1.2. Efecto de la solarización del suelo en la población de esclerocios……..….67
7.4.2. Efecto de diferentes productos en el control del moho blanco..………………69
7.4.2.1. Valor del ABCPE…………………………………………………………………69
7.4.2.2. Modelación.………………………………………………………………............78
7.5. Impacto social derivado de está investigación...…………………………………..83
8. Conclusiones…………………………………………………………….………………85
9. Recomendaciones………………………………………………………………………86
10. Literatura citada………………………………………………………………………..88
11. Anexos……………………………………………………………………..……........116
11.1. Anexo 1: Medios de cultivo……………………………………………………….116
11.2. Anexo 2: Distribución de los materos en las pruebas de patogenicidad…….117
11.3. Anexo 3: Propiedades de la turba……………………………………..…………118
11.4. Anexo 4: Distribución de las parcelas………...……………………...…….……119
11.5. Anexo 5: Análisis de Fertilidad en Suelo…………………………………….….120
11.6. Anexo 6: Ficha técnica lechuga Batavia…………………………………...……122
11.7. Anexo 7: Características del prototipo de producto granulado: T. koningii
Th003...…..…….……….…………………………………………………………………125
11.8. Anexo 8: Ficha técnica fungicida comercial (i.a. Procimidona)……………….126
11.9. Anexo 9: Número total de esclerocios de S. minor y S. sclerotiorum.....…….128
11.10. Anexo 10: Análisis estadístico de la grilla para la distribución espacial de
esclerocios de S. minor.…………………………………………………………………131
11.11. Anexo 11: Análisis estadístico de la grilla para la distribución espacial de
esclerocios de S. sclerotiorum.……………………………………………….………...134
11.12. Anexo 12: Análisis estadístico para las temperaturas registradas durante la
solarización del suelo……….……………………………………………………………137
11.13. Anexo 13: Análisis estadístico para la población de malezas después de la
solarización del suelo……………………………………………………...…………….138
11.14. Anexo 14: Análisis estadístico para la población de esclerocios después de la
solarización del suelo..………………………………………………….……………….139
11.15. Anexo 15: Análisis estadístico para el valor del ABCPE…………………….140
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LISTA DE ANEXOS
Anexo 1: Medios de cultivo……………………………………………………………...116
Anexo 2: Distribución de los materos en las pruebas de patogenicidad…………...117
Anexo 3: Propiedades de la turba………………………………………………………118
Anexo 4: Distribución de las parcelas………………………………………………….119
Anexo 5: Análisis de fertilidad en suelo.……………………………………………...120
Anexo 6: Ficha técnica lechuga Batavia……………………………………………….122
Anexo 7: Características del prototipo de producto granulado: T. koningii
Th003……………………………………………………………………………….……..125
Anexo 8: Ficha técnica fungicida comercial (i.a. Procimidona)……………………...126
Anexo 9: Número total de esclerocios de S. minor y S. sclerotiorum………………128
Anexo 10: Análisis estadístico para la distribución espacial de esclerocios de S.
minor………………………………………….....…………………………………………131
Anexo 11: Análisis estadístico para la distribución espacial de esclerocios de S.
sclerotiorum……………………………………………………………….…….………...134
Anexo 12: Análisis estadístico para las temperaturas registradas durante la
solarización del suelo...……………………….……………………………………...….137
Anexo 13: Análisis estadístico para la población de malezas..………….………….138
Anexo 14: Análisis estadístico para la población de esclerocios después de la
solarización del suelo..…………......……………………………………………………139
11.15. Anexo 15: Análisis estadístico para el valor del ABCPE.…………………....140
11
LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Ancestro de la lechuga..……………………………………………………….19
Figura 2: Cultivos de lechuga....………………………………………………………….20
Figura 3: Etapas de aparición de los síntomas durante el ciclo de la lechuga.…..…22 Figura 4: Esclerocios y germinación en Sclerotinia spp..........………………………..25
Figura 5: Zona de competencia de S. minor...….…………….……………...…………28
Figura 6: Apotecios e infección en diferentes hospederos....………………...……….28
Figura 7: Ciclo de vida de Sclerotinia spp…..............................................................29
Figura 8: Vista panorámica de la zona rural en el municipio de Cota………………..40
Figura 9: Franja de estudio……………………………………………………………….41
Figura 10: Muestreo espacial de suelo..………………………………………………...42
Figura 11: Distribución de las plantas en las pruebas de patogenicidad.…………...44
Figura 12: Semivariograma teórico, según un modelo esférico………………………46
Figura 13: Solarización del suelo………………………………………………………...47
Figura 14: Establecimiento del cultivo…………………………………………………...48
Figura 15: Efecto de diferentes dosis del extracto vegetal de ajo sobre el RCM de S.
sclerotiorum………....................................................................................................50
Figura 16: Preparación y aplicación de productos para el control del moho
blanco........................................................................................................................52
Figura 17: Esclerocios……………………………………………………………………..56
Figura 18: Colonias de S. minor y S. sclerotiorum..……………………………………56
Figura 19: Colonia de Fusarium spp. asociada con el crecimiento de esclerocios en
S. minor……………………………………………………………………………………..58
Figura 20: Pruebas de patogenicidad……………………………………………………59
Figura 21: Semivariogramas omnidireccionales………………………………………..62
Figura 22: Mapas en 3D de superficie del patrón de distribución espacial de
esclerocios…….……………………………………………………………..……………..63
Figura 23: Promedio de temperaturas máximas registradas en las parcelas con y sin
solarización…………………………………………………………………………………66
Figura 24: Efecto de la solarización del suelo en las malezas………………………..67
Figura 25: Valor del ABCPE en cada uno de los tratamientos en las parcelas con y
sin solarización……………………………………………………………………………..70
12
Figura 26: Síntomas característicos del moho blanco…………………………………80
Figura 27: Apotecios e infección carpogénica en lechuga…………………………….81
Figura 28. Taller participativo..……………………………………………………………83
Figura 29. Principales agentes fitosanitarios en Cota…………………..…………….84
Figura 30. Principales cultivos dados en Cota.…………………………..……………..84
Figura 31. Preferencia por el sitio de investigación….…………………………………84
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LISTA DE TABLAS Tabla 1: Tratamientos……………………………………………………………………..52
Tabla 2: Abundancia de esclerocios……………………………………………………..60
Tabla 3: Parámetros del semivariograma……………………………………………….61
Tabla 4: Relación varianza-media………………………………………………………..62
Tabla 5: Temperaturas en las parcelas con y sin solarización………………………..65
Tabla 6: Abundancia de esclerocios de S. minor en las parcelas con y sin
solarización…………………………………………………………………………………68
Tabla 7: Análisis de contrastes ortogonales para el valor del ABCPE en cada uno de
los tratamientos..…………………………………………………………………………...70
Tabla 8: UFC/g de suelo de Trichoderma spp. en las parcelas principales.………...73
Tabla 9: Valores de los parámetros estimados en el Modelo Logístico……………..82
Tabla 10: Análisis de contrastes ortogonales de los parámetros del Modelo
Logístico…………………………………………………………………………………….82
14
RESUMEN La principal enfermedad asociada al cultivo de lechuga en Cota, es el moho blanco
(Sclerotinia spp.) debido al inapropiado manejo. En un lote comercial con alta
prevalencia del moho blanco, se identifico las especies y el patrón de distribución
espacial de sus esclerocios. Seguido por la evaluación de productos ecológicos
solos y en conjunto con la solarización del suelo para el control del moho blanco.
Las especies se identificaron según caracteres morfológicos y patológicos. El
análisis espacial se desarrollo desde un muestreo sistemático de 96 muestras de
suelo. Las estrategias de control se evaluaron a partir del establecimiento de un
diseño de parcelas divididas. La parcela principal constituyó el uso de la solarización
del suelo y las subparcelas productos ecológicos (extractos vegetales y Trichoderma
koningii Th003), un testigo comercial (i.a. Procimidona) y un testigo absoluto. Los
tratamientos tuvieron cinco repeticiones. Se evaluó el efecto de solarización en la
reducción de esclerocios. Al igual que en conjunto con los productos, comparando la
eficacia, con el testigo comercial. Semanalmente, desde transplante hasta cosecha,
se evalúo la incidencia sobre 28 plantas/tratamiento. Con los valores se
construyeron curvas de progreso de la enfermedad para cada tratamiento. Se
calculó el Área Bajo la Curva de Progreso de la Enfermedad (ABCPE) de cada
repetición. Adicionalmente, se ajustaron las curvas al Modelo Logístico, analizando
tres parámetros: máxima incidencia, tiempo para el alcance de la tasa máxima y
tasa máxima de desarrollo de la enfermedad. Los valores de ABCPE y cada uno de
los parámetros del modelo se compararon mediante una prueba de t. Se identificó
S. minor y S. sclerotiorum como especies presentes. Ambas especies, presentan un
patrón de distribución agregado, con predominacia de S. minor. La solarización
redujo la población de esclerocios y malezas. El mejor control se obtuvo con
Procimidona, seguido por T. koningii Th003.
15
ABSTRACT
White mold (Sclerotinia spp.) is the main disease in lettuce crop, within Cota
municipality (ubicated north west from Bogotá, D. C. - Colombia) due to
inappropriate management. In a commercial field with a high prevalence of white
mold, species were identified and determined their spatial sclerotia distribution.
Followed by the evaluation of several ecological products with and without soil
solarization for white mold control. Those species were identified by means of
morphological and pathological characters. Spatial analyses were performed by
means of systematic soil sampling. Statistical design for control strategies were
assessed by a split plot settling, with the treatments: with and without soil
solarization in the main plot and randomized subplots with ecological products
(vegetal extracts and Trichoderma koningii Th003), a commercial control (a.i.
Procymidone) and a control, with five repetitions. Solarization effect was assessed
by the reduction of sclerotia from soil and altogether with each product for the control
of white mold. The incidence of the disease was evaluated in a population of 28
plants per repetition, for each particular treatment. Assessment was performed
weekly, starting from the time of transplant and going on until the harvest. Disease
progress curves were built based on disease incidence values. The Area Under the
Disease Progress Curves (AUDPC) for each replica was estimated and furthermore
those curves were made fit to the logistic model, analyzing three parameters:
Maximum disease incidence, time to reach the maximum disease rate and the
maximum development of disease rate. The value of AUDPC and each parameter
were compared by means of a t test. S. minor and S. sclerotiorum were identified.
Both species have an aggregated spatial distribution. Solarization reduced sclerotia
and the thriving of weeds. The best control was achieved by means of Procymidone,
followed by T. koningii Th003.
16
1. INTRODUCCIÓN El moho blanco de la lechuga es una enfermedad de distribución mundial que afecta
a todas las variedades de lechuga. En Colombia la producción de lechuga se
concentra principalmente en el departamento de Cundinamarca. Donde el municipio
de Cota es uno los principales productores de está y otras hortalizas. Pero en los
últimos años ha disminuido la producción de lechuga, debido al aumento en la
prevalencia del moho blanco.
El moho blanco es causado por dos especies emparentadas: Sclerotinia minor y S.
sclerotiorum caracterizados por originar los mismos síntomas, pero a través de
diferentes mecanismos de infección, como el contacto de tejido vegetal con las
estructuras de resistencia y reproducción (esclerocios y ascosporas) producidas por
ambas especies de Sclerotinia spp.
Las especies se diferencian por la forma y el tamaño de los esclerocios. Los cuales
son redondos y de menor tamaño en S. minor, mientras en S. sclerotiorum son
irregulares y más grandes. Contrario a S. minor, la formación de apotecios y la poca
formación de esclerocios frecuentemente se presentan en S. sclerotiorum.
Las estructuras, principalmente esclerocios, pueden permanecer viables en el suelo
durante varios años, originando diferentes patrones de distribución espacio-
temporal, producto de la reincorporación de los esclerocios y restos de plantas
enfermas por las prácticas culturales inadecuadas realizadas por los agricultores y
de igual forma por procesos naturales. De está forma el inoculo de Sclerotinia spp.
puede ser distribuido entre lotes y permanecer latente dentro de un lote de cultivo,
dificultando el manejo de la enfermedad.
La mayoría de los agricultores que continúan el cultivo, utilizan métodos de control
inapropiados, principalmente la sobre aplicación de fungicidas comerciales, ya que
muchas veces, el i.a. no está formulado contra Sclerotinia spp. De está forma el
producto final se satura de moléculas sintéticas, hay un aumento en los costos de
producción y la prevalencia del moho blanco aumenta. El conocimiento de la
17
distribución espacial de esclerocios de Sclerotinia spp. contribuiría en el desarrollo
de planes de muestreo y manejo del moho blanco en combinación con la aplicación
de un i.a. eficaz en el control de Sclerotinia spp.
De aquí, que la evaluación de métodos de control ecológicos, como la solarización
del suelo en combinación con la aplicación de extractos vegetales o T. koningii
Th003, comparando la efectividad de estos productos con un fungicida comercial
(i.a. Procimidona), contribuiria a la estructuración de un plan de manejo integrado
del moho blanco.
18
2. MARCO TEÓRICO Y REVISIÓN DE LITERATURA 2.1. La lechuga
La lechuga pertenece a la familia Asteraceae (anteriormente Compositae). Se cree
que su origen está en el mediterráneo, debido a la existencia de una forma silvestre
(Figura 1), comúnmente llamada lechuga irritante (L. serriola L.) y por las pinturas
parecidas a lechugas tipo espárrago (similares a las que se cultivan hoy día en
Egipto) que datan de hace 4500 años a. C. en tumbas egipcias (Mejía et al., 2003 y
Ryder, 1996).
U.S. Geological Survey
Figura 1. Ancestro de la lechuga
Fue conocida en Grecia, Persia y Roma por su gastronomía y sus propiedades
medicinales. Posiblemente los romanos extendieron su cultivo hacía el norte y oeste
de Europa, en donde se produjeron diferentes variedades. Así, la lechuga Batavia
probablemente fue desarrollada a partir de un ancestro que formaba cabezas
rudimentarias bajo condiciones climáticas frías (Mejía et al., 2003 y Ryder, 1996).
En América, donde su cultivo se ha difundido aceleradamente (Ryder, 1996), fue
introducida por los primeros colonizadores. El mayor productor a nivel mundial son
los EE.UU., con los estados de Arizona y California (Ryder, 1996 y Subbarao, 1998).
En Colombia, según el Anuario Estadístico de Frutas y Hortalizas - AEFH (2001 -
2003) desarrollado por el Ministerio de Agricultura y Desarrollo Rural, la producción
se encuentra principalmente en los departamentos de Antioquia y Cundinamarca
(Anónimo, 2004).
19
2.2. Producción de lechuga en Colombia De acuerdo con la Corporación Colombia Internacional (2000), en Pérez (2003), el
cultivo es considerado dentro del grupo de cultivos altamente intensivos y
tecnificados, caracterizados por obtenerse en parcelas de menos de 2 ha (Figura 2).
Figura 2. Cultivos de lechuga
En 2003, de acuerdo al AEFH (2001 - 2003) (Anónimo, 2004) se sembraron 881 ha
de lechuga, de las cuales 636 corresponden a la Sabana de Bogotá, el cual es el
mayor productor, con una producción de 9276 ton y un rendimiento de 14 585 kg/ha;
siendo Antioquia el segundo productor con 98 ha sembradas y una producción de
2818 ton y 28 638 kg/ha de rendimiento (Anónimo, 2004).
En Cota, según el Censo Hortícola de la Sabana de Bogotá (2002) desarrollado por
el Departamento Administrativo Nacional de Estadística (DANE), se sembraron
30.44 ha, de las cuales se cosecharon 17.99 ha, con un rendimiento de 16.62 kg/ha
(Anónimo, 2002).
2.3. Enfermedades limitantes para el cultivo Existen tres enfermedades significativamente limitantes a nivel mundial para la
lechuga: mildeo velloso (Bremia lactucae Reglé), raíz corchosa (Rhizomonas
suberifaciens) y el moho blanco de la lechuga (S. minor y S. sclerotiorum) (Smith,
1900; Subbarao, 1998; Subbarao et al., 1997 y Thomas, 1930), en el cual se basa
20
este estudio. Walter (1950) en Pérez (2003) describe el moho blanco como una de
las enfermedades más diseminadas y destructivas.
La enfermedad del moho blanco está reportada con varios nombres comunes, en
pocos departamentos de Colombia. Según Buriticá (1999), la enfermedad originada
por S. minor (Sin. = S. intermedia Ramsey y S. sativa Drayton & Groves) se conoce
como pudrición acuosa del tallo y S. sclerotiorum (Sin. = Whetzelinia sclerotiorum
(Lib.) Korf & Dumont y S. libertiana Fuckel) pudrición algodonosa, presentes en
Cundinamarca, y Antioquia y Cundinamarca respectivamente. El nombre común
entre los agricultores de Cota es moho blanco (Anónimo, 2005; Espinosa, 2005a;
García, comunicación personal y Romero et al., 2006), esclerotinia o pudrición
blanda en otras zonas de Cundinamarca (Arias & Tautiva, 2006; Arias, Tautiva &
Piedrahíta, 2006 y Ávila & Velandia, 1992) entre otros nombres como gota o
pudrición acuosa, en las principales zonas productoras de los EE.UU. (Hao, 2000 y
Subbarao, 1998 y 1996).
En la Sabana de Bogotá, el moho blanco ocasiona pérdidas entre 20 - 70% (Pérez,
2003) y frecuentemente se presenta en los municipios de Cota y Mosquera; siendo
el factor más limitante para la producción (Devia & Gomezplata, 2001). En EE.UU.,
afecta gravemente al estado de California (principal productor), con pérdidas
cercanas al 60% (Subbarao, 1998).
2.4. Patogénesis, síntomas y signos del moho blanco En general cualquier variedad de lechuga puede ser afectada por Sclerotinia spp.
Sin embargo, es en lechuga crespa (la variedad más cultivada) en la cual se han
realizado la mayoría de investigaciones relacionadas con el manejo y atributos del
moho blanco (Bell et al., 1998; Budge et al., 1995; Ekins et al., 2005; Hao &
Subbarao, 2006, 2005 y 2003; Hao et al., 2003; Hao, 2000; Phillips, 1990;
Subbarao, 1998; Twengstrom et al., 1998; Wilson et al., 2005 y Wu & Subbarao,
2006).
La lechuga puede ser afectada en cualquier etapa de crecimiento, pero
normalmente los síntomas se hacen más evidentes al final del período vegetativo
21
(Ávila & Velandia, 1992). Así, Subbarao (1998) divide en dos fases la aparición del
moho blanco en lechuga crespa (Figura 3). La primera fase ocurre en un bajo
porcentaje de plantas, durante el estado de roseta (tres a cuatro semanas después
de la germinación). En tanto, la segunda fase de mayor importancia económica, se
presenta cerca o en el estado de maduración.
Figura 3. Etapas de aparición de los síntomas durante el ciclo de la lechuga,
American Phytopathological Society
Generalmente la infección se inicia en las hojas más viejas (Abawi & Grogan, 1979;
Hegedus & Rimmer, 2005; Patterson, 1986 y Purdy, 1979), donde por contacto
directo las hifas se dividen dicotómicamente, formando un cojín o masa de hifas.
Las cuales, se adhieren por sustancias mucilaginosas a la superficie del tejido
vegetal, y por presión mecánica y secreción de enzimas, penetra la cutícula y la
epidermis sin que haya evidencia de la pre-penetración y de la disolución de la
cutícula. De está forma los tejidos son degradados por la acción enzimática y la
producción de ácido oxálico intercelularmente (Hegedus & Rimmer, 2005;
Laemmlen, 2001 y Riou et al., 1991).
22
Los primeros síntomas, que normalmente se desarrollan en hojas o tallos, son
zonas húmedas, que más adelante van aumentando hasta convertirse en
pudriciones acuosas (Bolton et al., 2006; Hegedus & Rimmer, 2005; Lumsden, 1979
y Purdy, 1979). La planta adquiere el aspecto de una masa gelatinosa o viscosa en
etapas avanzadas (Ávila & Velandia, 1992 y Bardin & Huang, 2001), producto de la
total descomposición de los tejidos parenquimatosos (Purdy, 1979) por la
colonización de Sclerotinia spp.
Los signos del moho blanco cuando las condiciones ambientales son favorables, es
la formación de abundante micelio algodonoso y subsecuentemente el
ensanchamiento de hifas (en algunas zonas de la masa micelial) al cabo de tres a
siete días, donde se forman esclerocios (Abawi & Grogan, 1979; Hao et al., 2003;
Hao, 2000; Kohn, 1979; Patterson et al., 1986 y Purdy, 1979), los cuales pueden
permanecer por largo tiempo en el perfil del suelo (Adams & Ayers, 1979; Dillard &
Grogan, 1985; Dillard, 1984 y Subbarao, 1998).
2.5. Etiología del moho blanco De acuerdo con Ainsworth y colaboradores (1973) en Lucero (2000) y Bolton y
colaboradores (2006), Sclerotinia spp. se encuentra dentro de la siguiente
clasificación taxonómica:
Reino: Mycetae (Fungi)
División: Eumycota
Subdivisión (Filum): Ascomycota
Clase: Discomycetes
Orden: Helotiales
Familia: Sclerotiniaceae
Genero: Sclerotinia
Especies: S. minor y S. sclerotiorum
Ambas especies se diferencian por características morfológicas de los esclerocios,
como la forma y el tamaño, germinación miceliogénica o carpogénica y el patrón de
formación en medios de cultivo. En la germinación carpogénica se diferencian por el
23
tamaño de ascas y ascosporas, y la cantidad de núcleos en estás últimas (Ekins et
al., 2005; Khon, 1979 y Purdy, 1979).
Las principales características de S. minor son: esclerocios redondos con un
diámetro de 0.5 - 2 mm (Figura 4 A y C) (Kohn, 1979 y Subbarao, 1998) y
ascosporas tetranucleadas de 8 - 17 x 5 - 7 µm (Backman et al., 1997 en Smith,
2004). La germinación carpogénica y producción de apotecios rara vez ocurre,
talvez debido a factores ambientales aún no determinados (Subbarao, 1998).
Aunque bajo condiciones in vitro es común la formación de apotecios, a partir de la
agregación de esclerocios (Ekins et al., 2005). Sin embargo, la germinación
miceliogénica es la forma más común (Abawi & Grogan, 1979; Hao & Subbarao,
2005; Laemmlen, 2001 y Subbarao, 1998). Los esclerocios se forman lateralmente
en las hifas y en estás hay cuatro cromosomas haploide (Willetts & Wong, 1974).
S. sclerotiorum presenta esclerocios irregulares de 2 - 20 x 3 - 7 mm (Bardin &
Huang, 2001; Kohn, 1979; Laemmlen, 2001 y Subbarao, 1998). Los esclerocios se
forman en posición terminal en las hifas y tienen ocho cromosomas haploide
(Willetts & Wong, 1974). Cada esclerocio puede germinar carpogénicamente,
produciendo de uno a varios apotecios en forma de copa (Figura 4 B y D) (Ferraz et
al., 1999; Gracia et al., 2002; Sansford & Coley-Smith, 1992 y Thaning & Nilsson,
2000); aunque algunas veces son expandidos y aplanados con un ensanchamiento
central (Mylchreest & Wheeler, 1987; Phillips, 1986; Singh & Singh, 1984; y
Twenströmg et al., 1998). Usualmente los apotecios son de color blanco, amarillo o
café. Las ascas son cilíndrico-clavadas, con medidas hasta de 130 x 10 µm y con
ocho ascosporas binucleadas. Las ascosporas son no septadas, uniseriadas,
hialinas y elípticas de 9 - 13 x 4 - 5 µm. La aplicación de fragmentos de restricción
polimorfonucleares en el DNA mitocondrial y otras técnicas moleculares ha
confirmado la diferencia entre las dos especies de Sclerotinia (Ekins et al., 2005;
Kohn, 1979 y Willetts & Wong, 1974).
24
Figura 4. Esclerocios y germinación en Sclerotinia spp. A y C: Esclerocios y germinación miceliogénica de S. minor, y B y D: esclerocios y germinación
carpogénica de S. sclerotiorum. Figura C y D Laemmlen (2001)
A B
C D
2.6. Hospederos de Sclerotinia spp. S. sclerotiorum es un patógeno de amplia distribución e importancia económica en
muchos cultivos. Puede atacar los productos vegetales tanto en campo, como bajo
condiciones de almacenamiento (Ávila & Velandia, 1992). Se encuentra entre los
patógenos de plantas no específicos, omnívoros y destructivos (Purdy, 1979).
En el más reciente reporte Melzer y colaboradores (1997) indican que S. minor es
patógeno de 94 especies de plantas, agrupadas en 66 géneros y representados por
21 familias; de las cuales infecta a varias angiospermas y dos monocotiledóneas.
Mientras Boland (1994) en Subbarao (1998), demuestra que S. sclerotiorum afecta a
408 especies, pertenecientes a 278 géneros y representados por 78 familias. La
mayoría son herbáceas, dicotiledóneas, y algunas monocotiledóneas y
gimnospermas.
25
Entre las especies más susceptibles están la lechuga, el tomate (Lycopersicum
esculentum Mill.), la zanahoria (Daucus carota, L.), la alcachofa (Cynara scolymus
L.), el apio (Apium graveolens L. var. dulce (Mill.) Pers.), el pepino (Cucumis sativus
L.), la habichuela (Vicia faba L.) y el fríjol (Phaseolus vulgaris L.). Cultivos como la
papa (Solanum spp.), el espárrago (Asparagus spp.), la remolacha (Beta vulgaris
L.), la espinaca (Spinacia oleracea L.), la alfalfa (Medicago sativa L.), el algodón
(Hibiscus spp.), los pastos y los cereales (Gramineae) rara vez son infectados a
menos que las condiciones ambientales sean favorables para Sclerotinia spp. (Ávila
& Gerardino, 1991 y McDonald & Boland, 2004).
Entre la familia Asteraceae, a la cual pertenece la lechuga, S. minor infecta a 21
especies y S. sclerotiorum a 106 especies (Boland, 1994 en Subbarao, 1998 y
Melzer et al., 1997).
2.7. Epidemiología y ciclo de vida En aquellas zonas donde prevalecen las especies de S. minor o S. sclerotiorum, el
moho blanco de la lechuga es causado por alguno de estos dos patógenos o
ambos; siendo favorecido por una alta humedad.
Usualmente y aunque la permanencia de S. sclerotiorum es esporádica, puede
llegar a permanecer por más de un año, produciendo epidemias durante los
siguientes años. En contraste, la ocurrencia de S. minor es constante (Abawi &
Grogan, 1979; Hao, Subbarao & Duniway, 2003 y Matheron & Porchas, 2005).
En condiciones óptimas de humedad, los esclerocios pueden permanecer viables
por pocos meses en ausencia de un huésped. Por el contrario, bajo condiciones
secas conservan su viabilidad por largo tiempo, de uno (Davis, 1925 en Adams &
Ayers, 1979) a diez años (Laemmlen, 2001). Aunque, en varios reportes (Ben-
Yephet et al., 1993; Fernández, 1952 y Walker, 1959 en Ávila & Gerardino, 1991 y
Schwartz & Steadman, 1978) se afirma que la viabilidad de los esclerocios en
general es de tres años.
26
Varios autores (Abawi & Grogan, 1979; Clarkson et al., 2004; Matheron & Porchas,
2005; Schwartz & Steadman, 1978 y Young et al., 2004) reportan diferentes rangos
de parámetros ambientales para Sclerotinia spp. Sin embargo, los más comunes
son los reportados por Hao (2000), quien indica que la temperatura óptima es de 15
- 20 ºC, con una alta humedad de -0.03 a -0.07 MPa.
Abawi & Grogan (1979) y Hao & Subbarao (2005) indican las diferencias que
presentan las dos especies de Sclerotinia para infectar plantas de lechuga. El
desarrollo de ambos patógenos está influenciado por condiciones ambientales que
afectan el desarrollo por micelio y en mayor frecuencia la formación de apotecios e
infección por ascosporas liberadas a partir de estos (Abawi & Grogan, 1979; Ferraz
et al., 1999; Gracia et al., 2002; Patterson, 1986 y Phillips, 1986).
El moho blanco se transmite comúnmente a través de la germinación miceliogénica
de esclerocios localizados cerca de las raíces y tallos de la planta (Abawi & Grogan,
1979; Adams & Ayers, 1979; Dillard & Grogan, 1985; Hao & Subbarao, 2005; Hao,
2000 y Subbarao et al., 1994) en o cerca de la línea de contacto con el suelo. Las
lesiones se desarrollan en los tallos y el patógeno destruye gradualmente los tejidos
vasculares de la corona, al tiempo que la planta se marchita y colapsa (Purdy, 1979
y Laemmlen, 2001). Este mecanismo, hace referencia al concepto de zona de
competencia introducido teóricamente por Grogan y colaboradores (1980), y más
tarde desarrollado por Hao & Subbarao (2006); el cual se define como la distancia
máxima de la raíz principal (2 cm) y la profundidad (8 cm) desde la superficie del
suelo (horizontal y verticalmente) a la cual un esclerocio de S. minor puede causar
infección (Figura 5). Lo cual da origen a los términos de distancia y profundidad de
competencia, respectivamente.
La zona de competencia también tiene implicaciones en los muestreos de suelos
para determinar la densidad de inoculo (Subbarao, 1998).
27
Figura 5. Zona de competencia de S. minor
La enfermedad transmitida por S. sclerotiorum ocurre principalmente a través de la
infección por ascosporas. Las ascosporas se pueden diseminar aéreamente en un
rango de 25 m a varios km (Brown & Butler, 1936 y Suzuki & Kobayashi, 1972 en
Phillips, 1990). Por lo tanto no es raro observar infecciones en la cabeza de la
lechuga, el follaje del apio, repollo (Brassica oleracea L. var. capitata L.), brócoli (B.
oleracea L. var. italica), coliflor (B. oleracea L. var. botrytis L.) y vainas del fríjol, al
igual que en las partes aéreas de otros hospederos (Abawi & Grogan, 1979 y
Laemmlen, 2001) (Figura 6).
Figura 6. Apotecios e infección en diferentes hospederos. A: formación de apotecios
en S. sclerotiorum junto con la nube de ascosporas emanando; B, C, D, E, F y G: Zanahorias, vainas de fríjol, cabeza de repollo, tallos de soya, tejidos aéreos de girasol
y hojas de canola colonizados por el Moho Blanco
28
Una vez Sclerotinia spp. haya colonizado el tejido vegetal y producido nuevo
inoculo, este puede llegar a ser re-distribuido en el lote por las prácticas culturales
de los agricultores y factores bióticos, permaneciendo viables durante varios años,
hasta que se produzcan las condiciones óptimas para la reactivación (Figura 7).
Figura 7. Ciclo de vida de Sclerotinia spp. Modificado de Subbarao (1998)
29
2.7.1. Factores de distribución del inoculo Bajo condiciones de campo se espera que el moho blanco siga diferentes patrones
de distribución espacio-temporal, debido al tipo de infección que se presente (Marois
& Adams, 1985 en Hao & Subbarao, 2005). En la enfermedad originada por S.
minor, las plantas enfermas serán el reflejo de la distribución de esclerocios en el
perfil del suelo, debido a la alta correlación entre la densidad de esclerocios y la
incidencia de la enfermedad (Dillard & Grogan, 1985; Dillard, 1984; Hao et al., 2003;
Hao, 2000 y Subbarao et al., 1996). En S. sclerotiorum el patrón de distribución
depende no solo de los esclerocios, sino de la temperatura y humedad del sustrato
que influyen sobre la formación y viabilidad de apotecios (Ferraz et al., 1999; Gracia
et al., 2002; Schwartz & Steadman, 1978 y Singh & Singh, 1984), y la velocidad y
dirección de los vientos que permiten la descarga y deposición de ascosporas
(Abawi & Grogan, 1979 y Newton & Sequeira, 1972 en Hao & Subbarao, 2005). Sin
embargo, el patrón de distribución no es comprendido según los modelos
matemáticos existentes (Hao & Subbarao, 2005 y Hao, 2000).
El análisis y comprensión del patrón de distribución de Sclerotinia spp., al igual que
el de otros patógenos, ofrece información sobre el inoculo primario, la relación entre
la densidad de inoculo y la incidencia de la enfermedad, el mecanismo de
dispersión, dirección y distancia del avance de la enfermedad, y el efecto de
factores ambientales en la epidemia del moho blanco (Chellemi et al., 1988; Dillard,
1984; Goodchild & Haining, 2004; Gumpertz, 1997; Gumpertz et al., 1997; Hao &
Subbarao, 2005 y 1997; Jaime-Garcia & Cotty, 2003; Nelson et al., 1999; Real &
McElhany, 1996; Ristaino & Gumpertz, 2000; Subbarao et al., 1996; Subbarao et al.,
1995; Waggoner & Taylor, 2000; Wu & Subbarao, 2006 y 2003; Wu et al., 2001 y
Zadoks, 1999); lo cual constituiría la base hacía la estructuración de un plan de
muestreo para comprender la distribución espacial de Sclerotinia spp. y un plan de
manejo integrado del moho blanco (Duque, 2000; Giraldo, 2002; Hao & Subbarao,
2005 y Stein et al., 1994).
Existen diferentes métodos para realizar un análisis espacial, como la relación
varianza-media, mapeo, el índice de dispersión Morisita, índice de Lloyd,
distribución de frecuencias y autocorrelación espacial, los cuales indican el tipo de
30
distribución espacial, sin tener en cuenta la ubicación y correlación (dependencia)
espacial entre los puntos muestreados (Duque, 2000; Stein et al., 1994 y Wu et al.,
2006). Caso contrario es la geoestadística, que aporta mayor conocimiento en este
sentido.
2.7.1.1. Geoestadística Inicialmente desarrollada por geólogos en el campo de la minería (Cressie, 1993;
Gumpertz et al., 1997; Isaaks & Srivastava, 1989; Quador, 2006; Real & McElhany,
1996; Ristaino & Gumpertz, 2000 y Samper & Carrera, 1990) y más tarde
introducida por Chellemi y colaboradores (1988) para las primeras aplicaciones en el
campo de la sanidad vegetal. Permite cuantificar y correlacionar espacialmente la
incidencia de una enfermedad o poblaciones de microorganismos e inoculo:
microesclerocios, esclerocios, esporas, etc., durante un determinado período de
tiempo y la predicción o estimación de aquellos valores en sitios no muestreados
(Benítez, 2002; Castaño, 2002; Giraldo, 2002; Jaime-Garcia & Cotty, 2005 y 2003;
Nelson et al., 1999; Rekah et al., 1999; Wu et al., 2006 y 2001; y Wyngaarden,
2002).
El análisis de correlación espacial puede ser analizado direccional u
omnidirecionalmente por medio de semivariogramas. Los cuales cuantifican la
dependencia o correlación espacial por medio de la medición de la variación de los
valores entre puntos muestreados, separados por una distancia y a partir de la
dependencia espacial se puede estimar valores en sitios no muestreados por medio
de la interpolación o kriging (Cressie, 1993; Isaaks & Srivastava, 1989; Wu et al.,
2001 y Wyngaarden, 2002).
Entre los principales trabajos desarrollados en el país están los de: Torres (2006)
quien evaluó la distribución espacial de la sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis
Morelet) en una plantación de banano (Musa spp.), Gil (2005) determino la
distribución espacio-temporal del agente causal (Tyrophagus putrescentiae Schrank)
de la deformación de las hojas de la espinaca, Barreto (2004) analizo la distribución
del acaro Tetranychus urticae Koch en un cultivo de rosa bajo invernadero (Rosa
spp.), Murcia & Huertas (2002) establecieron la distribución espacial del agente
31
causal de la sarna polvosa (Spongospora subterranea (Wallroth) Lagerheim f. sp.
subterranea Tomlinson) en un cultivo de papa (Solanum spp.), entre otras
investigaciones (Benítez, 2001; Florez, 2001 y Florez & Corredor, 2000).
2.8. Manejo integrado del moho blanco Tanto S. minor como S. sclerotiorum sobreviven durante los períodos de ocurrencia
de los cultivos o cuando estos no tienen lugar, en forma de esclerocios en el suelo o
como micelio en restos de tejidos vegetales infectados (Abawi & Grogan, 1979 y
Ávila & Velandia, 1992).
Subbarao (1998) recomienda la combinación de métodos de control cultural, físico,
químico y biológico para un mejor manejo del moho blanco; ya que el empleo de un
solo método es ineficaz. Ávila & Velandia (1992) sugieren tener en cuenta aspectos
como la humedad, abundancia de malezas, rotación de cultivos y evitar la
alimentación de animales con restos de tejidos vegetales afectados por la
enfermedad.
2.8.1. Humedad Posiblemente es el factor más importante directamente relacionado con la
incidencia. Deben evitarse los excesos de riego y mantener buenos drenajes para
una rápida evacuación de aguas sobrantes.
2.8.2. Malezas Existen malezas susceptibles, portadoras e inmunes; según la relación que se
establezca con el patógeno. Las malezas pertenecientes a la primera y segunda
categoría son las más importantes por cuanto Sclerotinia spp. puede multiplicarse y
sobrevivir indefinidamente en ellas. Entre las primeras están: manzanilla (Matricaria
spp.), vira-vira (Gamochaeta coarctata (Wild.) Kerguélen) y llantén (Plantago major
L.); dentro de las segundas: lengua de vaca (Rumex crispus L.), borraja (Borago
officinalis L.), cenizo (Chenopodium murale L.), bledo (Amaranthus hybridus L.), y al
tercer grupo pertenecen las gramíneas como pastos, maíz (Zea mays L.) y trigo
(Triticum spp.).
32
Desde el punto de vista sanitario, el cultivo debe permanecer sin malezas para
permitir la circulación de aire entre las plantas. Lo cual evita la formación de un
micro-ambiente que favorezca el establecimiento, multiplicación y supervivencia de
Sclerotinia spp.
2.8.3. Rotaciones Deben sembrarse especies no susceptibles. En terrenos donde se ha presentado el
moho blanco no deben sembrarse cultivos que afecta Sclerotinia spp., porque
favorece el aumento de inoculo en el suelo y consecuentemente la incidencia de la
enfermedad.
2.8.4. Restos de cultivos anteriores Los agricultores de la Sabana de Bogotá generalmente utilizan los residuos de
cultivos (habitualmente constituidos por plantas enfermas) para la alimentación del
ganado vacuno. Los esclerocios pasan por el tracto digestivo sin sufrir daño y son
expulsados en el estiércol. Por este medio el inoculo puede dispersarse dentro y
entre lotes de cultivo por el desplazamiento del ganado. Así mismo, la elaboración
de abono orgánico a partir de estiércol facilita la diseminación del moho blanco
rápida y uniformemente. Aunque, Silveira y colaboradores (2005) bajo condiciones
in vitro reportan la inhibición del crecimiento micelial en S. sclerotiorum a partir de
extractos de compost. 2.8.5. Manejo cultural La distribución espacial del moho blanco se presenta en focos, por lo cual es
conveniente retirar todas las plantas afectadas y destruirlas con el fin de no
incrementar el nivel de inoculo. Las hojas bajeras deben recogerse cuando
presentan amarillamiento (Ávila & Velandia, 1992).
2.8.5.1. Desinfección del suelo La desinfectación del suelo es una de las aproximaciones para el control de
patógenos radiculares, en cultivos intensivos y de alto valor comercial. Su principio
básico es eliminar un amplio espectro de fitopatógenos del suelo antes de
establecer un cultivo, por medio de métodos químicos o físicos. Lo cual ofrece otros
33
beneficios, como la erradicación de patógenos de menor importancia (también
llamados parásitos débiles o microorganismos deletéreos) y sustancias tóxicas,
producidas por los microorganismos del suelo o a partir de la descomposición de la
materia orgánica (Katan, 2000 y 1993).
Existen tres enfoques para la desinfestación del suelo: La aplicación de vapor y
plaguicidas, desarrollados desde hace 120 años (y hasta hace poco los únicos
métodos) y la solarización del suelo (relativamente nuevo) (Katan, 1993).
2.8.5.1.1. Solarización del suelo De acuerdo a Hio (2001) la solarización consiste en aprovechar la energía solar,
para aumentar la temperatura del suelo mediante acolchado con plástico negro o
transparente, durante la época de calor. Período en el cual ocurren cambios
biológicos, físicos y químicos en el suelo durante y después de la solarización del
suelo (Annesi & Motta, 1994; Benlioglu et al., 2005; Elmore, 1995; Gelsomino et al.,
2006; Katan, 2000; Otieno et al., 2003; Patrício et al., 2006; Porras et al., 2006; Raio
et al., 1997; Stevens et al., 2003; Tamietti & Valentino, 2006 y Wu et al., 2002).
2.8.6. Manejo químico La eficacia de este método de control depende en la elección del producto, de la
época y de la forma de aplicación. Los i.a. como Iprodione, Vinclozolin, Benomil y
Carbendazin han mostrado un control aceptable cuando se asperjan alrededor de
las plantas (Ávila & Velandia, 1992). Sin embargo, la vida media de los i.a. es corta
debido a la biodegradación por los microorganismos del suelo y a la interacción con
las características físico-químicas del suelo (Subbarao, 1998).
2.8.7. Manejo biológico Se han reportado más de 30 especies entre bacterias y hongos como antagonistas y
micoparásitos de Sclerotinia spp. (Adams y Ayers, 1979; Agrios, 2002 y Subbarao,
1998).
Los mejores biocontroladores reportados son Sporidesmium sclerotivorum Uecker,
Adams y Ayers en S. minor (Adams, 1990 y Adams & Wong, 1991 en Subbarao,
34
1998) y Coniothyrium minitans en S. sclerotiorum (McLaren et al., 1996 en
Subbarao, 1998).
En Colombia bajo condiciones de campo en el Instituto Colombiano Agropecuario
(ICA), Tibaitatá, Ávila & Velandia (1992) reportaron que el hongo T. harzianum Rifai
asperjado mediante el mismo procedimiento empleado en las aplicaciones de
productos químicos, presentó un 22,4% de plantas afectadas con respecto al
tratamiento con Benomil 15,7%.
Los microorganismos antagónicos ofrecen una alternativa al uso de fungicidas en la
producción de cultivos. Sin embargo, existen muchos problemas relativos a la
formulación, aplicación y supervivencia de los antagónicos bajo condiciones de
campo; en las cuales comúnmente se desarrolla el cultivo de lechuga (Ávila &
Gutiérrez, 1991). Actualmente el laboratorio de Control Biológico de CORPOICA,
Tibaitatá viene adelantando investigaciones con la cepa de T. koningii Oudemans
para el control del moho blanco (Moreno, comunicación personal).
2.8.8. Manejo botánico Tradicionalmente algunos agricultores han desarrollado actividades de agricultura
sostenible, utilizando plantas nativas para varias prácticas agrícolas; de las cuales
diferentes especies son reconocidas por sus propiedades bactericidas, fungicidas,
nematicidas e insecticidas (Duke, 1995 en Rodríguez & Velandia, 1996 y Lee,
2002). Está forma de control ha despertado gran interés entre los investigadores,
con resultados promisorios bajo condiciones in vitro y poco significativos en
condiciones de campo (Adandonon et al., 2006; Clarke, 1966; Curtis et al., 2004;
Muto et al., 2006; Natarajan et al., 2006 y Silveira et al., 2005).
En la mayoría de estudios recientes se ha comprobado que los metabolitos
secundarios de plantas con efectos insecticidas y fungicidas, pueden actuar como
controladores de organismos plaga; sin afectar o alterar la micro y macro fauna en
general (Hio, 2001).
35
Hio (2001) en Colombia, reporta el control de patógenos en cultivos de importancia
económica. Mediante hidrolatos crudos de raíces, tallos, hojas, flores y frutos de
plantas, aplicados directamente al suelo y a la zona donde se presente la
sintomatología; logrando reducir poblaciones de plagas en cultivos.
Entre las especies de plantas con sustancias supresivas están el ajo (Allium sativum
L.), el cual contiene un alto contenido de bisulfuro de alipropilo y es recomendado
para el control de Phytophthora infestans (Mont.) de Bary (Rodríguez y Velandia,
1996), Aphanomyces euteiches, Colletotrichum coccodes (Wallr.) S. J. Hugnes,
Fusarium moniliforme Sheldon, F. oxysporum Schlecht, P. cinnamomi, Pythium
aphanidermatum (Edson) Fitzp., Rhizoctonia solani Kuhn, Sclerotium rolfsii Sacc. y
S. sclerotiorum (Auger et al., 2004); la caléndula (Calendula officinalis L.) para el
control de bacterias en tomate; la ortiga (Urtica spp.) previene el ataque de Pythium
sp. en semilleros y la cola de caballo (Equisetum spp.) es utilizada como fungicida
contra diferentes hongos en Solanáceas (Rodríguez & Velandia, 1996).
Los estudios para el control de Sclerotinia spp. son pocos y han sido desarrollados
bajo condiciones in vitro. Espinosa (2005a) reporta el efecto inhibitorio en S.
sclerotiorum (aislado de un cultivo de lechuga), a partir de extractos vegetales de ajo
y manzanilla (Matricaria recutita L.). Diniz y colaboradores (2005) obtuvieron la
inhibición de S. sclerotiorum (aislado de estevia, Stevia rebaudiana (Bert.) Bertoni)
por aceites de tomillo (Thymus vulgaris L.), albahaca común (Ocimum basilicum L.),
manjerona (Origanum majorona L.), menta (Menta piperita L. var. citrato (Ehr.)
Briq.), estragón (Artemisia draconculus L.). Tassara y colaboradores (2001) lograron
retardar la aparición de los síntomas por S. sclerotiorum en plántulas de lechuga
(bajo condiciones controladas), a partir de la aplicación del extracto etéreo del alga
Nostoc muscorum en los tallos de lechuga.
Al igual que los diferentes i.a. de las plantas afectan el crecimiento de patógenos
microbiales, se ha reportado el efecto inhibitorio de diferentes extractos vegetales
sobre cepas de Trichoderma spp. (Anónimo, 2005 y Espinosa, 2005b).
36
3. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN
Debido a la falta de estrategias eficientes y la aplicación de métodos de control
inapropiados por parte de los agricultores de Cota, en los últimos años el moho
blanco originado por S. minor y S. sclerotiorum asociado al cultivo de la lechuga, ha
aumentado su prevalencia y disminuido la producción local.
El principal mecanismo de diseminación y prevalencia, está relacionado con la
abundante formación de esclerocios a partir de plantas enfermas y en segundo lugar
el flujo de ascosporas por la formación de apotecios. Frecuentemente presentados
por S. sclerotiorum, en otras latitudes. Ante esto es importante conocer ¿Cuál es la
especie prevalente?
Las estructuras de reproducción pueden permanecer viables durante años, debido a
la resistencia a factores adversos y además pueden multiplicar su población durante
los siguientes cultivos, debido a los múltiples hospederos. De está forma el inoculo
llega a ser redistribuido a través del perfil del suelo, generando diferentes patrones
de distribución espacial de la infección. Por lo cual, es importante saber ¿Cuál es la
distribución espacial y densidad de inoculo en el lote de estudio?
Ante está doble problemática: persistencia en el suelo y métodos de control
inapropiados, el conocimiento del patrón de distribución espacial contribuiría a
generar las bases para el diseño de métodos de control dirigidos a sitios
específicos. A partir de la evaluación de diferentes productos ecológicos para el
control del moho blanco. Por lo tanto es necesario determinar ¿Cuál de los
productos ofrecerá un mejor control del moho blanco?
Los resultados serán de gran utilidad para la implementación de planes de manejo
integrado del moho blanco, generando información que contribuya a la
sostenibilidad del cultivo.
37
4. OBJETIVOS 4.1. Objetivo general Identificar las especies de Sclerotinia spp. presentes, al igual que el patrón de
distribución espacial de los esclerocios y ensayar diferentes productos ecológicos
para el control de Sclerotinia spp., tendientes a contribuir con la estructuración de un
plan de manejo integrado del moho blanco en el cultivo de lechuga.
4.2. Objetivos específicos o Caracterizar morfológica y patológicamente la especie de Sclerotinia spp.
o Cuantificar e identificar la población y la distribución espacial de esclerocios
de Sclerotinia spp. en el lote.
o Evaluar la eficacia de los productos a base de extractos vegetales y T.
koningii Th003, en conjunto con la solarización del suelo, en la reducción de
la incidencia del moho blanco.
38
5. HIPÓTESIS
5.1. Hipótesis 1
o HO: La población de esclerocios de Sclerotinia spp. estara distribuido
espacialmente al azar en el lote de cultivo afectado.
o HI: Los esclerocios estaran distribuidos en forma agregada. 5.2. Hipótesis 2
o HO: Los esclerocios de alguna de las especies de Sclerotinia spp., tendrán
mayor abundancia.
o HI: El número de esclerocios será aproximadamente igual para ambas
especies.
5.3. Hipótesis 3
o HO: Al menos uno de los tratamientos a base de extractos vegetales o T.
koningii Th003, solo o en conjunto con la solarización del suelo, reducirá
significativamente la incidencia del moho blanco.
o HI: Ninguno de los tratamientos con base en extractos vegetales o T. koningii
Th003, disminuirá significativamente la incidencia del moho blanco.
39
6. MATERIALES Y MÉTODOS
En el inicio de está investigación dentro del área rural del municipio de Cota (Figura
8), se desarrollo un muestreo piloto (octubre - noviembre de 2005), con el objetivo
de encontrar un lote comercial, con una alta incidencia del moho blanco. Los
criterios que se tuvieron en cuenta para escoger el sitio fueron: homogeneidad en
las camas, alta cantidad de esclerocios en el suelo y distancias de siembra
similares.
La investigación se realizó en dos períodos definidos así: 1) Identificación y análisis
espacial de Sclerotinia spp. y 2) manejo integrado del moho blanco.
Figura 8. Vista panorámica de la zona rural en el municipio de Cota
6.1. Zona de estudio La investigación fue desarrollada en un área plana de 700 m2 aprox. Dentro de un
lote comercial destinado al cultivo de lechuga Batavia, de la Finca Pozo Azul,
ubicada en la vereda La Moya, Cota (Cundinamarca, Colombia).
El municipio se encuentra a 14 km hacía el noroccidente de Bogotá, D. C. (Figura 9)
y geográficamente a 4º 49’ 05,665’’ latitud norte y 74º 07’ 20,904’’ longitud oeste.
Está a una altura promedio de 2547 m.s.n.m., temperatura promedio anual de 13.7
40
ºC, precipitación anual 700 mm y suelos de origen volcánico con textura franco-
arenosa.
Es uno de los mayores productores de hortalizas de la Sabana de Bogotá, donde en
los últimos años ha habido una disminución de la producción de lechuga. Debido
entre otras razones, a la alta prevalencia de Sclerotinia spp. agente causal de la
enfermedad comúnmente llamada moho blanco.
Figura 9. Franja de estudio
6.2. Diseño experimental Para determinar la distribución espacial de esclerocios, se utilizó un muestreo
sistemático (Steel & Torrie, 1988). En la evaluación de la eficacia de los productos
ecológicos para el control del moho blanco, durante la segunda etapa de la
investigación se utilizó un diseño de parcelas divididas (Reyes, 1992). Las cuales
constituían las parcelas principales, previamente sometidas con y sin la solarización
del suelo (Anexo 4). A la vez cada parcela principal estuvo divida aleatoriamente en
subparcelas, conformadas por seis productos (tratamientos) para el control del
moho blanco y un testigo absoluto.
6.3. Muestreo espacial El lote escogido estuvo compuesto por doce camas de 1.50 x 35 m (52.5 m2)
después de haber sido cosechado (26 - 29 de diciembre, 2005) y rastrillado con un
41
tractor (Ford®), según el manejo dado por el agricultor. Se realizó en el sitio
correspondiente a cada cama (previamente demarcada en los extremos) un
muestreo sistemático. Entre el 1 - 3 de enero, 2006 se realizo un muestreo espacial,
tomando muestras de suelo (en bolsas plásticas previamente etiquetadas, con el
número de surco y la ubicación o distancia del sitio donde fueron tomadas) cada 5 m
centrales en un área de 10 x 10 x 10 cm (1000 cm3) a lo largo de cada cama (Figura
10).
Figura 10. Muestreo espacial de suelo. A: Lote rastrillado, B: Toma de muestras y C:
Muestreo sistemático
A B C
En total fueron recolectadas 96 muestras, las cuales fueron almacenaron bajo
condiciones de invernadero (invernadero de experimentación no. 6 del programa de
Manejo Integrado de Plagas - MIP) en el Centro de Investigaciones y Asesorías
Agroindustriales de la Universidad de Bogotá Jorge Tadeo Lozano (CIAA - UJTL)
(ubicado sobre la carretera central del norte 3 km después de La Caro a 4º 52’
latitud norte y 74º 03’ longitud oeste), donde fueron procesadas entre enero - mayo
de 2006 en el laboratorio de Fitopatología.
6.3.1. Aislamiento y cuantificación de esclerocios
Se modifico la metodología de Pratt (1993) para el procesamiento de las muestras.
Cada muestra fue homogenizada y llevada a un peso de 1000 g, para ser lavada
con agua corriente en tamices de 850, 500 y 250 µm. Los residuos retenidos en los
tamices se dejaron secar a temperatura ambiente sobre toallas de papel absorbente
durante un día (Figura 9 A, B y C). Finalizado el procesamiento de las muestras, se
identifico los esclerocios de acuerdo a las características de la especie de
Sclerotinia spp. presente.
42
6.3.1.1. Identificación morfológica Siguiendo los caracteres descriptivos de la clave taxonómica de Kohn (1979) y otras
características descritas por Le Tourneau (1979) en cuanto al tamaño, la forma y el
patrón de formación de esclerocios en agar Papa Dextrosa (APD) (Anexo 1) se
identificaron las especies de Sclerotinia spp.
Utilizando un estereoscopio con ocular de 50X, los esclerocios de Sclerotinia spp. se
identificaron de acuerdo al tamaño y características morfológicas.
Para determinar el patrón de formación de los esclerocios en APD, se desinfectaron
superficialmente en una solución de hipoclorito de cloro 1.5% y después se lavaron
por duplicado en agua destilada estéril, manteniéndolos en agitación durante un
tiempo de 2: 2: 2 min. respectivamente. Después del cual se dejaron secar sobre
toallas de papel absorbente estériles, para ser sembrados sobre la superficie del
APD. Se dejaron bajo condiciones de incubación a 23 ± 2 ºC durante cinco días, a
partir de los cuales se completo la identificación morfológica.
De está manera los valores correspondientes al número de esclerocios de la
especie de Sclerotinia spp. en cada sitio muestreado fueron registrados en una base
de datos, para efectuar el posterior análisis espacial.
6.3.1.2. Prueba de patogenicidad Bajo condiciones de invernadero (temperatura mínima 12.3 ± 0.50 ºC y máxima 28.6
± 1.01 ºC) en el CIAA - UJTL, se dispuso de un arreglo completamente aleatorizado
(Anexo 2), con plantas de ocho semanas de lechuga Batavia. Sembradas en
materos de 1 l y sustrato de siembra turba (Anexo 3). El número de tratamientos se
basó en las especies de Sclerotinia identificadas. Cada tratamiento estuvo
compuesto por cinco repeticiones y cuatro unidades experimentales, junto con un
testigo absoluto, representando un total de 20 plantas por tratamiento (Figura 11).
Las plantas correspondientes a Sclerotinia spp., fueron inoculadas con discos de
APD (8 mm de diámetro) con micelio y esclerocios, a partir de aislamientos de
Sclerotinia spp. en APD. Lo cual facilitó la transmisión de los síntomas por los
43
esclerocios y el micelio. En cada planta se inserto un disco entre la axila de las
hojas, para un total de diez discos por planta. Diariamente se evaluó el número de
plantas enfermas, para evidenciar la aparición de los síntomas característicos de
Sclerotinia spp.
Figura 11. Distribución de las plantas en las pruebas de patogenicidad
Durante el transcurso de la evaluación se aplicó riego, con una frecuencia de tres
veces al día (mañana, medio día y tarde); aumentando la humedad para
proporcionar el desarrollo de Sclerotinia spp. y la aparición de los síntomas en las
plantas de lechuga. Cada dos días se aplicaba una solución nutritiva a las plantas.
Al aparecer los primeros síntomas (característicos del moho blanco), se aislaron
tejidos lesionados en APD y se colocaron en condiciones de incubación a 23 ± 2 ºC,
durante cinco días. Después de la incubación se identifico la especie de Sclerotinia
spp. de acuerdo con las características macro y microscópicas. De está forma se
corroboraron los postulados de Koch (Agrios, 2002).
Al final de la evaluación se expreso el número de plantas enfermas en porcentajes,
por medio de la división del número de plantas enfermas entre el número total de
plantas por tratamiento.
6.3.2. Análisis espacial Se utilizó la técnica de la geoestadística (Isaaks & Srivastava, 1989) por medio de la
construcción de un semivariograma ajustado a un modelo matemático (Cressie,
44
1993), para determinar la distribución y asociación espacial de esclerocios. El
semivariograma es una gráfica de la semivarianza en función de la distancia (Figura
12). La semivarianza está definida como la mitad de la varianza de las diferencias
entre observaciones separadas por una distancia (Jaime-Garcia & Cotty, 2003).
El semivariograma se cálculo de acuerdo con la ecuación uno.
h
[∑=
+−=)(
1
2)()()(2
1)(hN
iii hxZxZ
hNhγ ] (1)
Donde, es el valor estimado de semivarianza para , es el número de
pares de puntos separados por , y y
)(hy h )(hN
h )( ixZ )( hxZ i + son los valores para el
número de esclerocios separados por una distancia . h
La determinación de la anisotropía o isotropía se identifica mediante la orientación
del semivariograma. Hay anisotropía cuando el semivariograma cambia en función
de la dirección. Mientras la isotropía se da en torno al incremento de la distancia
(Cressie, 1993 y Isaaks & Srivastava, 1989).
De la misma manera, la forma del semivariograma puede variar. La semivarianza se
incrementa con la distancia entre los puntos muestreados, presentando un valor
constante (la meseta) a una determinada distancia (el rango de dependencia
espacial). Las muestras separadas a distancias menores al rango tienen correlación
espacial y aquellas separadas a distancias mayores no tienen una dependencia
espacial (Figura 12) (Real & McElhany, 1996; Ristaino & Gumpertz, 2000 y Yates et
al., 1986). El espacio comprendido entre el origen del semivariograma y el primer
punto de la gráfica comúnmente es conocido como el efecto pepita, representa el
error de medida (Cressie, 1993).
45
Figura 12. Semivariograma teórico, según un modelo esférico.
Donde, γ ( h ): es la semivarianza, C: la meseta, α : el rango o alcance y : la distancia h
También se diseñaron mapas en 3 D representando la distribución espacial de
esclerocios y como medida directa del patrón de distribución se utilizó la relación
varianza-media presentada por Duque (2000). Donde, una S2 = X es una distribución
al azar, S2 > X es agregada y S2 < X uniforme. El análisis geoestadístico se
desarrollo con el programa Surfer® 8 (Golden Software, Inc., 2002).
6.4. Manejo integrado del moho blanco Después del muestreo espacial, entre el 1 de marzo - 1 de junio, 2006 se estableció
un segundo cultivo de lechuga Batavia, con el fin de evaluar diferentes productos
ecológicos para el control del moho blanco.
6.4.1. Solarización del suelo El lote quedo constituido por once camas, cada una de 1.20 x 35 m (42 m2), y se
dejo una cama de borde (en cada lado). Se eligieron aleatoriamente cinco camas
para la evaluación de los productos (Anexo 4). Las camas seleccionadas se
dividieron en dos partes iguales de 1.20 x 17.5 m (21 m2) y cada una de ellas
represento una parcela principal. Antes de iniciar el proceso de solarización del
suelo, se humedeció el lote a capacidad de campo, con el objetivo de reactivar las
estructuras dormantes del moho blanco, al igual que el de otros patógenos (Elmore,
1995). La solarización del suelo consistió en cubrir las camas con plástico
translúcido de polietileno de 152 µm de espesor durante 32 días (27 de enero - 27
46
de febrero, 2006). La no solarización consistió en dejar las parcelas descubiertas
durante el mismo tiempo.
Las camas fueron cubiertas con el plástico templándolo, ajustándolo en los
extremos con ganchos de enganche y cubriendo los bordes con suelo. De este
modo cada cama quedo completamente cubierta y con un espacio libre entre la
superficie del suelo y la cubierta plástica, permitiendo la circulación de aire y por lo
tanto facilitando la difusión homogénea de calor. Además de evitar el levantamiento
del plástico por las corrientes de viento.
Durante el tiempo que se mantuvo la solarización del suelo, se registraron datos
climáticos en una estación metereológica (Micrometos®), ubicada en la zona de
estudio. En las parcelas con y sin solarización se registró la temperatura del suelo (a
dos centímetros de profundidad) mediante el uso de sensores (Cox Tracer®),
previamente programados para registrar la temperatura cada 10 min., durante los 32
días que duro el montaje de la solarización del suelo (Figura 13).
Figura 13. Solarización del suelo. A: Instalación del sensor, y B y C: Cubiertas
plásticas
A B C
6.4.1.1. Efecto de la solarización del suelo en la población de malezas Finalizado el período de solarización, se levantaron las cubiertas plásticas, dejando
intactas las camas para el establecimiento del cultivo. En cada parcela (con y sin la
solarización) se seleccionaron aleatoriamente tres puntos de muestreo,
estableciendo una cuadrícula de 0.5 x 0.5 m (0.25 m2) para cuantificar el número de
malezas presentes (28 de febrero, 2006).
47
6.4.1.2. Establecimiento del cultivo Antes del establecimiento del cultivo se realizó un análisis de aguas de riego y
fertilidad del suelo, hecho en el laboratorio de Análisis Foliar y Nutrición Vegetal del
CIAA - UJTL. Los análisis revelaron parámetros óptimos para el establecimiento del
cultivo (Anexo 5).
El material vegetal empleado para el cultivo fueron plántulas de lechuga Batavia
(Anexo 6) del semillero del CIAA - UJTL. Se utilizaron rejillas para plantulación de
200 celdas, con sustrato de turba. Cuatro semanas después de la siembra y cuando
las plantas presentaron cuatro hojas verdaderas desplegadas, se llevaron a campo
(1 de marzo, 2006). Las plantas se sembraron a distancias de 0.3 x 0.3 m,
obteniendo una densidad de siembra de 11 plantas/m2 (Figura 14).
Figura 14. Establecimiento del cultivo. A, B y C: Plántulas recién transplantadas y
A B
D C
D: Desarrollo del cultivo Las primeras dos semanas después de transplante se aplico riego por aspersión,
con una frecuencia de dos veces al día, durante todos los días, siguiendo el manejo
dado por el agricultor. Debido al intenso período de lluvias presentado, no hubo que
continuar realizando el riego.
48
6.4.1.3. Efecto de la solarización del suelo en la población de esclerocios El siguiente día después del transplante, en cada subparcela previamente
demarcada se tomaron muestras de suelo (2 - 5 de marzo, 2006) en los 10 cm
centrales entre plantas, a 2 cm de profundidad dentro de una cuadrícula de 10 x 10
cm (200 cm3). Obteniendo 70 muestras correspondientes a las subparcelas con y
sin solarización.
Las muestras de suelo correspondientes a cada subparcela fueron homogenizadas
y se tomo una submuestra de 100 g. La cual fue procesada en el laboratorio de
Fitopatología del CIAA - UJTL, de acuerdo a la metodología descrita anteriormente.
6.4.2. Productos para el control 6.4.2.1. Selección de extractos vegetales Después de un proceso de reconversión de agricultura convencional a orgánica por
parte de un grupo de agricultores de Cota (Lee, 2002); los cuales adoptaron
diferentes métodos ecológicos para el control de enfermedades y plagas en sus
cultivos, como la preparación y aplicación de extractos vegetales tipo purines
(García, 2004 y Vergara, 2001). El programa MIP del CIAA - UJTL evaluó la
estandarización de los métodos de control (Anónimo, 2005 y Jiménez, comunicación
personal).
Debido a que la principal enfermedad limitante en el cultivo de lechuga en Cota es el
moho blanco (Anónimo, 2006, Lee, 2002 y Romero et al., 2006), mediante ensayos
previos bajo condiciones in vitro se determinó que los extractos vegetales de ajenjo
(Artemisia absinthium L.), ají (Capsicum frutescens L.), ajo, caléndula, cola de
caballo (Equisetum bogotense Kunth), helecho marranero (Polypodium vulgare L.),
manzanilla dulce, ortiga blanca (Urtica dioica L.) y ruda (Ruta graveolens L.) inhiben
el radio de crecimiento micelial (RCM) de S. sclerotiorum (Anónimo, 2005 y 2006 y
Espinosa, 2005a). De los cuales, los extractos vegetales de ajo y manzanilla
presentaron los mayores porcentajes de inhibición en el RCM de S. sclerotiorum
(Figura 15) (Anónimo, 2006). Por ese motivo se selecciónaron los extractos
vegetales de ajo y manzanilla para ser evaluados bajo condiciones de campo.
49
Figura 15. Efecto de diferentes dosis del extracto vegetal de
Laboratorio de Fitopatología, CIAA - UJTL
ajo sobre el RCM de S. sclerotiorum
Para la preparación de los extractos vegetales se establecieron parcelas de cultivo
en el CIAA (siguiendo un manejo orgánico), con material vegetal procedente de
Cota. En estás parcelas se seleccionaban plantas sanas y vigorosas, las cuales
eran lavadas en agua pura antes de la preparación de los extractos vegetales.
Los extractos vegetales se elaboraron a partir de dientes pelados de ajo, y flores y
tallos tiernos de manzanilla, los cuales eran finamente picados y puestos en
recipientes plásticos a fermentar en un volumen de agua acorde con la dosis
establecida de 1 y 25 g/l del extracto vegetal (Anónimo, 2006 y Jiménez,
comunicación personal) durante 15 días (agitando con un palo de madera la
solución todos los días). Los recipientes eran cubiertos con una tela de tul, para
evitar la contaminación (Figura 16 E, F, G, H e I).
La preparación y fermentación de los extractos vegetales se realizo bajo
condiciones semicontroladas de invernadero abierto, con una temperatura promedio
de 14 ºC en el CIAA - UJTL. El agua empleada para la preparación de los extractos
vegetales estaba libre de coliformes fecales y totales, de acuerdo a los análisis
microbiológicos del laboratorio de Fitopatología (Niño, comunicación personal).
50
Después de fermentados los extractos vegetales, eran filtrados y envasados
herméticamente en recipientes plásticos. Transportándolos al lote experimental,
para la aplicación y evaluación en el control de Sclerotinia spp.
6.4.2.2. Selección del biocontrolador Se usó el hongo antagonista T. koningii Th003 (Garzón, 2002; Peña, 2002 y
Moreno, 2003), aislado por Cotes (1993) de larvas de Anofeles (Díptera: Culicidae)
muertas en un suelo agrícola de la Sabana de Bogotá (Moreno, 2003) y
proporcionado por el Laboratorio de Control Biológico de CORPOICA, Tibaitatá
(Anexo 7).
La concentración de formulación suministrada fue de 5.8 x 109 conidias/g. El
prototipo de producto se comenzó a aplicar desde la germinación de las plántulas en
semillero cada ocho días, a una concentración de 1 x 109 conidias/ml (dosis 1 g/l de
agua).
Al momento de transplante en cada sitio de siembra correspondiente a la subparcela
tratada con T. koningii Th003, se adicionó 1 g del producto granulado, cubriéndolo
con compost y sobre este se ubico la plántula (Figura 16 A, B, C y D). Durante cada
aplicación, desde semillero se realizó un control de calidad determinando el número
de UFC/g en agar Rosa de Bengala (ARB) (Anexo 1).
6.4.2.3. Selección del producto químico En Cota el i.a. últimamente empleado para el control del moho blanco es la
Procimidona (Anexo 8). El cual es también recomendado por diferentes autores
(Patrício et al., 2006) y fue usado en está investigación como testigo comercial.
6.4.2.4. Aplicación de productos Cada uno de los productos se aplico alrededor de la base del tallo de las plantas de
lechuga, con una fumigadora (Royal Condor®) de espalda (de 20 l) de cono hueco
(Figura 16 J). Los productos se aplicaban entre las 7:00 - 10:00 a.m. para disminuir
las pérdidas por evaporación. Las aplicaciones de los extractos vegetales eran de
30 ml/planta y el hongo antagonista 50 ml/planta, con una frecuencia semanal;
51
mientras que el producto químico 50 ml/planta con una frecuencia quincenal (Tabla
1), de acuerdo a las recomendaciones de las respectivas entidades productoras.
Todos los productos se aplicaron hasta el final del ciclo del cultivo. Dejando dos
semanas como período de carencia, antes de cosechar.
Figura 16. Preparación y aplicación de productos para el control del moho blanco. A:
Aplicación de T. koningii Th003, B y C: Establecimiento de T. koningii Th003 en campo, D: Trasplante, E: Plantas de Manzanilla, F y G: Preparación de extractos vegetales, H e I: Fermentación de extractos vegetales y J: Modo de aplicación
D B C A
F E G
J H I
Tabla 1. Tratamientos
No. Tratamiento Frecuencia de aplicación
Número total de plantas*
1 Manzanilla (1 g/l) Semanal 140 2 Manzanilla (25 g/l) Semanal 140 3 Ajo (1 g/l) Semanal 140 4 Ajo (25 g/l) Semanal 140 5 T. koningii Th003 (1 g/l) Semanal 140 6 Testigo comercial: Procimidona (1 g/l) Quincenal 140 7 Testigo absoluto Sin aplicación 140
*Número de plantas con o sin solarización
6.5. Evaluaciones Semanalmente en cada subparcela con 28 plantas, se determinó el número de
plantas enfermas en cualquier estado de avance de la enfermedad, calculando
52
estos datos al dividir el número de plantas enfermas entre el total de plantas por
subparcela, para ser expresado como el porcentaje de incidencia del moho blanco.
Ocho días después de terrminado el experimento (última aplicación), se realizó un
muestreo en las subparcelas tratadas con T. koningii Th003, al igual que en las
demás subparcelas, con el objetivo de evaluar la colonización de T. koningii Th003.
En cada subparcela se tomó una muestra de suelo alrededor de la base del tallo de
las plantas de lechuga. Las muestras fueron etiquetadas y almacenadas en bolsas
plásticas, transportándolas al laboratorio de Fitopatología del CIAA - UJTL donde
fueron almacenadas en una nevera. Cada muestra fue homogenizada y de cada
una se tomo una submuestra de 10 g para ser diluida y puesta en agitación en 90 ml
de agua peptonada estéril (dilución 1:100), a partir de la cual se realizaron
diluciones seriadas 1:10 hasta 1: 1000. De cada dilución se sembraron por triplicado
0.1 ml en superficie del ARB.
Después de cinco días de incubación a 23 ± 2 ºC, se efectuó el recuento de UFC/g
contando las colonias con características macro y microscópicas del genero
Trichoderma, ya que este biocontrolador es un microorganismo de amplia
distribución y los métodos de identificación empleados no brindaban garantía para la
identificación de las colonias de T. koningii Th003.
6.6. Análisis estadístico 6.6.1. Valor del Área Bajo la Curva de Progreso de la Enfermedad (ABCPE) Para cada una de las curvas de progreso de la enfermedad en cada tratamiento se
determinó el valor del ABCPE. Siguiendo el método de la integral del trapezoide,
descrito por Campbell & Madden (1990) y Xu (2006) según la ecuación dos.
( )( )iiii
n
itt
yyABCPE −+
++= ∑
−
12
11
(2)
Donde, es la proporción de la incidencia en la n observación, son los días
después del transplante y n es el número total de observaciones.
iy it
53
El valor del ABCPE se cálculo en el programa Excel del paquete informático
Windows 2000.
6.6.2. Modelación Las curvas de progreso del moho blanco en cada una de las subparcelas con y sin
solarización se analizaron por medio de diferentes modelos estadísticos (Campbell
& Madden, 1990 y Xu, 2006), obteniendo el mejor ajuste en el Modelo Logístico
(Verhulst, 1838) dado por la ecuación tres de la forma derivada.
( )γα
−−+= ddtKe
y1
(3)
Donde, y es el número de plantas enfermas, α es la máxima incidencia (asintota
horizontal de la curva), e la base del logaritmo natural, K la pendiente en el punto de
inflexión, ddt los días después del transplante y γ el tiempo en ddt en el cual se
presenta el punto de inflexión de la curva. A partir del Modelo Logístico se
obtuvieron los parámetros α , K y γ para cada uno de los tratamientos. El análisis
se desarrollo en la herramienta informática SAS (Statistical Analysis Systems
Institute, Inc., Cary, NC, USA).
Al valor del ABCPE y los parámetros α , K y γ en cada uno de los tratamientos, y el
promedio de malezas y esclerocios (en las parcelas con y sin solarización del suelo)
se les realizó una prueba de t por medio del procedimiento del Modelo Lineal
General (de sus siglas en inglés GLM) en el programa SAS.
54
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 7.1. Identificación de Sclerotinia spp. Se identificaron las especies S. minor y S. sclerotiorum a partir de aislamientos en
tejidos de lechuga Batavia, afectados por el moho blanco y de los caracteres
morfológicos de esclerocios cuantificados por medio del tamizaje de suelo. Los
esclerocios hallados correspondientes a S. minor eran casi redondos, con un
diámetro entre 0.5 - 2 mm y una medula blanca (Figura 17 A). En APD formó micelio
algodonoso (con poco micelio aéreo), hialino, septado y altamente enramado,
acompañado por la abundante formación de esclerocios al cabo de cinco días. Los
esclerocios presentaron dos patrones de formación en la superficie del medio: El
primero fue aleatorizado y el segundo formación de círculos concéntricos, junto con
la agregación de algunos esclerocios (Figura 18 A, B, C y D).
S. sclerotiorum produjo esclerocios irregulares, con un diámetro entre 2 - 15 mm
(Figura 17 B), definido por un patrón de formación en APD hacía los extremos y
pocas veces acompañado en el centro de la colonia por una conformación radial. Al
igual que S. minor, presento similares características macro y microscópicas en el
micelio. El cual se torno gris en la zona vegetativa al avanzar la edad del cultivo. En
algunos aislamientos se presentó poco micelio aéreo y en otros solo micelio
vegetativo, con una escasa producción de esclerocios (Figura 18 E y F) a partir de
siete días. Estás características son debido a factores ambientales y la edad de los
esclerocios recolectados de campo (Arbaoui et al., 2004). Los esclerocios de ambas
especies estuvieron cubiertos por un exudado, el cual contiene sustancias orgánicas
e inorgánicas involucradas en la regulación del desarrollo del esclerocio (Le
Tourneau, 1979). De acuerdo a Khon (1979) y Le Tourneau (1979) los caracteres
morfológicos de los esclerocios y el patrón de formación en medio de cultivo,
corresponden a S. minor y S. sclerotiorum. Aunque ambas especies de Sclerotinia
están emparentadas, los caracteres representan una amplia variabilidad.
55
Figura 17. Esclerocios. A: S. minor y B: S. sclerotiorum
B A
A B C
E D F
Figura 18. Colonias de S. minor y S. sclerotiorum. Crecimiento de S. minor A: Formación aleatorizada de esclerocios; B, C y D: Formación de esclercios en forma de círculos concéntricos, con agregación de algunos esclerocios; y crecimiento de S.
sclerotiorum E: Formación de esclerocios hacía los extremos de la colonia y F: Formación de esclerocios en halos concéntricos
Si bien al género Sclerotinia pertenecen 250 especies (Kohn, 1979; Finch-savage et
al., 2003 y Mitkowski & Colucci, 2006), solo tres especies patogénicas son
reconocidas: S. trifoliorum Erikss., S. minor y S. sclerotiorum (Ekins et al., 2005;
Kohn, 1979; Öhberg et al., 2005 y Willetts & Wong, 1974). En la lechuga solo están
registradas las especies identificadas en está investigación (Bardin & Huang, 2001;
Subbarao, 1998). No obstante, S. minor y S. sclerotiorum son hospedantes de más
de 90 especies vegetales (Melzer et al., 1997 y Subbarao, 1998). De acuerdo a
Ekins y colaboradores (2005) el mejor criterio para la clasificación de S. minor y S.
sclerotiorum es el tamaño de los esclerocios y el hospedero del cual se aislaron. Lo
cual contrastó con la identificación realizada por estos autores en diferentes
56
aislamientos de Sclerotinia spp., mediante el uso de sondas de restricción en
fragmentos polimorfonucleares.
Sin embargo, pese a las diferentes técnicas moleculares utilizadas (Atallah et al.,
2004; Freeman et al., 2002; Jamaux & Spire, 1994; Meinhardt et al., 2002 y Mert-
Türk et al., 2007), los caracteres morfológicos empleados para la identificación de
las especies de Sclerotinia respaldan los resultados.
A diferencia de S. sclerotiorum el cual ya estaba reportado en la Sabana de Bogotá
por diferentes autores (Arias & Tautiva, 2006; Arias, Tautiva & Piedrahíta, 2006;
Ávila & Velandia, 1992; Ávila & Gutiérrez, 1991a y 1991b; Devia & Gomezplata,
2002; Espinosa, 2005a; Martínez, 1999; Rodríguez, 2001 y Torres & Rodríguez,
2006), la identificación de S. minor en este trabajo se encuentra entre los primero
reportes para la zona de estudio.
Asociados a los aislamientos de esclerocios, frecuentemente se presentaron
colonias características del genero Fusarium spp. (Figura 19) (Barnett & Hunter,
1972 y Nelson et al., 1983). Las cuales inhibieron (con una alta frecuencia) la
germinación miceliogénica de los esclerocios en APD.
De acuerdo a diferentes autores (Adams & Ayers, 1979; Merriman, 1976 en
Delgado, 1990 y Mette & de Neergaard, 1999) los esclerocios en el suelo se
encuentran parasitados por diferentes hongos. Así, Zazzerini & Tosi (1985) aislaron
las especies F. avenaceum (Fr.) Sacc., F. equiseti (Corda) Sacc. y F. solani (Mart.)
Sacc. a partir de esclerocios de S. sclerotiorum y Rodríguez y colaboradores (2006)
identificaron la Ciclosporina A, a partir de una cepa de F. oxysporum antagónica en
S. sclerotiorum. Lo cual indica que aunque no se determinó la actividad antagónica
de los aislamientos de Fusarium spp., los esclerocios están sometidos a las
interacciones con otros micoparásitos. Lo cual podría estar contribuyendo en la
disminución de la viabilidad del inóculo disperso en el suelo. Además de representar
el aislamiento de Fusarium spp. un potencial biocontrolador.
57
Figura 19. Colonia de Fusarium spp. asociada con el crecimiento de esclerocios en S.
minor 7.2. Prueba de patogenicidad El 85 y 75% de las plantas inoculadas con esclerocios de S. minor y S. sclerotiorum
respectivamente, presentaron los síntomas y signos típicos del moho blanco (Figura
20 A, B y C). Los síntomas en las hojas inoculadas avanzaron en sentido acopétalo
hacía el tallo y raíces. Caracterizados por pudriciones acuosas, y abundante
formación en los tejidos de las plantas interna y externamente de esclerocios
característicos de las dos especies de Sclerotinia spp. (Figura 20 D y E).
S. minor presentó un período de incubación de tres días, a partir de los cuales se
evidenciaron los primeros síntomas característicos del moho blanco; seguido por un
período de latencia de cuatro días, en los cuales se presento micelio y esclerocios.
En S. sclerotiorum el período de incubación fue de cuatro días y el período de
latencia cinco días con la aparición de micelio y siete días con la aparición de
esclerocios. De acuerdo a Lumsden (1979) los esclerocios de S. minor tienen
reservas energéticas, lo cual permite la directa penetración de la cutícula por las
hifas en el huésped. Mientras en la germinación miceliogénica de S. sclerotiorum las
hifas inicialmente deben nutrirse y desarrollarse. Lo cual explica la aparición
temprana de los síntomas y signos en las plantas inoculadas con S. minor.
Las hifas se adhieren con sustancias mucilaginosas por contacto directo en el
hospedero. Donde por presión mecánica y secreción de enzimas Sclerotinia spp.,
penetra inter e intracelularmente los tejidos. Formándose los esclerocios al cabo de
3 - 7 días (Lumsden, 1979). Lo cual se presentó en las plantas inoculadas.
58
En los tejidos vegetales Sclerotinia spp. produce proteasas, celulasas, β-1-4
glucosidasas, pectinasas y poligalacturonasas (Billon et al., 2002; Hegedus &
Rimmer, 2005 y Riou et al., 1991), las cuales junto con la secreción de ácido oxálico
(Bolton et al., 2006) degradan la lámina media y la pared celular de los tejidos
vegetales. Presentándose los síntomas característicos del moho blanco. De está
manera se comprobaron los postulados de Koch (Agrios, 2002), confirmando la
etiología del moho blanco.
Figura 20. Pruebas de patogenicidad. A y B: Síntomas característicos del moho
blanco, C: colonización y pudrición basal, D y E: aislamiento de S. minor y S. sclerotiorum
B A C
E D F
7.3. Análisis espacial 7.3.1. Abundancia de esclerocios Asociados con una incidencia de 42% en el cultivo, se localizaron esclerocios de S.
minor y S. sclerotiorum. Mayoritariamente se encontraron esclerocios de S. minor en
un rango de 1 - 31 esclerocios/1000 g de suelo, representados por un total de 549
esclerocios. Mientras, para S. sclerotiorum hubo 1 - 3 esclerocios/1000 g de suelo,
representado por un total de 58 esclerocios (Anexo 9 y Tabla 2). Por lo cual, S.
59
minor fue la especie predominante dentro del lote de cultivo, en relación a la
población de esclerocios.
Tabla 2. Abundancia de esclerocios
Número total ds* X** Número mínimo Número máximo de esclerocios de esclerocios de esclerocios S. minor 549 6.64 6.24 1 31 S. sclerotiorum 58 0.97 0.66 1 3
*Desviación estándar **Media
Diferentes autores (Abawi & Grogan, 1979; Schwartz & Steadman, 1978 y
Subbarao, 1998) indican que la formación de esclerocios en S. minor es mayor con
relación a S. sclerotiorum. Debido a que el principal modo de diseminación de S.
sclerotiorum, es a través de ascosporas, liberadas a partir de apotecios (Abawi &
Grogan, 1979; Clarkson et al., 2004; Hao et al., 2003; Subbarao, 1998 y Young et
al., 2004). Lo cual se evidenció en cabezas de lechuga con los síntomas típicos del
moho blanco. Los cuales son originados por la diseminación y colonización de
ascosporas (Subbarao, 1998 y Young et al., 2004).
Sin embargo, Ekins y colaboradores (2005) reportan en S. minor, la formación de
apotecios bajo condiciones in vitro, a partir de esclerocios agregados. Lo cual no es
usual bajo condiciones de campo (Abawi & Grogan, 1979 y Subbarao, 1998). No
obstante, en este primer cultivo no se hallaron apotecios. Por tal razón, los sintomas
originados en las cabezas de lechuga, aunque eran tipicos del moho blanco, no
pudieron ser atribuidos a alguna de las especies de Sclerotinia. Lo cual indica que
se desconoce la especie que pudo formar apotecios dentro del lote de cultivo.
De acuerdo con Hao & Subbarao (2006) el volumen de competencia de un
esclerocio de S. minor es de 100 cm3 con 4 - 5 esclerocios para originar una
probabilidad de infección del 100%. Sin embargo, los resultados obtenidos,
demuestran que 1 - 31 esclerocios/1000 cm3 de suelo están asociados con una
incidencia general del 42%. Lo cual sugiere que bajo las condiciones del trópico
colombiano el volumen de competencia para un esclerocio podría ser mayor. No
obstante, la incidencia en el cultivo se indica de forma general, ya que no se
60
clasificaron las plantas de lechuga afectadas de acuerdo a la especie de Sclerotinia
presente.
7.3.2. Correlación espacial Se presentó un patrón de distribución espacial agregado, con ausencia de
asociación espacial entre cada uno de los puntos muestreados para S. minor y
positiva en S. sclerotiorum (Anexo 10 y 11).
La distribución espacial de esclerocios de S. minor no se ajustó a ninguno de los
modelos matemáticos presentados en el programa Surfer®. De acuerdo al
semivariograma omnidireccional (Figura 21 A y Tabla 3) la distribución espacial de
esclerocios de S. minor no tiene dependencia espacial entre cada uno de los focos
de agregación (Figura 22 A). Lo cual es debido a las oscilaciones entre los puntos
muestreados, sin que el semivariograma alcanzara un punto de estabilización,
producto de la alta agregación y cantidad de esclerocios, evidenciado en el mapa de
superficie de distribución en 3D y la relación varianza-media (Tabla 4).
Mientras, S. sclerotiorum presentó asociación espacial isotrópica entre 1 - 6 m, de
acuerdo al semivariograma y los parámetros del Modelo Exponencial ajustado
(Figura 21 B y Tabla 3), con diferentes focos de agregación dentro del lote (Figura
22 B y Tabla 4). Después de 6 m entre los focos de agregación, los valores de la
semivarianza pierden asociación espacial y decrecen. Lo cual pudo ser a causa del
bajo número de esclerocios hallados.
Debido a que la modelación de la distribución espacial de esclerocios permaneció
constante direccional y omnidireccionalmente en 0°, 45°, 90° y 135°, no se
modelaron los semivariogramas direccionales.
Tabla 3. Parámetros del semivariograma
Modelo Efecto pepita Meseta Rango (m) S. minor No ajustó 27 --- --- S. sclerotiorum Exponencial 0.05 0.88 1 - 6
61
62
Figura 21. Semivariogramas omnidireccionales. A: S. minor y B: S. sclerotiorum
Tabla 4. Relación varianza-media
S2* X** Patrón de distribución S. minor 44.1 6.24 Agregado S. sclerotiorum 0.94 0.66 Agregado
A
*Varianza **Media
B
Figura 22. Mapas en 3D de superficie del patrón de distribución espacial de esclerocios. A y B: Distribución de esclerocios de
63
5
10
15
20
25
30
1
2
A B
S. minor y S. sclerotiorum respectivamente
Contrario a la falta de asociación espacial reprtado por Wu & Subbarao (2006) para
ambas especies de Sclerotinia, la asociación espacial de S. sclerotiorum
evidenciada en este trabajo, se encuentra en el rango de 8 m reportado por Hao &
Subbarao (2005).
Según Chellemi y colaboradores (1988) la distribución espacial de plantas enfermas
es el reflejo del patrón de distribución de inoculo en el suelo. Así, la distribución
agregada de esclerocios resulta en un patrón de agregación de plantas enfermas
(Dillard, 1984; Hao & Subbarao, 2005 Hao & Subbarao, 1997). Producto de las
prácticas culturales desarrolladas durante la producción del cultivo (Dillard &
Grogan, 1985; Hao & Subbarao, 2006; Kurle et al., 2001; Subbarao et al., 1996 y
Subbarao et al., 1995). Lo cual tuvo una influencia en la distribución de esclerocios,
debido a la reincorporación de restos de plantas enfermas por parte de los
agricultores (práctica normalmente realizada). De está forma la diseminación de
Sclerotinia spp. fue mayor.
Similares resultados han sido reportados (Dillard & Grogan, 1985 y Hao &
Subbarao, 2006) en cultivos de lechuga en California (EE.UU.) y por Xiao y
colaboradores (1997) para la distribución de microesclerocios de Verticillium dahliae
Kleb. en cultivos de coliflor, y Chellemi y colaboradores (1988) para la distribución
de P. nicotianae Breda de Haan var. Parasitica en un cultivo de ají (Capsicum spp.).
De acuerdo con Rossi y colaboradores (1992) en Real & McElhany (1996) el
semivariograma puede ser afectado por diferencias a escala local en la media y la
varianza. Lo cual pudo ser la causa principal para el alto valor de efecto pepita en el
semivariograma de S. minor. Lo que indica la existencia de un proceso espacial que
opera a distancias más pequeñas, que las que fueron tenidas en cuenta para los
valores de cada punto muestreado. Por lo tanto, se deben desarrollar mejores
técnicas de muestreo y un intervalo de muestreo más cortó, se debería incorporar
en futuros estudios.
64
7.4. Manejo integrado del moho blanco 7.4.1. Efecto de la solarización del suelo Los valores de temperatura (Tabla 5) registrados en las parcelas con y sin
solarización mostraron diferencias significativas (gl = 4734, |t| = 79.16 y P < 0.0001,
y Anexo 12). La solarización del suelo incremento substancialmente la temperatura
(Figura 23 y Tabla 5). La precipitación acumulada durante el experimento (27 de
enero - 27 de febrero, 2006) fue de 45.6 mm. Durante todos los días entre las 11:00
- 14:00 las parcelas solarizadas registraron temperaturas de 70 ºC.
La máxima temperatura registrada, fue mayor a la de 50 ºC, reportada por Arias &
Tautiva (2006) en un ensayo similar durante la misma época en el sur-occidente de
la Sabana de Bogotá.
De acuerdo a las recomendaciones de varios autores (Bond & Turner, 2005; Gamliel
et al., 2000; Gamliel & Katan, 1993; Haidar et al., 1999 y Katan, 2000) temperaturas
superiores a 60 ºC por 30 - 60 min. durante la solarización del suelo, son óptimas
para reducir la población de malezas y patógenos. Sin embargo, en otros reportes
(Gelsomino et al., 2006 y Porras et al., 2006) mencionan que el efecto de la
solarización del suelo durante períodos prolongados de tiempo puede originar la
acumulación de sustancias tóxicas, producto de la degradación de la materia
orgánica y generar efectos letales en microorganismos benéficos; ocasionando la
invasión por diferentes patógenos oportunistas. Aunque la zona de estudio cuenta
con las condiciones climáticas ideales para la práctica de la solarización del suelo;
es importante tener en cuenta los efectos colaterales, mencionados anteriormente.
Tabla 5. Temperaturas en las parcelas con y sin solarización
Parcela Temperatura (°C) ds* Temperatura (ºC) Temperatura (ºC) Principal promedio mínima máxima
Con solarización 45.572 11.37 22 70.4 Sin solarización 29.293 4.38 17.4 40.9
*Desviación estándar
65
Figura 23. Promedio de temperaturas máximas registradas en las parcelas
con y sin solarización
7.4.1.1. Efecto de la solarización del suelo en la población de malezas La maleza más abundante fue la ortiga negra (U. urens L.). La cual, se logro reducir
significativamente (gl = 13.2, |t| = 4.08 y P < 0.0013, y Anexo 13) después de la
solarización del suelo (Figura 24). El promedio de malezas en las parcelas
solarizadas fue de 32 plantas/m2, mientras en las parcelas sin solarizar eran 1044
plantas/m2; razón por la cual, se obtuvo una reducción del 96.93% en la ortiga
negra.
Bond & Turner (2005) reportan similares resultados mediante la aplicación de
flameo de llama al suelo. Jiménez & Zuluaga (2006) reportan a la ortiga como la
maleza dominante en Cota, con una frecuencia del 82%. Varios autores (Bond &
Turner, 2005; Elmore, 1995; Sahile et al., 2005 y Tamietti & Valentino, 2001) indican
que el efecto supresor de la solarización del suelo sobre las malezas, es debido a
las altas temperaturas alcanzadas. Las altas temperaturas originan daños en la
actividad enzimática, el metabolismo de proteínas y la estructura de la membrana.
Adicionalmente, una alta concentración de CO2 en la atmósfera del suelo, durante la
solarización, puede inducir la dormancia en las semillas. Como resultado, la
66
solarización reduce las semillas y malezas (Patrício et al., 2006 y Stevens et al.,
2003).
Aunque el efecto de la solarización se presenta principalmente en la superficie del
suelo, disminuyendo con la profundidad a través del perfil de suelo (Benlioglu et al.,
2005; Katan, 1996; Patrício et al., 2006 y Tamietti & Valentino, 2001); podría ser
posible la inhibición parcial de las semillas de ortiga y otras malezas en las capas
profundas del suelo.
Figura 24. Efecto de la solarización del suelo en las malezas
7.4.1.2. Efecto de la solarización del suelo en la población de esclerocios Las altas temperaturas redujeron el número de esclerocios. Hubo una reducción
altamente significativa (gl = 8, |t| = - 3.73 y P < 0.0058, y Anexo 14) teniendo en
cuenta los datos en las subparcelas correspondientes a los testigos absolutos. A 2
cm de profundidad (en todas las subparcelas), solamente se hallaron esclerocios de
S. minor (Tabla 6).
Similares resultados han sido reportados para ambas especies de Sclerotinia spp.
(Barros et al., 2004; Ferraz et al., 2003; Phillips, 1990; Porter & Merriman, 1985 y
Vannacci et al., 1988). De acuerdo a varios autores (Ferraz et al., 2003; Patrício et
al., 2006; Porter & Merriman, 1985 y Stevens et al., 2003) el mayor efecto de la
solarización del suelo se da en los primeros diez cm del perfil del suelo. Sin
embargo, Phillips (1990) reporta mayores efectos a 5 cm de profundidad en S.
sclerotiorum, y Vannacci y colaboradores (1988) reportan efectos a 2 cm de
profundidad en S. minor. No obstante, el efecto de las altas temperaturas decrece
con la profundidad, a través del perfil del suelo (Barros et al., 2004; Elmore, 1995;
Katan, 2000 y 1996; Lopez et al., 1997; Marque et al., 2002 y Porras et al., 2006).
Por lo tanto el efecto de la solarización del suelo logró ser mayor sobre los
67
esclerocios hallados a 2 cm de profundidad. Aunque también debido a la escasa
profundidad de muestreo, pudo haber esclerocios de S. sclerotiorum en las capas
profundas del suelo.
La inactivación térmica de esclerocios de S. minor se da a 40 ºC durante 39 h, a 45
ºC por 6 h y a 50 ºC por 2 h, y en S. sclerotiorum a temperaturas superiores a 35 ºC
(Ben-Yephet et al., 1993 y Ferraz et al., 2003). Similarmente, la germinación de
apotecios y por lo tanto la cantidad de ascosporas dispersadas se reduce
principalmente en los 5 cm en el perfil del suelo (Phillips, 1990). Adicionalmente, la
microflora y otros patógenos son eliminados (Katan, 1996 y Ristaino et al., 1991).
Sin embargo, los microorganismos biocontroladores son termotolerantes y se
reactivan al final del proceso (Ferraz et al., 2003; Otieno et al., 2003; Porras et al.,
2006; Ristaino et al., 1991; Stevens et al., 2003 y Tjamos & Paplomatas, 1988).
Razón por la cual, se asume que las altas temperaturas registradas, contribuyeron a
la muerte o inactivación de la mayoría de esclerocios hallados y demás inoculo
presente.
Tabla 6. Abundancia de esclerocios de S. minor en las parcelas con y sin solarización
Número de esclerocios/100 g de suelo Subparcela Con solarización Sin solarización
T. koningii Th003 9 27 Ajo 1 g/l 1 20 Ajo 25 g/l 4 19 Manzanilla 1 g/l 3 18 Manzanilla 25 g/l 2 14 Procimidona 9 14 Testigo absoluto 0 25 Total 28 137
El principal efecto de las altas temperaturas (durante la solarización del suelo), es
debido al debilitamiento de los esclerocios (Phillips, 1990 y Tamietti & Valentino,
2001). Originándose daños físicos como fisuras y desintegración (Ferraz et al.,
2003; Phillips, 1990 y Porter & Merriman, 1985). Junto con la colonización de
microorganismos, probablemente por los exudados liberados (Ferraz et al., 2003;
Phillips, 1990 y Vannacci et al., 1988). De este modo el inóculo es degradado por
microorganismos biocontroladores y saprofitos (Ferraz et al., 2003; Melero et al.,
68
2000 y Ristaino et al., 1991), los cuales son termotolerantes (Otieno et al., 2003;
Phillips, 1990; Porras et al., 2006; Stevens et al., 2003 y Vannacci et al., 1988). Por
este proceso, hay un aumento de la eficacia de la solarización del suelo y se
disminuye el inoculo para el siguiente ciclo de cultivo.
La solarización del suelo altera las propiedades biológicas y físico-químicas del
suelo (Gelsomino et al., 2006 y Katan, 1996). Así, Patrício y colaboradores (2006)
reportan una alta solubilización del Mn, y Stevens y colaboradores (2003) un
aumento en los iones NH+, lo cual está asociado a la disminución del inoculo de
patógenos radiculares (Patrício et al., 2006 y Stevens et al., 2003). Por lo cual, las
altas temperaturas registradas, pudieron originar un suelo supresivo. No obstante, el
efecto a largo plazo (para los siguientes cultivos) de las altas temperaturas no fue
determinado, y dependería de factores como el volteo del suelo, y la viabilidad y
densidad de inoculo en las capas profundas de este.
7.4.2. Efecto de diferentes productos en el control del moho blanco 7.4.2.1. Valor del ABCPE El valor del ABCPE para los tratamientos en conjunto con las parcelas con y sin
solarización (Figura 25) no mostró diferencias significativas (gl = 1, F-Valor = 6.09 y
P = 0.0691, y anexo 15), por ese motivo en el análisis de contrastes ortogonales
(Tabla 7) sólo se muestra las diferencias entre los tratamientos. Sin embargo, la
solarización del suelo en conjunto con cualquiera de los tratamientos, con excepción
de T. koningii Th003; redujo levemente la incidencia del moho blanco.
El valor de ABCPE para el testigo absoluto presentó diferencias significativas frente
a todos los tratamientos (Tabla 7), pero no mostró diferencias significativas al
compararlo con los extractos vegetales, indicando que las diferencias encontradas
se debieron al efecto de la Procimidona y T. koningii Th003 sobre Sclerotinia spp. El
ABCPE para el tratamiento con Procimidona, mostró diferencias altamente
significativas con respecto a T. koningii Th003 y los extractos vegetales. Así mismo,
el ABCPE de T. koningii Th003 reveló diferencias significativas con el de los
extractos vegetales.
69
Figura 25. Valor del ABCPE en cada uno de los tratamientos en las parcelas con y sin
solarización
Tabla 7. Análisis de contrastes ortogonales para el valor del ABCPE en cada uno de los tratamientos
Contraste ortogonal gl F-Valor Pr > F Testigo absoluto Vs Tratamientos restantes 1 6.18 0.0164**Ajo 1 g/l Vs Ajo 25 g/l 1 0 0.9933 T. koningii Th003 Vs Extractos vegetales 1 5.45 0.0238**Manzanilla 1 g/l Vs Manzanilla 25 g/l 1 1.6 0.2116 Procimidona Vs T. koningii Th003 1 28.12 <.0001**Procimidona Vs Extractos vegetales 1 81.76 <.0001**T. absoluto Vs Extractos vegetales 1 0.26 0.6154
** Diferencias significativas con α = 0.05
El menor valor de ABCPE para Procimidona (Figura 25) demuestra que fue el mejor
tratamiento para el control del moho blanco, seguido por el tratamiento de T. koningii
Th003, con el siguiente valor de ABCPE, mientras que los extractos vegetales no
demostraron un control significativo al compararlos con el testigo absoluto. Tampoco
se encontró diferencias significativas en el valor del ABCPE entre las dosis
utilizadas para los dos extractos vegetales
70
La Procimidona afecta el ciclo mitótico, inhibe la síntesis de triglicéridos, el
crecimiento micelial, la germinación de ascosporas y miceliogénica de esclerocios
(Alberoni et al., 2005; Anónimo, 2001 y 1982; Ribeiro & da Silva, 2004; Yoshida &
Nose, 1990 y Yoshida & Yukimoto, 1993).
La aplicación de Procimidona alrededor de la base del tallo de las plantas de
lechuga representa múltiples mecanismos de protección. En el suelo origina una
barrera, inhibiendo las estructuras reproductivas de Sclerotinia spp. (Ribeiro & da
Silva, 2004). De acuerdo a diferentes evaluaciones publicadas por la Organización
para la Agricultura y la Alimentación (FAO, de sus siglas en inglés), la Procimidona
es poco biodegradable, bajo condiciones aerobias (57%), anaerobias (72%) y en
suelo estéril (70 - 77%). La adsorción de Procimidona está influenciada por el
porcentaje de materia orgánica en el suelo. La lixiviación de Procimidona varía con
la estructura del suelo (Anónimo, 1982). El alto contenido de materia orgánica y la
estructura franco-arenosa del suelo en el lote experimental, sugieren que la
Procimidona tiene un prolongado efecto inhibitorio. No obstante, la vida media de la
molécula varía con las condiciones ambientales de la zona en donde se aplique.
Adicionalmente, no existen evidencias de resistencia en Sclerotinia spp. a la
Procimidona bajo condiciones de campo. Aunque Hubbard & Subbarao (1997) citan
un par de referencias, con base a la resistencia obtenida por S. minor y S.
homoeocarpa Bennett in vitro a la molécula. Estos mismos autores, reportan la
resistencia de S. minor in vitro al Iprodione, que pertenece al mismo grupo de las
Dicarboxamidas, al igual que Procimidona. Sin embargo, la resistencia a las
Dicarboxamidas es más frecuente en Botrytis spp. (Hubbard & Subbarao, 1997).
Estás características hacen de la Procimidona un excelente fungicida para el
manejo de Sclerotinia spp. El efecto del fungicida en las estructuras reproductivas
de Sclerotinia spp. en el suelo, tal vez resulta en un período corto de exposición de
las plantas hospederas al patógeno durante el ciclo del cultivo.
En la planta la Procimidona es translocada en sentido basal, presentando una
moderada acción sistémica en ella (Anónimo, 2001 y 1982). Aunque, Paradjikovic y
colaboradores (2004) bajo condiciones de invernadero, detectaron una alta actividad
71
sistémica después de 30 días. Por ello es resistente al lavado por el agua de lluvia y
el riego por aspersión, normalmente realizado por los agricultores de Cota.
Similarmente, el efecto significativo de la Procimidona ha sido obtenido en otras
investigaciones (Arias & Tautiva, 2006; Patrício et al., 2006; Ribeiro & da Silva, 2004
y Wilson et al., 2005). Sin embargo, Patrício y colaboradores (2006) reportan mayor
efecto en el control de S. minor al aplicar Procimidona en suelos previamente
solarizados, lo cual es contrario a lo reportado por Arias & Tautiva (2006) bajo
condiciones de la Sabana de Bogotá con S. sclerotiorum, mientras en está
investigación no hubo diferencias significativas entre las parcelas con y sin
solarización en la aplicación de Procimidona para el control de S. minor y S.
sclerotiorum. No obstante, el leve efecto en las parcelas previamente solarizadas
pudo deberse a la reincorporación de inoculo. Los resultados obtenidos con la
Procimidona respaldan las características del producto para el control del moho
blanco. Sin embargo, su uso entre los agricultores de Cota es reciente.
El efecto de la aplicación de T. koningii Th003 (reflejado en el valor del ABCPE) en
relación con los estudios de Escande y colaboradores (2002) con T. koningii, y
Jones & Stewart (1997) y Ávila & Gutiérrez (1991a y 1991b) con T. harzianum fue
menor. Las especies pertenecientes al genero Trichoderma actúan como
biocontroladores por medio de la promoción del crecimiento vegetal, inducción de
resistencia, competencia por sustratos, micoparasitismo, antiobiosis y producción de
enzimas degradadoras de la pared celular (EDPC) de microorganismos (Dubey et
al., 2007; Elad, 2000; Elad & Kapat, 1999; Hýsek et al., 2001; McLean et al., 2005;
Sarroco et al., 2006; Sid et al., 2003 y Spiegel & Chet, 1998). Aunque existen
numerosos estudios de los diferentes mecanismos de control de Trichoderma spp.
(Bae & Knudsen, 2005; Elad et al., 1983; Santamarina & Rosello, 2006 y Spiegel &
Chet, 1998), muy poco se conoce sobre los metabolitos antagónicos producidos
(Xiao et al., 2006) y poco sobre el comportamiento de las cepas bajo condiciones de
campo.
Trichoderma spp. es un microorganismo cosmopolita que coloniza raíces, suelo y
tejidos foliares (Ahmad et al., 1995; Cotes, 2000 y Queiroz et al., 2004).
Posiblemente el efecto de T. koningii Th003 se deba a que al aplicarlo alrededor de
72
la base del tallo de lechuga, logra como colonizador secundario colonizar materia
orgánica, suelo, esclerocios y ascosporas, al igual que tejidos infectados por
Sclerotinia spp., lo cual, concuerda con Metcalf y colaboradores (2001) quienes
demostraron que en tejidos cortinales de las raíces de cebolla (Allium cepa L.)
afectados por S. cepivorum, T. koningii Tr5 colonizo el tejido infectado,
micoparásitando las hifas y esclerocios (Constantine & Constantine, 2001; Metcalf &
Wilson, 2001 y Metcalf et al., 2001). Por medio de la producción de diferentes EDPC
de microorganismos y antibióticos (Betancourth, 1997; Castro, 1996; Clavijo, 1998;
Constantine & Constantine, 2001; Saldamando, 1996; Landreau et al., 2002 y
McAllister et al., 1994).
Adicionalmente en recientes reportes (Landreau et al., 2002 y Xiao et al., 2006) se
identificó las trichoconinas a partir de una cepa de T. koningii., las cuales presentan
propiedades antimicrobianas de amplio espectro en bacterias y hongos y una
estabilidad en su acción durante cambios bruscos de temperatura y pH (bajo
condiciones in vitro), lo cual representa un potencial para la incorporación en
ecosistemas agrícolas. El mecanismo de acción descrito, pudo ser el factor
determinante para un mejor control de Sclerotinia spp., frente a los extractos
vegetales. No obstante, la cepa presentó levemente y sin diferencias significativas,
un menor control en combinación con la previa solarización del suelo.
El recuento de UFC/g de suelo (de colonias características de T. koningii Th003),
finalizado el experimento, fue levemente menor en las parcelas solarizadas (Tabla
8), lo cual sugiere la existencia de algún tipo de inhibición parcial en los suelos
solarizados para la colonización de Trichoderma spp. Adicionalmente no se
encontró UFC/g de Trichoderma spp. en las demás subparcelas (tratamientos
restantes) muestreadas.
Tabla 8. UFC/g de suelo de Trichoderma spp. en las parcelas principales
Con solarización Sin solarización 42 x 103 57 x 103
Dilución* 6,91 x 104 8,57 x 104
1,66 x 105 1,532 x 105
*Promedio de cinco repeticiones en cada una de las parcelas principales (con y sin solarización)
73
Al respecto, varios autores (Bennett, 2005; Elmore, 1995 y Rodríguez-Kabana, 1986
en Stevens et al., 2003) indican que la solarización del suelo está asociada a un
incremento de iones, gases tóxicos y ácidos orgánicos en concentraciones
milimolares que pueden ser tóxicos a plantas y microorganismos. Similares
resultados han sido obtenidos por Porras y colaboradores (2006), sin embargo,
Patrício y colaboradores (2006) demuestran que la solarización del suelo contribuye
a la eliminación de sustancias tóxicas. Varios autores (Otieno et al., 2003; Ristaino
et al., 1991 y Stevens et al., 2003) han obtenido resultados positivos en el
establecimiento de los biocontroladores después de la solarización del suelo.
Adicionalmente en investigaciones realizadas por el laboratorio de Control Biológico
de CORPOICA, Tibaitatá (Betancourt, 1997; Clavijo, 1998; Cotes, 2000 y
Saldamando, 1996) se reporta que el tratamiento de pregerminación controlada de
semillas (fitoinvigorización) de tomate en presencia de T. koningii garantiza mayor
protección en la semilla contra patógenos, debido a la colonización de la superficie
de la semilla y de la raíz por parte de T. koningii, el cual, produce enzimas exo β-1,3
glucanasas y exoquitinasas que digieren la pared celular de los patógenos e induce
en la planta la producción de enzimas endo β-1,3 glucanasas y endoquitinasas que
contribuirían al proceso de protección. Por este motivo evaluar la pregerminación de
semillas de lechuga en presencia de T. konigii Th003 podría facilitar una mayor
colonización en los suelos solarizados y mejores resultados significativos.
Trichoderma spp. no afecta, ni coloniza plántulas y tejidos sanos (Metcalf & Wilson,
2001), lo cual dificultó el control de Sclerotinia spp. al presentarse los síntomas
caracteristicos del moho blanco en las cabezas de lechuga (Figura 26 B, C, E y F),
los cuales fueron posiblemente originados por la colonización de ascosporas
(Subbarao, 1998), posiblemente liberadas a partir de los apotecios hallados en este
segundo cultivo, a diferencia del primer cultivo. De está forma, se pudo incrementar
la enfermedad, debido a la incapacidad de T. koningii Th003 para colonizar tejidos
aéreos y por lo tanto impidiendo el micoparasitismo de las ascosporas.
El resultado obtenido con T. koningii Th003, demuestra que pese a la continúa
aplicación, no es un biocontrolador efectivo bajo condiciones de campo; a diferencia
74
de los estudios comúnmente presentados a nivel in vitro (Constantine &
Constantine, 2001; Monteiro & Ulloa, 2006; Sakai et al., 1990; Saldamando, 1996 y
Xiao et al., 2006). Ávila & Gutiérrez (1991a) afirman que Trichoderma spp. debe
aplicarse continuamente para el establecimiento en el suelo, ya que el efecto
benéfico no se manifiesta de una cosecha a otra. Por lo tanto el uso de Trichoderma
spp. debe ser un complemento dentro de prácticas de manejo integrado (Boland,
1997; Chet, 1987 en Melero et al., 2000 y Spiegel & Chet, 1998).
La baja sensibilidad de Sclerotinia spp. a los extractos vegetales de ajo y manzanilla
bajo condiciones de campo no fue consistente con la acción inhibitoria en
condiciones in vitro a partir de los estudios desarrollados por Espinosa (2005a) en el
programa MIP del CIAA - UJTL (Anónimo, 2006). La DL 50 y DL 90 in vitro para la
inhibición del RCM de S. sclerotiorum con el extracto de ajo fue 0.09 y 4.52, y el
extracto de manzanilla 0.18 y 25.40 g/l de acuerdo a un análisis de Probit (Anónimo,
2006). Valores con los cuales se generalizo la dosis de 1 y 25 g/l para aplicar en
campo (Anónimo, 2006).
En los trabajos previos del programa MIP del CIAA - UJTL (Anónimo, 2005) no se
estableció la composición química de los extractos vegetales durante y después de
su fermentación. Sin embargo, diferentes autores (Cerón et al., 1996; Naganawa et
al., 1996 y Scalia et al., 1999) indican que los extractos de ajo y manzanilla
contienen sustancias volátiles, inhibitorias del crecimiento microbiano.
El i.a. del ajo es la Alicina (Obagwu & Korsten, 2003). El cual se convierte en
compuestos volátiles sulfurosos, que actúan como fungistáticos o fungicidas
(Velandia & Ávila, 1995 y Yoshida et al., 1987), ocasionando la alteración de la
permeabilidad de la membrana celular (Curtis et al., 2004), el metabolismo celular
por la oxidación de proteínas (Baron et al., 1997 en Muhsin et al., 2000), inhibiendo
la producción de enzimas y cambios morfológicos en las hifas (Bianchi, 1997).
La manzanilla contiene principalmente trans-β-farneseno y compuestos fenólicos
como taninos (Mulinacci et al., 2000; Sokovic & van Griensven, 2006 y Szoke et al.,
2004), los cuales tienen un modo de acción similar a la alicina y efectos similares a
75
los producidos por algunos fungicidas (Bianchi, 1997). No obstante, el extracto
vegetal de ajo es el que ha mostrado mayores efectos inhibitorios en el RCM de S.
sclerotiorum bajo condiciones in vitro en los ensayos desarrollados en el CIAA -
UJTL (Anónimo, 2006).
Existen diferentes razones para las diferencias en la acción de los extractos
vegetales in vitro y en campo. Las dosis evaluadas en campo fueron aumentadas
basándose en los resultados obtenidos in vitro (Anónimo, 2006), debido a que se
esperaba una mayor acción de los extractos vegetales al aumentar la concentración
del i.a., pero los resultados invalidaron la hipótesis. Lo cual pudo ser a causa de la
variación en la concentración inicial del i.a. obtenida mediante un análisis de Probit
(Anónimo, 2006).
Los ensayos a nivel in vitro involucran la interacción directa del patógeno con el i.a.
de los extractos vegetales evaluados, mientras en condiciones de campo
interactúan el i.a., el patógeno, el hospedero y el ambiente, presentándose
diferentes fuentes de variación que no permiten la directa interacción. Clarke (1966)
reporta la aplicación de extractos vegetales de raíces de ajo antes de sembrar,
disminuye la carga microbiana. Este mismo autor, cita otros autores quienes
obtuvieron la disminución de microorganismos del suelo, después de la aplicación
de extractos vegetales de ajo. Sin embargo, la interacción y resistencia de los
esclerocios (debido a las múltiples capas) (Kohn, 1979) hacía las sustancias activas
de los extractos vegetales, podría impedir el mecanismo de supresión, pudiendo
inhibir únicamente el crecimiento micelial durante la colonización de tejidos
vegetales y la germinación miceliogénica de esclerocios. No obstante, en diferentes
reportes (Auger et al., 2004 y Curtis et al., 2004) se indica que después de haberse
presentado la enfermedad, el efecto de la Alicina es mínimo, debido a que el
patógeno coloniza el tejido, impidiendo el contacto directo con el i.a.
La vida media de los i.a. en campo está determinada por la interacción de diferentes
procesos, como degradación biológica, fotoquímica e hidrolítica; adsorción o
translocación; lixiviación o lavado por lluvias y evaporación. Al respecto, Obagwu &
Korsten (2003) indican que la Alicina se degrada rápidamente, lo cual puede afectar
76
la actividad del extracto vegetal. Los extractos vegetales tipo purines aplicados, son
preparados a base de la fermentación de materiales vegetales (García, 2004 y
Vergara, 2001), los cuales no contienen agentes protectantes o preservantes para el
i.a. No obstante, existen otros métodos de obtención (García, 2004 y Romeu et al.,
2000), con lo cual la concentración del i.a. podría aumentar. Lo cual sugiere que la
obtención de extractos vegetales tipo purines no sería un método adecuado para
mantener las propiedades antimicrobianas.
Otro factor involucrado en la baja acción de los extractos vegetales pudo ser el
volumen y la frecuencia de aplicación. Ya que como se mencionó anteriormente, la
concentración del i.a. pudo variar por diferentes factores. No obstante, la
información referente a extractos vegetales para el control de enfermedades
fungosas es escasa, debido principalmente a que los cambios son menos
perceptibles y por lo tanto más difíciles de estudiar (Rodríguez & Velandia, 1997 y
Stauffer et al., 2000). Existe gran cantidad de estudios bajo condiciones in vitro
(Arévalo et al., 1995; Ayala & Bozzi, 1998; Bautista et al., 2003; Cabeza, 1994;
Cárdenas & Delgado, 1998; Diniz et al., 2005, 2003 y 2002; Duarte, 1996;
Fernández-Acero et al., 2006; Forero, 1994; Konarev et al., 1999; Konstantinidou-
Doltsinis & Schmitt, 1998; Muto et al., 2006; Rana et al., 1999; Rodríguez, 1999;
Satya et al., 2005; Silveira et al., 2005; Urdangarín et al., 1999 y Widmer & Laurent,
2006), pocas publicaciones bajo condiciones semicontroladas (Kagale et al., 2004;
Piñeros & Rivera, 1998 y Velandia & Ávila, 1995) y de campo (Clarke, 1966;
Ocampo, 1996 y Torres, 2006) sin resultados significativos; a diferencia de los
obtenidos por Adandonon y colaboradores (2006) al combinar la aplicación de
Moringa oleifera con biocontroladores en el control de S. rolfsii. No obstante, la
formulación de un aditivo que no afecte la actividad biológica del i.a. posiblemente
contribuiría a mejorar la acción de los extractos vegetales frente a las condiciones
ambientales adversas.
Si bien los resultados obtenidos en condiciones in vitro (Anónimo, 2006) no fueron
consistentes con las evaluaciones en campo, los valores obtenidos, representan una
referencia hacía la susceptibilidad de Sclerotinia spp. para futuras investigaciones.
77
De acuerdo a diferentes autores (Campbell & Madden, 1990; van Maanen & Xu,
2003 y Xu, 2006) el valor del ABCPE es utilizado como descriptor de una epidemia,
al medirla. Factores como el tiempo, la tasa de desarrollo y la incidencia de la
enfermedad están incluidos dentro del valor del ABCPE (Jeger & Viljanen-Rollinson,
2001 y Reynolds & Neher, 1993). A diferencia del ABCPE, el ajuste a un modelo
estadístico de las curvas de progreso para una epidemia permite la estimación de
diferentes parámetros durante el desarrollo de una enfermedad (dy) en el tiempo (dt)
(Nutter & Parker, 1993), lo cual ofrece una mejor comprensión, para el manejo del
moho blanco; de acuerdo a cada uno de los diferentes productos aplicados.
7.4.2.2. Modelación Los parámetros de medición: máxima incidencia (α ), tasa máxima de desarrollo en
el tiempo (K) y tasa máxima de desarrollo del moho blanco (γ ) (Tabla 9) no
presentaron diferencias significativas entre las parcelas con y sin solarización. Por
tal motivo, el análisis de contrastes ortogonales se presenta en conjunto (Tabla 10).
Los valores de máxima incidencia para el tratamiento con Procimidona presentaron
diferencias altamente significativas con respecto a T. koningii Th003 y los extractos
vegetales (Tabla 10). Esto permite asegurar que bajo las condiciones específicas
del ensayo, la aplicación de Procimidona reduce significativamente la incidencia del
moho blanco.
En la tabla 9 se presentan los valores de los porcentajes de incidencia alcanzados
en cada uno de los tratamientos en las parcelas con y sin solarización. Las parcelas
en las cuales se aplicó el tratamiento con Procimidona presentaron valores
promedio de incidencia inferiores al 16%, con una leve reducción en las parcelas
solarizadas al igual que en los tratamientos con extractos vegetales.Aunque no se
observa que la solarización del suelo aumente el efecto funguicida de la
Procimidona, si se observa una menor desviación estándar de la incidencia
promedio cuando se aplica la solarización (Tabla 9). Lo anterior permite sugerir que
la solarización brinda mayor estabilidad a la aplicación de Procimidona.
78
También se detectaron diferencias en la máxima incidencia cuando se aplicó T.
koningii Th003 con respecto al uso de extractos vegetales (Tabla 10). Por lo tanto,
como alternativa ecológica sería mejor el uso de T. koningii Th003, que el de los
extractos vegetales. Al igual que en el caso de la Procimidona la solarización
estabiliza la acción del hongo antagonista.
Adicionalmente en las subparcelas correspondientes al testigo absoluto, como se
menciono inicialmente, el efecto de la solarización del suelo redujo
significativamente la población de esclerocios. Sin embargo, la incidencia del moho
blanco fue mayor en relación con otros tratamientos, lo cual sugiere que la práctica
de la solarización del suelo debe ser un complemento junto con otros productos
para el control del moho blanco. Al respecto, Baker (1987) en Otieno y
colaboradores (2003) indica que en los planes de MIP, el efecto de un medida
podría sobrepasar el límite de tolerancia de un patógeno y por lo tanto debilitarlo, e
incrementar su vulnerabilidad, hacía otro factor. Es así, como las altas temperaturas
alcanzadas durante la solarización del suelo, pudieron originar la alteración de la
viabilidad de los esclerocios. Permitiendo una leve disminución de la incidencia,
para la mayoría de los productos aplicados.
El tiempo en el cual se presenta la tasa máxima de desarrollo del moho blanco
(Tabla 9) no varío con la aplicación de ningún tratamiento (Tabla 10). Los signos y
síntomas característicos del moho blanco en la zona basal de la lechuga (Figura 26)
aparecen a partir de la tercera semana, presentándose la tasa máxima de desarrollo
independientemente del tratamiento, entre los 40 - 50 días después del transplante
(Tabla 9). Lo anterior permite sugerir que los tratamientos para el control del moho
blanco se deben enfatizar antes de los 40 días después del transplante.
La tasa máxima de desarrollo del moho blanco presenta diferencias al comparar el
tratamiento de Procimidona contra T. koningii Th003 y los extractos vegetales (Tabla
10). La Procimidona, muestra los valores más altos de la tasa máxima de desarrollo
de la enfermedad (Tabla 9), los cuales son contrarios a los reportados por Boland
(1997) en el control de S. sclerotiorum con Benomil. Lo anterior es debido a que la
aparición de los síntomas se presentó de forma súbita, en un corto lapso de tiempo
79
(Tabla 9) y no próspero. Además, el alto valor de la desviación estándar para el
tratamiento en las parcelas con y sin solarización (Tabla 9) indica que está
tendencia no se observó sobre todas las repeticiones.
Aunque la solarización del suelo tuvo un marcado efecto al reducir los esclerocios.
No hubo diferencias significativas entre las parcelas con y sin solarización. Abawi &
Grogan (1979) argumentan que la incidencia por S. minor se incrementa si el suelo
es secado antes de la siembra, seguido por un aumentó de la humedad durante el
ciclo del cultivo. Lo cual ocurrió después de la solarización del suelo, con un intenso
período de lluvias. Pudiendo favorecer la reactivación y multiplicación del inoculo de
las capas profundas del suelo (en las parcelas solarizadas).
Figura 26. Síntomas semanas de edad y D
A B C
D E F
G I
Además, las condicion
desarrollo de S. minor
característicos del moho blan, E, F, G, H e I: Plantas madu
es ambientales de alta hu
y S. sclerotiorum (Abawi &
80
H
co. A, B y C: Plantas de cincoras de doce semanas de edadmedad son favorables para
Grogan, 1979; Adams & Ay
el
ers,
81
1979; Ben-Yephet et al., 1993; Boland, 1997; Matheron & Porchas, 2005 y Young et
al., 2004). Lo cual contribuyo en la diseminación y prevalencia del moho blanco.
La transmisión por contacto directo entre plantas es poco frecuente (Abawi &
Grogan, 1979). Por lo tanto, los apotecios hallados (Figura 27 A y D) pudieron ser la
principal causa para el incremento del moho blanco en las parcelas solarizadas.
Figura 27. Apotecios e infección carpogénica en lechuga. A y D: Apotecios hallados,
B, C, E y F: Cabezas de lechuga infectadas por ascosporas
Adicionalmente en las parcelas solarizadas, se observó un mayor desarrollo de las
plantas de lechuga. Posiblemente originado por el incremento de la mineralización
del NH+4-N y la solubilización del Mn2+ durante el proceso de solarización del suelo
(Patrício et al., 2006). Junto con el aumento de microorganismos promotores del
crecimiento vegetal (Stevens et al., 2003). No obstante, esto representa una
apreciación.
Finalmente, las aplicaciones alrededor de la base del tallo de la planta, garantizaron
un cubrimiento total en la principal zona de infección. Sin embargo, bajo condiciones
de un lote comercial este método es inviable. Por lo tanto, se requieren otros
métodos de aplicación.
D
A B
E F
C
82
Tabla 9. Valores de los parámetros estimados en el Modelo Logístico
Máxima incidencia (α )
Tasa máxima de desarrollo del moho blanco en el tiempo
(γ )
Tasa máxima de desarrollo del
moho blanco (K)
Parcela principal Subparcela Incidencia
(%) ds Tiempo (ddt) ds Pendiente ds T. koningii Th003 46.11 9.99 45.35 4.47 0.20 0.064
Ajo 1 g/l 41.54 10.64 40.59 0.63 0.27 0.109Ajo 25 g/l 44.87 13.32 43.71 3.12 0.26 0.119
Con solarización
Manzanilla 1 g/l 56.70 14.95 41.35 2.19 0.28 0.101Manzanilla 25 g/l 51.51 16.43
46.78 6.44 0.21 0.084
Procimidona 1 g/l 14.13 7.74 49.63 5.54 2.85 1.599 Testigo absoluto 43.92 7.32 42.39 2.52 0.29 0.082 T. koningii Th003 45.74 13.86 46.13 7.13 0.90 1.592
Ajo 1 g/l 55.93 18.43
41.90 5.79 0.37 0.403Ajo 25 g/l 59.15 8.97 40.56 2.46 0.26 0.098
Sin solarización
Manzanilla 1 g/l 62.60 12.43 42.36 4.90 0.22 0.109Manzanilla 25 g/l 62.75 12.33 43.25 5.65 0.17 0.066Procimidona 1 g/l 15.11 12.35
41.18 3.92 1.61 2.017
Testigo absoluto 67.54 9.69 40.79 4.35 0.23 0.061
Tabla 10. Análisis de contrastes ortogonales de los parámetros del Modelo Logístico
α γ K Contraste ortogonal gl F-Valor Pr > F gl F-Valor Pr > F gl F-Valor PR > F
Testigo absoluto Vs Tratamientos restantes 1 6.91 0.0115** 1 1.55 0.2198 1 1.83 0.1822 Ajo 1 g/l Vs Ajo 25 g/l 1 0.49
0.4877 1 0.18 0.6705 1 0.03 0.8659 T. koningii Th003 Vs Extractos vegetales 1 5.23 0.0267**
1 3.74 0.0590 1 1.05 0.3117
Manzanilla 1 g/l Vs Manzanilla 25 g/l
1 0.29 0.5924 1 2.30 0.1355 1 0.03 0.8603 Procimidona Vs T. koningii Th003 1 44.81 <.0001** 1 0.03 0.8722 1 21.31 <.0001** Procimidona Vs Extractos vegetales 1 115.65
<.0001**
1 2.99 0.0902 1 47.09
<.0001**
Testigo absoluto Vs Extractos vegetales 1 0.13 0.7163 1 0.35 0.5576 1 0.00 0.9949**Diferencias significativas con α = 0.05
7.5. Impacto social derivado de está investigación Es importante destacar en este trabajo el cambio de actitud de los agricultores
vecinos al sitio donde se desarrollo este trabajo. Los agricultores, en principio fueron
escépticos hacía los resultados que generaría está investigación (Romero et al.,
2006); debido al arraigó en sus conocimientos empíricos para el manejo del moho
blanco e inclusive rechazaron el montaje de los experimentos en sus fincas.
A partir del avance de la investigación y la posterior socialización de los resultados
parciales más relevantes (Figura 28), se logro crear un vínculo con estos, logrando
el cambio de actitud, la adopción de algunos de los principales resultados obtenidos
en está investigación y creando en ellos el interés por vincularse desde sus lotes de
cultivo con las actividades investigativas. Esto se evidenció en una encuesta
realizada a los agricultores dentro de un taller en campo al finalizar los experimentos
en la finca, donde manifestaron que la experimentación para resolver este y otros
problemas fitosanitarios de las hortalizas cultivadas (Figura 29 y 30), debía de
realizarse preferencialmente en sus fincas (Figura 31).
El cambio de actitud en los agricultores es un estímulo y crea las bases para el
desarrollo de futuras investigaciones desarrolladas principalmente bajo condiciones
de campo.
Figura 28. Taller participativo
83
Figura 29. Principales agentes fitosanitarios en Cota
Figura 30. Principales cultivos dados en Cota
Preferencia por sitio de ubicación de la investigación
Fincas de agricultores
Centro de Investigaciones UJTL
Figura 31. Preferencia por el sitio de investigación
84
8. CONCLUSIONES
o Se identificaron las especies S. minor y S. sclerotiorum.
o El período de incubación y de latencia bajo condiciones in vivo de S. minor
en relación con S. sclerotiorum es menor.
o S. minor fue la especie prevalente en el lote analizado, representado por el
alto número de esclerocios.
o El patrón de distribución espacial de esclerocios de S. minor y S.
sclerotiorum es agregado, con una leve asociación espacial en S. minor y la
falta de correlación espacial para S. sclerotiorum.
o La solarización del suelo contribuye a la disminución de malezas y de igual
forma en la reducción de esclerocios para un próximo cultivo; sin embargo, la
sola solarización no disminuye significativamente la incidencia del moho
blanco.
o La aplicación del i.a. Procimidona fue el mejor producto para el control del
moho blanco de la lechuga.
o T. koningii Th003 puede ser utilizado como una alternativa ecológica dentro
de las prácticas de manejo integrado del moho blanco.
o Los extractos vegetales no contribuyeron eficazmente para el control del
moho blanco en condiciones de campo.
85
9. RECOMENDACIONES
o Identificar mediante técnicas moleculares las especies de S. minor y S.
sclerotiorum.
o Caracterizar la microflora asociada a los esclerocios, con el objetivo de
identificar potenciales biocontroladores.
o Desarrollar mejores técnicas de muestreo espacial con una distancia de
muestreó más corta. o Analizar la distribución espacial de plantas enfermas de acuerdo a la especie
de Sclerotinia presente.
o Evaluar el efecto de la solarización del suelo en la disminución de
esclerocios y malezas germinadas a diferentes profundidades a través del
perfil del suelo.
o Determinar la viabilidad de los esclerocios después de un período de
solarización.
o Registrar las temperaturas a diferentes profundidades a través del perfil del
suelo durante la solarización.
o Evaluar los cambios biológicos y físico-químicos en suelos solarizados.
o Evaluar la colonización de T. koningii Th003 en suelos previamente
solarizados.
o Determinar en los cultivos siguientes el efecto de la solarización del suelo en
relación con la incidencia del moho blanco.
86
o Evaluar la pregerminación controlada de semillas de lechuga en presencia
de T. koningii Th003.
o Desarrollar una formulación foliar a base de T. koningii Th003 para el control
en un cultivo de lechuga asociado con la presencia de apotecios.
o Evaluar diferentes formulaciones de extractos vegetales con un aditivo que
garantice la conservación de la vida media de los i.a.
o Determinar el efecto de la solarización del suelo en combinación con el i.a.
Procimidona o T. koningii Th003 en el rendimiento de un cultivo.
87
10. LITERATURA CITADA
1. ABAWI, G. & GROGAN, R. 1979. Epidemiology of Diseases Caused by
Sclerotinia Species. Phytopathology Vol. 69: 899 - 904.
2. ADAMS, P. & AYERS, W. 1979. Ecology of Sclerotinia Species.
Phytopathology Vol. 69: 896 - 898.
3. ADANDONON, A., AVELING, T., LABUSCHAGNE, N. and TAMO, M. 2006.
Biocontrol Agents in Combination with Moringa oleifera Extract for Integrated
Control of Sclerotium-Caused Cowpea Damping-Off and Stem Rot. European
Journal of Plant Pathology Vol. 115: 409 - 418.
4. AGRIOS, G. 2002. Fitopatología. Editorial Limusa-Noriega. México. Pp. 35 -
36, 53 - 54 y 384 - 386.
5. ALBERONI, G., COLLINA, M., PANCALDI, D. and BRUNELLI, A. 2005.
Resistance to Dicarboximide Fungicides in Stemphylium vesicarium of Italian
Pear Orchards. European Journal of Plant Pathology Vol. 113: 211 - 219.
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Nursery. Euro. J. For. Path. Vol. 24: 203 - 209.
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Generación de un Modelo Para Implementación en Sistemas de Producción
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Agroindustriales (CIAA). Universidad de Bogotá Jorge Tadeo Lozano (UJTL).
Chía, Cundinamarca. Pp. 1 - 23.
8. Anónimo. 2005. Evaluación de Estrategias de Manejo Integrado de Plagas y
Generación de un Modelo Para Implementación en Sistemas de Producción
Orgánica de Hortalizas. Tercer informe técnico a COLCIENCIAS. Programa
Manejo Integrado de Plagas, Centro de Investigaciones y Asesorías
Agroindustriales (CIAA), Universidad de Bogotá Jorge Tadeo Lozano (UJTL).
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116
11. ANEXOS
11.1. Anexo 1: Medios de cultivo
Agar Papa Dextrosa
Composición g/l Extracto de papa 4 Glucosa 20 Agar 15
pH 5.6 ± 0.2 a 25 ºC
Agar Rosa de Bengala Composición g/l
K2HPO4 1 MgSO4 7H2O 0.5 Peptona bacteriológica 5 Glucosa (Dextrosa) 10 Rosa de bengala 0.035 Agar 20 Cloranfenicol 1
117
11.2. Anexo 2: Distribución de los materos en las pruebas de patogenicidad
1: Testigo absoluto
2: S. minor
3: S. sclerotiorum
118
119
11.3. Anexo 3: Propiedades de la turba
Estructura pH Adición de abono (mm) g/l sustrato + microelementos
0 - 5 (fina) 5.5-6.5 1
11.4. Anexo 4: Distribución de las parcelas
120
121
11.5. Anexo 5: Análisis de fertilidad en suelo Metodología pH en agua (1:1), CIC y bases de intercambio en acetato de amonio (1:20), elementos menores en DTPA (1:2), boro y C. E.
extracto de saturación, acidez intercambiable solo cuando el pH < 5.5, S por turbidimetría, N-mineral en KCl (1N), método
fósforo (P): Bray II.
Análisis realizado por el laboratorio de análisis de suelos y tejidos vegetales del programa Manejo Sostenible de Suelos, CIAA -
UJTL.
Elementos mayores (mg * kg -1 ó ppm) Elementos menores (mg * kg -1 ó ppm) Elemento analizado N P K Ca Mg S Na Cl Fe Mn Cu Zn B
Resultado 243.0 2715 1456 5187 677 66.9 103 N. A. 84.9 17.6 18.6 47.5 0.69Resultado en cmol+* kg
3.72 25.89 5.56 0.45
Interpretación
Exceso
Exceso
Exceso Optimo Optimo Optimo
Optimo
N. A.
Exceso Optimo Exceso
Exceso
Alto
Bajo 20 20 288 3743 461 45 15.0 11.3 1.1 3.4 0.34Optimo 25 30 403 5183 634 60 20.0 15.0 1.5 4.5 0.45Alto 30 40 518 6622 806 75 115 106.5 25.0 18.8 1.9 5.6 0.56
Elemento analizado pH C. E. ds/m N-NH4 N-O3 Resultado 6.0 1.99 45.1 197.9 Resultado en cmol+* kg Interpretación Optimo Exceso Bajo 6 0.56 Optimo 6.25 0.74 Alto 6.5 0.92
Otros análisis y parámetros de la muestra
Pw % Ps % CIC CICe8.3 75.1 57.6 35.6
Relaciones catiónicas (cmol+ * kg -1)
Ca/Mg Ca/K Mg/K (Ca+Mg)/K Resultado 4.65 6.95 1.49 8.44 Interpretación Optimo Deficiente Deficiente Deficiente Valores óptimos 3 - 5 Dic-18 04-Jun Dic-20
122
11.6. Anexo 6: Ficha técnica lechuga Batavia Nombre común Lechuga, lechuga batavia, lechuga iceberg o crisphead.
Morfología Es una planta herbácea, alcanza una altura no mayor a 20 cm cuando no ha iniciado
la subida a flor, de tallo diminuto no ramificado, del cual salen las raíces y las hojas,
estas son muy grandes con relación a la planta, inicialmente son sueltas pero al
momento de cosecha son un grupo de hojas cerradas sobre el punto crecimiento de
la planta.
Variedades En la lechuga Batavia se busca cabezas apretadas de tamaño grande a medio, bien
formadas, con resistencia o tolerancia a la enfermedad mildeo velloso, de peso
promedio entre 700 - 1000 g. Entre los materiales que se encuentran en el mercado
de semillas del país están: Clímax, Colguard, Grandes Lagos y Winter haven.
Clima
La lechuga Batavia es una hortaliza típica de climas frescos, donde la temperatura
no sobrepase los 25 ºC. Los rangos de temperatura donde la planta crece en forma
óptima, se encuentran entre los 15 - 18 ºC, con temperaturas máximas de 21 - 24 ºC
y mínimas de 7 ºC. Las plantas jóvenes son mas tolerantes al frió, pero las cabezas
maduras pueden afectarse si el frió es muy fuerte. Temperaturas muy bajas - menos
de 10 ºC -, no permiten un buen crecimiento: resultan lechugas pequeñas y con
cabezas demasiado apretadas.
Suelo Los mejores suelos son los arcillo arenosos, de alta fertilidad, con una buena
cantidad de materia orgánica. El pH óptimo en suelos de origen volcánico es de 5.2
a 5.8. El suelo deber ser bien drenado, pero debe poseer una alta capacidad de
retención de humedad debido a que el sistema radicular de la lechuga es muy
superficial, lo que afecta la planta con las más pequeñas variaciones de contenido y
123
humedad en el suelo. Un buen suelo debe tener un mínimo nivel de materia
orgánica con el fin de ayudar a generar una buena estructura. Se debe mejorar el
drenaje de suelos arcillosos y aumentar la retención de humedad y de nutrientes en
suelos arenosos.
Distancia de siembra 40 cm entre hileras., 35 cm entre plantas. Sembrar en camas de de 2 m de ancho,
no más de cinco hileras de plantas.
Densidad de siembra Entre 7 - 8 plantas/m2.
Siembra Las plántulas listas para trasplante deben tener como mínimo tres semanas, cuatro
hojas verdaderas bien formadas, o el ultimo par en formación, libres de de ataque
de enfermedades y de plagas, vigorosas, que no muestren deficiencias
nutricionales.
Preparación del suelo El suelo donde se va a hacer el transplante se prepara a una profundidad mínima de
25 cm, que es donde se encuentra la mayor parte del sistema radicular de la
lechuga.
Fertilización Se fertiliza inicialmente con gallinaza comportada. El reabonamiento se realiza
empleando bovinaza con adición de roca fosfórica y aplicaciones quincenales de
bicarbonato de potasio.
Fisiología del cultivo El ciclo vegetativo de la lechuga Batavia es de aproximadamente doce semanas, sin
embargo, la mayoría de variedades no presenta un desarrollo homogéneo, y en la
practica el cultivo se cosecha entre once y trece semanas. La temperatura tiene un
efecto sobre el llenado del cogollo. En el punto de crecimiento en el centro de la
124
planta - ápice -, se producen hojas nuevas a una velocidad que aumentara con
incrementos de temperatura y luz. Aquí la temperatura es el factor más importante,
pero la intensidad de la radiación influye también en la temperatura que se genere
en la planta. La formación de la cabeza es el resultado de la acumulación de las
hojas jóvenes bajo la capa de hojas que cubren el punto de crecimiento.
Producción En promedio una buena cabeza puede pesar entre 400 - 600 g. Es considerada
como una buena productividad el 80%.
Cosecha y postcosecha La madurez esta basada en la compactación de la cabeza. Una cabeza compacta,
apta para ser cosechada es la que requiere de una fuerza manual moderada para
ser comprimida. Una cabeza muy suelta esta inmadura y una muy firme o
extremadamente dura es considerada sobremadura. Las cabezas inmaduras y
maduras tienen mucho mejor sabor que las sobremaduras y también tienen menos
problemas en postcosecha. Después de eliminar las hojas exteriores, la lechuga
debe presentar un color verde brillante. Además las hojas deben ser crujientes y
túrgidas.
Enfermedades o Mildeo velloso: B. lactuca.
o Moho gris: Botrytis cinerea.
Plagas o Babosas: Agriolimax reticulatus.
o Gusanos trozadores: Agrotis ipsilon y Spodoptera spp.
o Gusanos defoliadores: Chorthophilla brassica, Pieris brassicae, Mamestra
brassicae, S. frugiperda y Trichoplusia sp.
125
126
11.7. Anexo 7: Características del prototipo de producto granulado: T. koningii
Th003
Principio activo T. koningii Th003 Concentración 5.8 x 109 conidios/g Germinación 98 % (a 16 horas) Tamaño de partícula 2 mm (diámetro) Tiempo de desintegración 1 - 4 minutos
Formulación Fungicida polvo mojable de uso agrícola
Procimidona: N (3,5-diclorofenil)-1,2–dimetilciclopropano-1,2–dicarboximida 50% (Ingrediente activo)
Composición
Agentes dispersantes y portadores 50% (Ingrediente inerte)
Formula empírica C13 H11 Cl2 NO2
Formula estructural
Peso molecular 284.13
Categoría toxicologica III (Medianamente toxico)
Solubilidad (% w/w a 25 °C) Acetona 18, acetonitrilo 10.1, ciclohexanono 14.8, etil acetato 11.5, metanol 1.6 y xileno 4.3
Solubilidad en agua 4.5 mg/l a 25 °C
Estabilidad Estable en solventes, inestable en medios alcalinos
Dosis 1 g/l de agua
11.8. Anexo 8: Ficha técnica fungicida comercial (i.a. Procimidona)
127
Información general Tiene una actividad fungicida contra Botrytis cinerea (moho gris), B. squamosa
(moho gris de la cebolla), B. aclada allí (pudrición del cuello de la cebolla),
Sclerotinia spp. y Monilia sp. (pudrición del melocotón). Controla al patógeno
mediante la capacidad inhibitoria del micelio.
Posee moderada actividad de penetración en la planta; por ello es resistente al
lavado de la lluvia. Luego de aplicado a la planta y seca la solución, no hay
diferencia significativa en su eficiencia biológica.
Compatibilidad y fItotoxicidad Es compatible con la mayoría de plaguicidas excepto los compuestos alcalinos.
Además al rosearlo en mezcla con otros plaguicidas, hace posible el control
simultáneo de otros hongos e insectos.
128
11.9. Anexo 9: Número total de esclerocios de S. minor y S. sclerotiorum
Número de esclerocios/100 g de suelo Ubicación* S. minor S. sclerotiorum Total 1 - 0 3 0 3 1 - 5 1 0 1 1 - 10 0 0 0 1 - 15 9 1 10 1 - 20 17 1 18 1 - 25 0 1 1 1 - 30 4 0 4 1 - 35 4 0 4 2 - 0 0 0 0 2 - 5 1 0 1 2 - 10 5 0 5 2 - 15 4 2 6 2 - 20 9 1 10 2 - 25 17 1 18 2 - 30 1 0 1 2 - 35 6 0 6 3 - 0 0 0 0 3 - 5 4 0 4 3 - 10 0 0 0 3 - 15 0 0 0 3 - 20 3 0 3 3 - 25 0 2 2 3 - 30 0 0 0 3 - 35 22 0 22 4 - 0 0 0 0 4 - 5 1 0 1 4 - 10 5 0 5 4 - 15 0 0 0 4 - 20 3 0 3 4 - 25 3 0 3 4 - 30 14 2 16 4 - 35 1 1 2 5 - 0 1 0 1 5 - 5 4 0 4
*El primer digito indica el número de cama y el segundo la ubicación en unidades métricas, donde fue tomada cada muestra
129
Continuación anexo 9
Número de esclerocios/100 g de suelo Ubicación S. minor S. sclerotiorum Total 5 - 10 11 0 11 5 - 15 14 2 16 5 - 20 11 3 14 5 - 25 31 0 31 5 - 30 8 2 10 5 - 35 13 2 15 6 - 0 0 0 0 6 - 5 1 0 1 6 - 10 4 0 4 6 - 15 11 1 12 6 - 20 18 0 18 6 - 25 21 0 21 6 - 30 9 0 9 6 - 35 11 3 14 7 - 0 0 0 0 7 - 5 4 0 4 7 - 10 18 3 21 7 - 15 23 2 25 7 - 20 4 2 6 7 - 25 9 0 9 7 - 30 9 1 10 7 - 35 15 2 17 8 - 0 0 0 0 8 - 5 4 0 4 8 - 10 8 2 10 8 - 15 9 0 9 8 - 20 2 1 3 8 - 25 4 0 4 8 - 30 2 0 2 8 - 35 0 0 0 9 - 0 4 0 4 9 - 5 2 0 2 9 - 10 4 1 5 9 - 15 0 0 0
130
Continuación anexo 9
Número de esclerocios/100 g de suelo Ubicación S. minor S. sclerotiorum Total 9 - 20 5 2 7 9 - 25 12 3 15 9 - 30 5 1 6 9 - 35 0 0 0 10 - 0 2 0 2 10 - 5 16 1 17 10 - 10 14 0 14 10 - 15 4 0 4 10 - 20 8 0 8 10 - 25 6 3 9 10 - 30 21 2 23 10 - 35 8 0 8 11 - 0 0 0 0 11 - 5 0 0 0 11 - 10 0 0 0 11 - 15 6 1 7 11 - 20 5 1 6 11 - 25 3 2 5 11 - 30 8 3 11 11 - 35 0 0 0 Total 549 58 607
131
11.10. Anexo 10: Análisis estadístico de la grilla para la distribución espacial de esclerocios de S. minor
Thu Dec 21 12:36:02 2006
Data Source
X Column: Distancia Occidente - Oriente (A) Y Column: Distancia Sur - Norte (B)
Z Column: Número de esclerocios (C)
Detrending: None
Variogram Grid
Maximum Lag Distance: 13 Angular Divisions: 180 Radial Divisions: 100
Data Counts
Active Data: 88 Original Data: 88 Excluded Data: 0 Deleted Duplicates: 0 Retained Duplicates: 0 Artificial Data: 0
Univariate Statistics
————————————————————————————————————— X Y Z
————————————————————————————————————— Minimum: 0.75 0 0 25%-tile: 3.6 10 1 Median: 9 20 4 75%-tile: 14.4 30 9
Maximum: 18 35 31
Midrange: 9.375 17.5 15.5 Range: 17.25 35 31 Interquartile Range: 10.8 20 8 Median Abs. Deviation: 5.4 10 4
Mean: 9.0681818181818 17.5
6.2386363636364 Trim Mean (10%): 9.0375 17.5 5.65
Standard Deviation: 5.5874157600838 11.45643923739 6.6040523340904
132
Variance: 31.219214876033 131.25 43.613507231405
Coef. of Variation:
1.0585730517303 Coef. of Skewness:
1.3250132188907 ————————————————————————————————————
Inter-Variable Correlation
X Y Z ————————————————————————————
X: 1.000 -0.000 0.034 Y: 1.000 0.308 Z: 1.000
————————————————————————————
Inter-Variable Covariance ————————————————————————————————
X Y Z ————————————————————————————————
X: 31.219214876033 -6.4594794160009E-016 1.2485020661157
Y: 131.25 23.323863636364 Z: 43.613507231405
Planar Regression: Z = AX+BY+C
Fitted Parameters
————————————————————————————————————— A B C
————————————————————————————————————— Parameter Value: 0.039991462664046 0.17770562770563
2.7661380241753 Standard Deviation: 0.12187965778865 0.059441883001432
1.6635388873691 —————————————————————————————————————
Inter-Parameter Correlations
———————————————————————————— A B C
———————————————————————————— A: 1.000 -0.000 -0.664 B: 1.000 0.625 C: 1.000
————————————————————————————
133
ANOVA Table ————————————————————————————————————— Source df Sum of Squares Mean Square F —————————————————————————————————————
Regression: 2 369.13459015695 184.56729507848 4.5226
Residual: 85 3468.8540462067 40.810047602432 Total: 87 3837.9886363636
—————————————————————————————————————
Coefficient of Multiple Determination (R^2): 0.09617917746278
Nearest Neighbor Statistics
—————————————————————————————————— Separation |Delta Z|
—————————————————————————————————— Minimum: 1.05 0 25%-tile: 1.8 2 Median: 1.8 5
75%-tile: 1.8 10 Maximum: 1.8 28
Midrange: 1.425 14 Range: 0.75 28
Interquartile Range: 8.8817841970013E-016 8 Median Abs. Deviation: 8.8817841970013E-016 3
Mean: 1.6636363636364 6.5568181818182
Trim Mean (10%): 1.6875 6.225 Standard Deviation: 0.28927095593995 5.5223882237864 Variance: 0.083677685950413 30.496771694215
Coef. of Variation: 0.17387871668522 0.84223598560347 Coef. of Skewness: -1.6499158227686 1.1037926491902
Root Mean Square: 1.6885981275495 8.5725513333917 Mean Square: 2.8513636363636 73.488636363636
——————————————————————————————————
Complete Spatial Randomness
Lambda: 0.14575569358178 Clark and Evans: 1.2702849842756 Skellam: 229.79505331747
134
11.11. Anexo 11: Análisis estadístico de la grilla para la distribución espacial de esclerocios de S. sclerotiorum
Thu Dec 21 12:46:58 2006
Data Source
X Column: Distancia Sur - Norte (A) Y Column: Distancia Occidente – Oriente (B)
Z Column: Número de esclerocios (C)
Variogram Grid Maximum Lag Distance: 13
Angular Divisions: 180 Radial Divisions: 100
Data Counts
Active Data: 88 Original Data: 88 Excluded Data: 0 Deleted Duplicates: 0 Retained Duplicates: 0 Artificial Data: 0
Univariate Statistics
————————————————————————————————————— X Y Z
————————————————————————————————————— Minimum: 0.75 0 0 25%-tile: 3.6 10 0 Median: 9 20 0 75%-tile: 14.4 30 1 Maximum: 18 35 3
Midrange: 9.375 17.5 1.5 Range: 17.25 35 3 Interquartile Range: 10.8 20 1 Median Abs. Deviation: 5.4 10 0
Mean: 9.0681818181818 17.5
0.65909090909091 Trim Mean (10%): 9.0375 17.5 0.575
Standard Deviation: 5.5874157600838 11.45643923739 0.9639686391113
Variance: 31.219214876033 131.25 0.92923553719008
135
Coef. of Variation: 1.4625731076171
Coef. of Skewness: 1.1813026347654
—————————————————————————————————————
Inter-Variable Correlation ————————————————————————————
X Y Z ————————————————————————————
X: 1.000 -0.000 0.164 Y: 1.000 0.324 Z: 1.000
————————————————————————————
Inter-Variable Covariance ————————————————————————————————
X Y Z ————————————————————————————————
X: 31.219214876033 -6.4594794160009E-016 0.88063016528926
Y: 131.25 3.5795454545455 Z: 0.92923553719008
————————————————————————————————
Planar Regression: Z = AX+BY+C
Fitted Parameters —————————————————————————————————————
A B C —————————————————————————————————————
Parameter Value: 0.028207953620426 0.027272727272727 -0.073976670330683
Standard Deviation: 0.017436312058564 0.0085038573308017 —————————————————————————————————————
Inter-Parameter Correlations
———————————————————————————— A B C
———————————————————————————— A: 1.000 -0.000 -0.664 B: 1.000 0.625 C: 1.000
————————————————————————————
136
ANOVA Table ————————————————————————————————————— Source df Sum of Squares Mean Square F —————————————————————————————————————
Regression: 2 10.776897278521 5.3884486392606 6.4513
Residual: 85 70.995829994206 0.83524505875537 Total: 87 81.772727272727
Coefficient of Multiple Determination (R^2): 0.13179085054334
Nearest Neighbor Statistics
—————————————————————————————————— Separation |Delta Z|
—————————————————————————————————— Minimum: 1.05 0 25%-tile: 1.8 0 Median: 1.8 0 75%-tile: 1.8 1 Maximum: 1.8 3
Midrange: 1.425 1.5 Range: 0.75 3
Interquartile Range: 8.8817841970013E-016 1 Median Abs. Deviation: 8.8817841970013E-016 0
Mean: 1.6636363636364 0.625 Trim Mean (10%): 1.6875 0.55
Standard Deviation: 0.28927095593995 0.81620658035707 Variance: 0.083677685950413 0.66619318181818
Coef. of Variation: 0.17387871668522 1.3059305285713 Coef. of Skewness: -1.6499158227686 1.1618311661436
Root Mean Square: 1.6885981275495 1.0280166252635 Mean Square: 2.8513636363636 1.0568181818182
——————————————————————————————————
Complete Spatial Randomness Lambda: 0.14575569358178 Clark and Evans: 1.2702849842756 Skellam: 229.79505331747
137
11.12. Anexo 12: Análisis estadístico para las temperaturas registradas durante la solarización del suelo
16:51 Monday, October 11, 2006 33
The TTEST Procedure
Statistics
Lower CL Upper CL Lower CL
Variable pp N Mean Media Mean Std Dev Std Dev
temp Nosolari 7300 24.044 24.215 24.387 7.3467 7.4658 temp Solariza 7300 35.827 36.15 36.472 13.844 14.068
temp Diff (1-2) -12.3 -11.93 -11.57 11.134 11.262
Statistics
Upper CL Variable pp Std Dev Std Err Mínimo Máximo
temp Nosolari 7.589 0.0874 7.9 40.9 temp Solariza 14.3 0.1647 7.6 70.4
temp Diff (1-2) 11.392 0.1864
T-Tests
Variable Método Variances DF Valor t Pr > |t|
temp Pooled Equal 15E3 -64.02 <.0001 temp Satterthwaite Unequal 11E3 -64.02 <.0001
Equality of Variances
Variable Método Num DF Den DF F-Valor Pr > F
temp Folded F 7299 7299 3.55 <.0001
138
11.13. Anexo 13: Análisis estadístico para la población de malezas después de la solarización del suelo
Sistema SAS 07:29 Tuesday, October 12, 2006
1 The TTEST Procedure
Statistics
Lower CL Upper CL Lower CL Upper CL
Variable pp N Mean Media Mean Std Dev Std Dev Std Dev Std Err Mínimo Máximo
malez NOSOL 14 127.9 261.14 394.38 167.3 230.77
371.78 61.675 82 711 malez SOL 15 -1.845 8.9333 19.711 14.249 19.462
30.694 5.0251 0 72 malez Diff (1-2) 129.65 252.21 374.77 127.08 160.74
218.79 59.733
T-Tests
Variable Método Variances DF Valor t Pr > |t|
malez Pooled Equal 27 4.22 0.0002 malez Satterthwaite Unequal 13.2 4.08 0.0013
Equality of Variances
Variable Método Num DF Den DF F-Valor Pr > F
malez Folded F 13 14 140.59 <.0001
139
11.14. Anexo 14: Análisis estadístico para la población de esclerocios después de la solarización del suelo
Sistema SAS 09:07 Monday, February 4, 2007 2
The TTEST Procedure
Statistics
Lower CL Upper CL Lower CL Upper CL
Variable pp N Mean Media Mean Std Dev Std Dev Std Dev Std Err
obs Consolar 5 0 0 0 . 0 . 0
obs Sinsolar 5 1.275 5 8.725 1.7974 3 8.6207 1.3416 obs Diff (1-2) -8.094 -5 -1.906 1.4329 2.1213 4.064 1.3416
T-Tests
Variable Método Variances DF Valor t Pr > |t|
obs Pooled Equal 8 -3.73 0.0058
obs Satterthwaite Unequal 4 -3.73 0.0204
Equality of Variances
Variable Método Num DF Den DF F-Valor Pr > F
obs Folded F 4 4 Infin <.0001
140
11.15. Anexo 15: Análisis estadístico para el valor del ABCPE Sistema SAS 15:19 Wednesday, October 13, 2006
1
Procedimiento GLM
Información del nivel de clase
Clase Niveles Valores
REP 5 1 2 3 4 5
PP 2 SINSOLAR SOLARIZA
PC 7 1 2 3 4 5 6 7
Número de observaciones 70
Sistema SAS 15:19 Wednesday, October 13, 2006
2 Procedimiento GLM
Variable dependiente: rareas
Suma de Cuadrado de
Fuente DF cuadrados la media F-Valor Pr > F
Modelo 21 5040.256785 240.012228 6.79 <.0001
Error 48 1697.947266 35.373901
Total correcto 69 6738.204051
R-cuadrado Coef Var Raiz MSE rareas Media
0.748012 17.25165 5.947596 34.47552
Cuadrado de Fuente DF Tipo I SS la media F-Valor Pr > F
REP 4 551.843604 137.960901 3.90 0.0080 PP 1 371.059102 371.059102 10.49 0.0022
REP*PP 4 241.849872 60.462468 1.71 0.1634 PC 6 3664.135206 610.689201 17.26 <.0001 PP*PC 6 211.369000 35.228167 1.00 0.4390
141
Cuadrado de Fuente DF Tipo III SS la media F-Valor Pr > F
REP 4 551.843604 137.960901 3.90 0.0080 PP 1 371.059102 371.059102 10.49 0.0022
REP*PP 4 241.849872 60.462468 1.71 0.1634 PC 6 3664.135206 610.689201 17.26 <.0001 PP*PC 6 211.369000 35.228167 1.00 0.4390
Tests de hipótesis usando el MS Tipo III para REP*PP como un término de error
Cuadrado de
Fuente DF Tipo III SS la media F-Valor Pr > F
REP 4 551.8436035 137.9609009 2.28 0.2220 PP 1 371.0591024 371.0591024 6.14 0.0684
Sistema SAS 15:19 Wednesday, October 13, 2006
3
Procedimiento GLM
Nivel de ------------rareas----------- PP N Media Dev std
SINSOLAR 35 36.7778747 10.3555579 SOLARIZA 35 32.1731622 8.9460265
Nivel de ------------rareas----------- PC N Media Dev std
1 10 33.1351666 7.51374561 2 10 36.7555910 6.99416645 3 10 37.2129353 5.54751670 4 10 40.4666194 6.23188151 5 10 37.1870611 8.79535795 6 10 17.5141481 7.13010952 7 10 39.0571075 6.19519134
Nivel de Nivel de ------------rareas----------- PP PC N Media Dev std
SINSOLAR 1 5 32.7701489 9.42850358 SINSOLAR 2 5 39.1519407 8.63318752 SINSOLAR 3 5 41.2274666 3.58747756 SINSOLAR 4 5 40.9659526 6.54701563 SINSOLAR 5 5 40.4969524 7.70526189 SINSOLAR 6 5 18.9951085 8.03786769 SINSOLAR 7 5 43.8375532 4.43972560
142
SOLARIZA 1 5 33.5001843 6.14793175 SOLARIZA 2 5 34.3592414 4.60197392 SOLARIZA 3 5 33.1984040 4.01029533 SOLARIZA 4 5 39.9672863 6.62533271 SOLARIZA 5 5 33.8771698 9.34327092 SOLARIZA 6 5 16.0331878 6.65553250 SOLARIZA 7 5 34.2766618 3.08432713
Sistema SAS 15:19 Wednesday, October 13, 2006
4
Procedimiento GLM
Variable dependiente: rareas
Cuadrado de Contraste DF Contraste SS la media F-Valor Pr > F
testigo vs resto 1 244.894512 244.894512 6.92 0.0114
dosis ajo 1 1.045819 1.045819 0.03 0.8642 antagonista vs Biológico 1 182.052594 182.052594 5.15 0.0278 antagonista vs exractos 1 182.052594 182.052594 5.15 0.0278
dosis manzanilla 1 53.777515 53.777515 1.52 0.2236 químico antagonista 1 1220.081088 1220.081088 34.49 <.0001 químico biológico 1 3326.474720 3326.474720 94.04 <.0001
testigo extractos 1 10.608645 10.608645 0.30 0.5865
143