Med Vet 2001; vol. 18 (2). 341

Captura y manejo postcaptura del corzo (Capreolus capreolus).

Jordi Montané*, IgnacioMarco*, Jorge López*,Xavier Manteca** ySantiago Lavín*

* Servicio de Ecopatologíade Fauna Silvestre. ** Unidad de Fisiología Facultad de Veterinaria.Universidad Autónoma de Barcelona. 08193 Bellaterra,(Barcelona).

Med Vet 2001; vol. 18 (2): 341-351.

1. INTRODUCCIÓN

El corzo (Capreolus capreolus) (Figs. 1 y 2)es un cérvido con una amplia área de distri-bución en Europa y Asia. Durante siglos, hasufrido tal presión por parte del hombreque sus poblaciones desaparecieron o dis-m i n u y e ron de forma considerable ennumerosas regiones. En la actualidad, debi-do a la conjunción de diferentes factores,entre los que se puede citar como uno delos más importantes el establecimiento deplanes de gestión de la especie, ha recolo-nizado parte de su territorio original, biende forma natural o bien mediante reintro-ducciones (Boisaubert y Boutin, 1990).

En España, el corzo se distribuye de formahomogénea por los Pirineos, Cord i l l e r aCantábrica, Montes de León y mitad nortedel Sistema Ibérico, penetrando a lo largodel Sistema Central hasta las proximidadesde la Sierra de Gredos. En el sur existenpoblaciones aisladas de corzos en losMontes de Toledo, Sierra Morena y Sierrasde Cádiz y Málaga. Mientras que las pobla-ciones del norte se encuentran en e x p a n-

sión, las de las zonas más meridionalestienden a la disminución de sus efectivos(Aragón et al., 1995; Braza et al., 1989).

Un ejemplo significativo es el de Cata-luña. El corzo se extinguió, pero a partir delos años 70, con la realización de reintro-ducciones tanto en la zona francesa próxi-ma como en la catalana, se encuentra enplena expansión (Ruiz-Olmo y Aguilar,1995) y en no muchos años poblará unap a rte importante del territorio catalán.Ejemplos como éste existen numerosos entoda España y todavía son bastantes laszonas que pueden ser recolonizadas poresta especie.

Una de las circunstancias que ha propicia-do la expansión del corzo es la realizaciónde un gran número de repoblaciones yreintroducciones en numerosas zonas denuestro país. Estas actividades requieren lacaptura y manejo posterior de los animales,lo que conlleva un peligro para su vidadebido fundamentalmente al estrés que seproduce. Realizar la captura y manejo pos-terior de la forma lo menos estresante posi-ble es uno de los objetivos fundamentales

RESUMEN

En el presente trabajo se hace una revisión de los aspectos relacionados con la captura y manejopostcaptura del corzo (Capreolus capreolus). Esta especie, común en algunas regiones de nuestro país,está sometida en la actualidad a un gran número de repoblaciones y reintroducciones en numerosaszonas lo que implica su manejo, con las consecuencias negativas que ello comporta. Conocer lasparticularidades de los métodos de captura (físicos o químicos), el manejo postcaptura, los métodos demarcaje y transporte y la posterior liberación de los animales así como las consecuencias adversas de lacaptura ayudará a mejorar su bienestar y disminuir el número de bajas que con frecuencia se producen.

Palabras clave: Captura • Manejo • Corzo • Capreolus capreolus.

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que hay que plantearse siempre que se tra-baje con estos animales.

En el presente trabajo se hace una re v i s i ó nde los métodos de captura del corzo asícomo del manejo postcaptura hasta su libe-ración. Con ello, se pretende dar a conoceruna serie de particularidades que pre s e n t aesta especie y que tienen como finalidadreducir el estrés de los animales y, en defini-tiva, conseguir el mayor índice posible des u p e rvivencia al realizar estas operaciones.

2. MÉTODOS DE CAPTURA

Muchas de las técnicas de captura em-pleadas en la actualidad son adaptacionesde las utilizadas ancestralmente, con laprincipal diferencia centrada en su objeti-vo. Antes era el de matar al animal parautilizarlo como alimento y ahora es el decapturarlo vivo e ileso hasta el momento desu liberación.

La captura de ungulados salvajes no es unfin, sino un medio para llevar a cabo estu-dios científicos, programas de repoblación,reintroducciones, etc. Es por ello que en laelección del método de captura debentenerse en cuenta una serie de factores deorden general (la seguridad de los opera-rios, la seguridad de los animales, la como-didad, la adaptación del método a las con-diciones part i c u l a res del terreno y suespecificidad), así como otros que respon-dan a las necesidades concretas del proyec-to (el rendimiento medio del método, laselectividad a la hora de capturar animalesde un sexo y una edad determinados, lacapacidad para proporcionar grupos socia-les o animales individuales, el número deoperarios disponibles, el presupuesto delque se dispone, etc) (Berducou, 1993).

Los métodos de captura utilizados para elc o rzo se pueden clasificar en dos grandesg rupos: métodos físicos y métodos químicos.

2.1. Métodos físicos

Existen diferentes métodos para la captu-ra física de los corzos. Estos, se pueden divi-dir en métodos de captura física individualy colectiva. En este apartado comentare-mos los que se utilizan con más frecuencia.

2.1.1. Métodos de captura física individual.Los sistemas de captura individual tienen

la ventaja de requerir poco personal, peroson poco selectivos por lo que respecta a losanimales capturados. Los más utilizados enEuropa son:

• Cajas trampa (Jones, 1984) (Fig. 3). Sonjaulas metálicas o de madera con una odos puertas corredizas que se cierranpor un mecanismo de resorte cuando elanimal entra en la caja. Es recomenda-ble que tengan dos puertas, ya que losanimales se fían más si ven una salidaque si la jaula está cerrada por uno delos extremos. Se emplean alimentos (porejemplo, alfalfa) o sal como cebo. Es porello que su éxito depende de la necesi-dad de alimentarse que tenga el animal

Fig. 1: Grupo de corzos donde pueden observarsetres hembras (izquierda) y un macho. La forma delescudo anal, de riñón en los machos y de corazón enlas hembras, permite diferenciar los sexos cuando losmachos no poseen cuernos.

Fig. 2: Corzo macho.

Fig. 3: Caja trampa para la captura de corzos.

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y, por lo tanto, será mucho más eficazdurante el invierno, cuando el alimentoes más escaso (Jones, 1984). El mayorinconveniente de este sistema es quehay que vigilar la trampa constantemen-te para evitar que los animales se lesio-nen al intentar escapar.

• Lazos (Boutin et al., 1993b). Esta técnicaconsiste en colocar un cable metálicoque se cierra sobre la extremidad cuan-do el animal lo pisa. Los lazos se colocanen los pasos que los animales utilizanhabitualmente. Acostumbran a tener undispositivo que evita la estrangulaciónde la extremidad, lo que a veces permi-te que puedan escaparse. Se trata de unmétodo sencillo, más eficaz durante elinvierno (Berducou, 1993) y adaptable adiferentes tipos de terreno. Sin embar-go, requiere una vigilancia constantepara evitar que el animal permanezcadurante mucho tiempo atrapado y seproduzcan lesiones en las extremidades.

Para resolver el principal problema deestos dos métodos, es decir, la necesidad devigilar constantemente las trampas, se pue-den utilizar transmisores a distancia queavisan cuando cae algún animal.

• Reclamo (Van Laere et al. , 1993). El usodel reclamo de corzo optimiza la captu-ra de crías en los bosques cerrados y faci-lita la identificación de sus madres.

• Redes manuales. Son redes de poca lon-gitud que, sostenidas por dos personascolocadas a ambos extremos, permitenacorralar al animal hasta que quedaenredado en ella. Se emplean en anima-les en cautividad o capturados mediantetrampas de corral (Jones, 1984).

2.1.2. Métodos de captura física colectiva. Los sistemas de captura física colectiva

requieren un mayor número de personas yuna mayor inversión en material. No obs-tante, permiten capturar grupos numero-sos. Los más utilizados en Europa para lacaptura del corzo son:

• Redes verticales (Boulin et al., 1993; Jones,1984; Meneguz et al., 1994) (Figs. 4 y 5).Este es el método más utilizado para lacaptura de corzos. Consiste en disponeruna serie de redes elevadas, sujetas enárboles o palos de madera situados cada6-10 m. Uniendo tramos de red de 50 mde longitud y de 2.5 m de altura sepuede conseguir una estructura con laforma (rectilínea, semicircular, en zig-

zag, en embudo) y la longitud deseadas.Un grupo de personas realiza una batidapara dirigir a los animales hacia la red.Otro grupo (una persona cada 50 m dered aproximadamente) permanece es-condido a unos 20-30 m de la red parapoder espantar los animales hacia la redy manejarlos con rapidez y eficacia cuan-do queden enredados (Jones, 1984).

• Redes de cañón. Se utilizan en camposa b i e rtos donde anteriormente se han co-locado cebos (alimentos o sal). Las re d e sson disparadas a distancia mediante ca-ñones para que caigan sobre los animales.

2.2. Métodos químicos

El objetivo de estos métodos es la inmovi-lización química, mediante la cual suprimi-mos el comportamiento de huida o dedefensa del animal. Este sistema es espe-cialmente útil cuando hay que capturarespecies agresivas o bien, especies muyestresables (Gauthier, 1993). Se trata de unmétodo de captura individual que permiteescoger al animal deseado. Es, por lo tanto,de elevada especificidad y selectividad. Sinembargo, el uso de agentes anestésicos im-plica un riesgo añadido para el animal

Fig. 4: Red vertical colocadas en una zona subalpinapara la captura de corzos.

Fig. 5: Red vertical colocada en una zona llana.

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debido a sus posibles efectos secundarios ya la dificultad que supone dosificar el anes-tésico en un animal del que no se conoce elpeso exacto ni su estado de salud.

La búsqueda de anestésicos eficaces yseguros aún no ha terminado. El fármacoideal sería aquel que tuviese un índice tera-péutico (dosis letal/dosis efectiva) elevado,un periodo de inducción corto, que fuesepoco irritante a nivel muscular, estable enuna solución a temperatura ambiente, quedispusiese de un antídoto y que provocasepocos efectos secundarios (Gauthier, 1993,Fowler, 1986).

Cuando se anestesia un animal hay quetener en cuenta una serie de factores comoson: la especie, el estado fisiológico (edad,sexo, gestación), la condición corporal, elestado psicológico (grado de estrés) y las con-diciones ambientales (Kre e g e r, 1997; Fowler,1986). Cualquier alteración de estos factore sen una especie determinada puede teneruna gran influencia en el resultado del pro-cedimiento anestésico. Es también necesariotener cierta práctica para estimar el peso delos animales, para poder calcular la dosis ne-cesaria de anestésico, y la distancia a la quese encuentra el animal, en el caso que se uti-licen sistemas de teleanestesia (Fowler, 1986).

Los anestésicos se inyectan mediante dar-dos disparados con rifles anestésicos espe-cialmente diseñados para ello (Fowler,1986) (Fig. 6). También, se pueden emplearpistolas o cerbatanas (Jones, 1984), pero sudistancia de disparo es más corta, por loque se utilizan, casi exclusivamente, en ani-males en cautividad.

En nuestro país apenas se utiliza la telea-nestesia para capturar ungulados salvajes,ya que la distancia de huida acostumbra aser muy grande. Sin embargo, en otros paí-ses europeos sí que es muy utilizada, ya seap o rque la captura física está prohibida (porejemplo, en Austria), o bien, porque los un-gulados no son perseguidos ni cazados ydejan que el hombre se acerque más a ellos.

No existe un protocolo tipo para la inmo-vilización de los animales salvajes debido ala gran variedad de posibles situaciones. Espor ello que hay que crearse un árbol dedecisiones que tenga en cuenta la especie,su biotopo y los objetivos de la captura(Gauthier, 1993). En algunos casos, el factoreconómico puede influir en la elección.

Las combinaciones y dosis anestésicas quese utilizan en el corzo son las siguientes:

• Xilacina + Ketamina: 3 mg/kg + 5 mg/kg(+ 2.5 mg/kg de ketamina) (Kre e g e r, 1997)

• Xilacina + Ketamina: 0.5-2 mg/kg + 5-8mg/kg (Jones, 1984)

• H e l l a b runner Mischung (125 mg de xilaci-na + 100 mg de ketamina/ml): 0.13 ml/10kg (Giacometti, 1994)

• Medetomidina + Ketamina: 50-60 mg/kg+ 1-2 mg/kg (Jalanka y Roeken, 1990).

• Immobilon + Xilacina. 0.3 ml + 5mg/adulto (Giacometti, 1994)

La sedación se puede conseguir utilizandolos siguientes fármacos:

• Xilazina: 0.5-1.0 mg/kg (Seal y Bush, 1987).• Acepromacina: 0.05-0.1 mg/ml (Arnemo

et al., 1993).

3. MANEJO POSTCAPTURA

Tanto si se utilizan métodos químicos co-mo físicos para capturar corzos, lo primeroque hay que hacer es contener al animalpara disminuir el estrés y evitar que selesione y, a continuación, cubrirle los ojoscon algún tipo de máscara de tela para pri-varle de los estímulos visuales y así reduciren lo posible la respuesta de estrés (Fig. 7).Hay que tener cuidado en no tapar los ori-ficios nasales con la máscara para no difi-cultar la respiración.

Fig. 6: Rifle anestésico para la captura química.

Fig. 7: Bolsas de red para el manejo postcaptura quepermiten mantener inmovilizado al animal. Puedeobservarse también la máscara utilizada para cubrirlos ojos de los animales capturados.

Los animales deben colocarse en decúbitoesternal para permitir la salida de gases delrumen ya que si se mantienen en decúbitolateral, pueden desarrollar un timpanismo.Especialmente cuando se utilizan anestési-cos, la cabeza debe mantenerse elevada yla boca dirigida hacia abajo para que elexceso de saliva y, en caso de reflujo rumi-nal, el contenido salgan de ella. Si hay quegirar al animal, es preferible hacerlo sobresu esternón en lugar de sobre su espalda,ya que esto puede provocar el reflujo rumi-nal (Nielsen, 1999).

Es muy importante controlar la tempera-tura corporal del animal para que noaumente excesivamente. Para ello, lo pri-mero que hay que hacer es colocarlo en unlugar donde la temperatura ambiental lepermita disipar el calor generado por elejercicio y por la respuesta de estrés desen-cadenada por el procedimiento. Una mane-ra fácil de conseguirlo es poniendo el ani-mal a la sombra. Si la temperatura superalos 40ºC hay que ventilarlo o mojarlo conagua para incrementar la pérdida de calora través de su evaporación (Kreeger, 1997).Es importante frotar la piel al mismo tiem-po que se vierte el agua. Para controlar latemperatura corporal pueden tomarsemedidas de la temperatura rectal o bien dela timpánica (Drew, 1998). En el caso de ani-males inmovilizados mediante anestésicoshay que controlar la frecuencia respirato-ria, la frecuencia cardíaca, la calidad delpulso y la saturación de oxígeno, ademásde la temperatura.

Al mismo tiempo, con el animal inmovili-zado podemos valorar su condición corpo-ral, peso, edad, realizar una exploración clí-nica y obtener muestras para su posterioranálisis (Nielsen, 1999), además de otrosdatos que se quieran recoger.

Durante todo el manejo, los operadoresdeben trabajar con cuidado para evitar serdañados por las reacciones bruscas del ani-mal, especialmente cuando se trabaja conmachos con cuernos. Además, es precisoque se trabaje con mayor silencio posiblepara reducir el estrés y, si es el caso, paramantener el plano anestésico sin necesidadde administrar más anestesia. Puede ser útilintroducir algodón en el conducto auditivoexterno a modo de tapón para reducir losestímulos sonoros. La colocación de estostapones tienen el inconveniente de que senos puede olvidar quitarlos antes de dejaren libertad el animal.

El uso de neurolépticos permite reducirlos efectos que ejercen el estrés físico y el

psicológico sobre los animales y facilita sumanejo, transporte (Hofmeyr, 1981) y adap-tación a la cautividad (Atkinson y Blumer,1997, Ebedes, 1993). Los neuro l é p t i c o sincluyen los llamados tranquilizantes mayo-res, es decir, las fenotiacinas (acepromaci-na, perfenacina y otras), las butirofenonas(haloperidol, droperidol y azoperona) y lostioxantenos (zuclopentixol). Los tranquili-zantes menores, como las benzodiacepinas,se incluyen en el grupo de fármacos ansio-líticos (Rang y Dale, 1991). Según la dura-ción de su efecto, los neurolépticos se clasi-fican en neurolépticos de corta duración(hasta 18 horas) y neurolépticos de largaduración (entre 3 y 21 días). Para procedi-mientos cortos puede utilizarse la acepro-macina a dosis de 0.05-0.1 mg/kg (Arnemoet al., 1993). Cuando los animales van amantenerse un tiempo en cautividad o vana ser sometidos a un transporte largo esrecomendable utilizar combinaciones deneurolépticos de corta y de larga duraciónpara que sus efectos se complementen(Ebedes y Raath, 1999). Una de las más uti-lizadas es la que combina el haloperidolcon enantato de perfenacina (Atkinson yBlumer, 1997; Ebedes y Raath, 1999).

4. MARCAJE

El marcaje de corzos está relacionadodirectamente con su captura y se puederealizar con diferentes finalidades, tantodesde el punto de vista científico como desu gestión. Estas dos finalidades, con fre-cuencia, están íntimamente relacionadas,ya que los datos científicos así obtenidos sepueden aplicar con posterioridad a la ges-tión. En España, hasta la fecha no existelegislación específica sobre marcaje de ani-males salvajes (a excepción de las aves). Elmarcaje está vinculado a la normativa queregula la captura de especies salvajes.

El marcaje es necesario para identificarindividualmente a los animales dentro deuna población, ya que la baja variabilidadmorfológica entre los corzos no permite unreconocimiento individual fiable (Nietfeldet al., 1994). Las técnicas de marcaje quepodemos utilizar en el corzo son muy varia-das y dependen de la naturaleza y del obje-tivo de la captura. Esta técnicas evolucio-nan en relación al desarrollo de nuevosmateriales y tecnologías.

Antes de seleccionar una técnica en parti-cular debemos considerar: el período detiempo durante el cual debe permanecer la

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marca (temporal, semipermanente o per-manente), la distancia a la que los animalesmarcados pueden ser identificados, la nece-sidad de una identificación individual, larapidez con que deben ser marcados losanimales, el tiempo disponible para identi-ficar los animales marcados y el efecto delmarcaje sobre la supervivencia o su com-portamiento (Nietfeld et al., 1994).

La elección de un determinado métododebe tener en cuenta los siguientes crite-rios: producir el mínimo dolor o estrés, noproducir efectos adversos sobre la supervi-vencia y el comportamiento, tener unasbuenas características de retención y dura-bilidad, ser fácil de reconocer, de aplicar yde obtener, y ser relativamente económico.

En el corzo, al igual que en el resto de losungulados silvestres, son numerosos losmétodos de marcaje visual que se puedenutilizar, pero los más empleados son las eti-quetas auriculares y los collares (sistemassemipermanentes). Las etiquetas, que pue-den ser metálicas o de plástico (existend i f e rentes formas, tamaños y colore s ) ,deben estar numeradas y dependiendo delobjetivo del marcaje es conveniente ponerdos, una en cada pabellón auricular. Loscollares (Fig. 8), que pueden ser de cuero ode plástico, es aconsejable que sean exten-sibles cuando los coloquemos en corzosjóvenes o en machos. Sobre los collares sepueden colocar etiquetas numeradas opuede utilizarse otro sistema complemen-tario que facilite la identificación del ani-mal. Para evitar problemas posteriores, almontar el collar hay que dejar un espaciode aproximadamente dos dedos entre éstey el cuello del corzo. (Boutin et al., 1993a).

5. TRANSPORTE

Los animales salvajes pueden transportar-

se utilizando cajas de transporte individua-les, o bien, en contenedores de transportede vehículos acondicionados para tal fin(Joslin y Collins, 1999; Ebedes, 1993).Ambos sistemas deben cumplir unos requi-sitos básicos: deben ser resistentes, estarbien ventilados pero sin corrientes de aire,deben proporcionar oscuridad y deben dis-poner de un suelo antideslizante (paja oserrín). Además, en el caso del transport epor carretera, el vehículo debe estar en bue-nas condiciones para circular y debe ser con-ducido por una persona experta en el trans-p o rte de animales (Ebedes y Raath, 1999).En los viajes largos, los animales deben dis-poner de suficiente espacio para podertumbarse sin ser pisados (Ebedes, 1993).También, hay que suministrarles agua (esútil poner bloques de hielo dentro de lascajas o de los contenedores para que losanimales puedan lamerlos durante el viaje).

El transporte debe realizarse en el menortiempo posible. Hay que seguir la ruta máscorta, pero a través de las carreteras queestén en las mejores condiciones. Hay queevitar las carreteras con muchos baches. Nohay que pasar a través de las grandes ciu-dades ni de rutas que impliquen parar yarrancar repetidamente. Los conductoresdeben conocer perfectamente la ruta. Enlos traslados de larga duración hay que rea-lizar paradas a intervalos regulares (cada 2ó 3 horas) de unos 15 minutos para inspec-cionar a los animales y para que el conduc-tor descanse. La inspección de los animalesdebe hacerse de forma discreta para nomolestarlos (Ebedes, 1993).

Es mejor transportar los animales despier-tos, pero es recomendable administrarlestranquilizantes. Éstos permiten reducir elimpacto que tienen sobre ellos toda unaserie de factores estresantes que aparecendurante el transporte, como son: el ham-bre, la sed, la proximidad humana, los con-flictos entre los animales, las fre n a d a srepentinas, la conducción brusca, etc.Además de reducir el estrés, el uso de tran-quilizantes permite reducir el número delesiones y la mortalidad durante el trans-porte. Los tranquilizantes deben adminis-trarse lo antes posible una vez capturados(Ebedes y Raath, 1999).

No hay que transportar juntos los anima-les de especies diferentes ni los animalesa g resivos. Hay que separarlos mediantecajas individuales o particiones sólidas. Engeneral, las hembras, los jóvenes y losmachos subadultos pueden transportarsejuntos (Ebedes, 1993). Los machos adultos y

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Fig. 8: Marcaje mediante collares de colores.

los subadultos agresivos deben ser tranqui-lizados y transportados en cajas individua-les. En el caso que haya que mantenerlosen un mismo grupo, hay que tranquilizarlostodos a la vez, ya que los animales no tran-quilizados pueden agredir y lesionar a losque ya lo están (Ebedes y Raath, 1999). Parareducir los conflictos entre los animales,hay que capturar y transportar juntos a losmiembros de una misma família o gruposocial. En los grupos familiares sólo sueleser necesario tranquilizar a los animalesadultos, ya que así su actividad se reduce ylos jóvenes se calman. A veces hay queadministrar una dosis baja de tranquilizan-te a los animales jóvenes cuando estánhiperexcitados o son separados temporal-mente de sus madres.

Para transportar corzos, es necesario cor-tarles los cuernos cuando se transportenvarios animales en una misma caja o conte-nedor. Sin embargo, esto solo puede llevar-se a cabo cuando los cuernos estén comple-tamente desarrollados. Es peligroso trans-portar a los animales si los cuernos aúnestán desarrollándose, ya que son estructu-ras muy vascularizadas y se pueden produ-cir fácilmente heridas y hemorragias. En elReal Decreto 66/1994, por el que se esta-blecen las normas relativas a la protecciónde los animales durante el transporte, seprohíbe transportar a los cérvidos en elperiodo de renovación de los cuern o s(Anexo, Capítulo IV, 43.9).

6. LIBERACIÓN

El lugar elegido para la liberación de losc o rzos ha de tener unas característicasdeterminadas. Los requerimientos ecoló-gicos necesarios de la zona que hay quetener en cuenta son, principalmente: quesea tranquila y alejada de poblaciones,carreteras y accidentes geográficos pronun-ciados. También, es aconsejable que en lazona no se cace durante un tiempo razona-ble para permitir el asentamiento de losanimales.

Existen dos formas posibles de liberaciónde los animales en el lugar de destino. Por unlado, la liberación inmediata desde las cajaso vehículos en los que se transportan (Figs. 9y 10), y por otro lado la liberación re t a rd a d a ,en recintos o cercados de aclimatación.

No existe un criterio unánime sobre laconveniencia de utilizar uno u otro méto-do. Para algunos autores, es absolutamentenecesario un periodo de aclimatación en un

recinto durante 1 a 4 semanas para reducirel estrés de la captura y del transporte(Tarello, 1991). El lugar ha de ser lo sufi-cientemente tranquilo como para que losanimales se recuperen. De esta forma, ade-más permite la realización de un controlsanitario adecuado, ya que hay que asegu-rarse al máximo que no se introduzcanagentes patógenos que se puedan transmi-tir a otros individuos e incluso a otras espe-cies. Cuando llega el momento de la libera-ción, es conveniente permitir que los ani-males vayan saliendo por sí solos al dejarabierta la puerta del cercado. Ha de reali-zarse en una época favorable, preferible-mente la primavera (mayo).

Sin embargo, algunos expertos piensanque lo mejor es una liberación inmediatasiempre que el lugar y la época sean ade-cuados. En este caso, los vehículos se han dedirigir adecuadamente para que los anima-les cuando salgan de las cajas o del mismovehículo, puedan tener delante una exten-sión de terreno amplia y sin la presenciahumana. Hay que tener cuidado porque enestos momentos se pueden producir nume-rosos traumatismos por el miedo que pro-duce en los animales esta situación. Si loscorzos se encuentran anestesiados, se deja-

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Fig. 9: Cajas individuales para el transporte de corzos.

Fig. 10: Liberación de un ejemplar que lleva un collarde radioseguimiento.

rán en el suelo en un lugar alejado del vehí-culo, se realizará una última exploración yse administrará el antídoto, permitiendoque el animal se recupere, levante y marchepor sí solo, sin interferencias humanas. Enel caso de anestésicos no reversibles, sedejará a los animales en el suelo y se leso b s e rvará permanentemente hasta quedespierten, se recuperen y marchen.

Por último, es conveniente que, en cual-quier caso, los animales que se liberenestén marcados para poder realizar unseguimiento y comprobar el éxito o fracasode la liberación, así como realizar lanecropsia si alguno de los corzos mueredurante o después de la liberación.

7. CONSECUENCIAS ADVERSAS DE LACAPTURA

La respuesta de estrés que provoca la cap-tura y la manipulación de los animales sal-vajes tiene, sin duda, un valor adaptativo,pero si ésta es exagerada o si el animal nosupera la situación que la desencadenapuede tener efectos negativos. En los ani-males salvajes las principales consecuenciasde la respuesta de estrés son los traumatis-mos (contusiones, fracturas (Fig. 11), luxa-ciones, hemorragias externas...), los proce-sos cardiovasculares, las paradas respirato-rias, las alteraciones digestivas, los trastor-nos reproductivos y la inmunosupresión,que incrementa la sensibilidad de los ani-males a los agentes infecciosos (Gibert,1991). No obstante, uno de los procesospatológicos más frecuentes provocado porla captura y el manejo de los ungulados sal-vajes es la miopatía de captura.

7.1. Miopatía de captura

Miopatía de captura es el término que

con más frecuencia se utiliza para describirel proceso de degeneración de los músculosesqueléticos y cardíaco que sufren muchosmamíferos y aves salvajes durante su captu-ra y manejo. No obstante, se trata de unsíndrome que también afecta al hombre y alos animales domésticos (Bartsch et al.,1977; Young, 1995) y que también se cono-ce con los nombres de rabdomiolisis debidaal ejercicio, miopatía de estrés, enfermedadpor sobreesfuerzo, polimiopatía degenera-tiva, miopatía de transporte o necrosis mus-cular (Bartsch et al., 1977; Chalmers yBarret, 1982).

Los animales salvajes en los que se ha des-crito con más frecuencia este síndrome sonlos miembros de las familias Cervidae yBovidae (Young, 1995). Los animales pue-den padecer miopatía de captura indepen-dientemente de la época del año (aunquees más frecuente cuando las temperaturasson más elevadas), del estado de salud y delsexo (Chalmers y Barret, 1982) y del méto-do de captura físico o químico utilizado.Exceptuando algunas especies, los animalesjóvenes son menos susceptibles a padecermiopatía de captura que los adultos.

En los animales salvajes, además del ejer-cicio físico, el estrés provocado por elmiedo juega un papel muy importante enel desarrollo de este proceso (Chalmers yBarret, 1982; Young, 1995). La importanciade la deficiencia de vitamina E o de selenioen la etiología de la miopatía de capturaaún no ha sido aclarada (Chalmers y Barret,1982). En los animales afectados se han des-crito cuatro síndromes clínicos: el shock decaptura, el síndrome atáxico mioglobinúri-co, el síndrome de ruptura muscular y elsíndrome retardado-sobreagudo (Spraker,1993).

• Shock de captura. Se o b s e rva en los ani-males recién capturados y en los anima-les inmovilizados. La muerte se pro d u c ee n t re la primera y la sexta hora despuésde la captura. Los principales signos clí-nicos son la depresión, la taquipnea, lat a q u i c a rdia, la hipotensión y la hiper-t e rmia. La patogenia es similar a la deun shock vasogénico-neurológico. Unaestimulación simpática prolongada pro-voca un aumento de la capacidad vas-cular y una disminución de la pre s i ó nsanguínea. Se produce una congestióna nivel capilar que da lugar a la dismi-nución del gasto cardíaco, con la consi-guiente hipoxia y posible muerte dela n i m a l .

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Fig. 11: Fractura múltiple bilateral de las apófisis trans-versas de las vértebras lumbare s .

• S í n d rome atáxico mioglobinúrico. Es pro-bablemente el más frecuente. Se puedeo b s e rvar a partir de varias horas hastaunos cuantos días después de la captura.Los animales presentan ataxia, contrac-turas musculares en el cuello y mioglobi-nuria. La superviviencia depende de lagravedad de las lesiones, que se localizana nivel renal y muscular. En los riñones, lahipoxia debida a la vasoconstricción (pro-vocada por la activación del sistema ner-vioso simpático y por las catecolaminas)p rovoca necrosis tubular, la cual se agravapor la acción de la mioglobina. Si la necro-sis tubular es grave puede provocar unainsuficiencia renal. Las lesiones muscula-res también son debidas a la hipoxia, queconlleva un metabolismo anaerobio y unaacidosis que conducen a la necrosis mus-c u l a r. Estos animales mueren principal-mente de insuficiencia renal, azotemia yacidosis (Figs. 12, 13 y 14).

• S í n d rome de ruptura muscular. Se mani-fiesta a partir de 24-48 horas después dela captura. Los signos clínicos más fre-cuentes son la flacidez del tercio poste-rior y la hiperflexión de los tarsos, debi-da a la rotura uni o bilateral del múscu-lo gastrocnemio. Su patogenia es unacontinuación del proceso anterior, unavez superados el shock y la azotemia.Las extensas áreas de necrosis muscularhacen que los músculos se rompan cuan-do deben soportar peso. La mayoría deanimales afectados mueren al cabo deunas semanas. Las principales causas demuerte son los desequilibrios electrolíti-cos, la acidosis y la toxemia debida a lanecrosis masiva de los músculos esquelé-ticos.

• S í n d rome re t a rd a d o - s o b re a g u d o . E suna forma poco frecuente que apareceen animales que han permanecido encautividad como mínimo 24 horas. Éstosno muestran ninguna alteración mientrasno son molestados, capturados o estre s a-dos repentinamente, pero si algo de estoo c u rre mueren en pocos minutos. Lascausas son una hiperpotasemia y una aci-dosis debidas a una rabdomiolisis inicialque no fue lo suficientemente import a n-te para dar lugar a signos clínicos. Sine m b a rgo, cuando el animal vuelve ae s t resarse, la epinefrina liberada actúas o b re unas membranas celulares altera-das eléctricamente provocando una fibri-lación ventricular y un paro card í a c o .

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Fig. 12: Orina de un corzo que murió por unamiopatía de captura. El color marrón oscuro es debidoa la presencia de gran cantidad de mioglobina.

Fig. 13: M i c rofotografía de una muestra de riñón deun corzo donde se observa la presencia de un pigmentointracitoplasmático de color marrón amarillento(mioglobina) además de células tubulares degenera-das. La nefrosis mioglobinémica es una lesión típica dela miopatía de captura.

Fig. 14: M i c rofotografía de una muestra de músculoesquelético de un corzo donde se observa hialini-zacióny fragmentación de las fibras musculares y la pre s e n c i ade un infiltrado inflamatorio entre los restos de lasfibras musculares degeneradas típicas de una miopatíade captura.

8. AGRADECIMIENTOS

El presente trabajo de revisión form ap a rte de un proyecto de investigacións o b re “Valoración del estrés de captura y

manejo del corzo (C a p reolus capre o l u s) ”con re f e rencia AGF97-0493, que ha sidofinanciado por la Comisión Inter-ministerial de Ciencia y Te c n o l o g í a( C I C Y T ) .

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SUMMARY

This is a review article on the capture techniques and postcapture management of roe deer(Capreolus capreolus). This species, fairly common in certain regions of our country, is nowadayssubmitted to a large number of repopulation and reintroduction procedures in numerous areas,which implies its capture and management and sometimes the negative consequences derived fromthem. Knowledge of particularities associated with capture methods (physical and chemical),postcapture management, tagging, transportation, release and capture adverse effects will help toimprove their welfare and reduce the mortality rate.

Key words: Capture • Management • Roe deer • Capreolus capreolus.

9. BIBLIOGRAFÍA

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