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Universidad de Colima Doctorado en Ciencias, Área: Biotecnología
IDENTIFICACIÓN DE HONGOS MICORRÍZICOS
ARBUSCULARES AISLADOS DE SUELOS SALINOS Y SU EFICIENCIA EN PLANTAS DE LECHUGA
(Lactuca sativa L.)
TESIS QUE PARA OBTENER EL GRADO DE
DOCTOR EN CIENCIAS, ÁREA BIOTECNOLOGÍA
PRESENTA
JOSÉ JESÚS TAPIA GONÉ
ASESORES
DR. JOSÉ GERARDO LÓPEZ AGUIRRE DRA. LUCÍA YOLANDA VARELA FREGOSO
TECOMÁN, COLIMA. MAYO DEL 2003.
UNIVERSIDAD DE COLIMA FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS
OFICIO No. 180/2003. C. JOSE JESÚS TAPIA GONE EGRESADO DEL DOCTORADO EN CIENCIAS AREA: BIOTECNOLOGÍA PRESENTE.
Con fundamento en el dictamen emitido por el jurado revisor del colegiado del área: de Biotecnología de esta Facultad a mi cargo, de su trabajo de tesis de Doctorado y en virtud de que efectuó las correcciones y acató las sugerencias que le habían indicado los integrantes del mismo, se le autoriza la impresión de la tesis "IDENTIFICACIÓN DE HONGOS MICORRIZICOS ARBUSCULARES AISLADOS DE SUELOS SALINOS Y SU EFICIENCIA EN PLANTAS DE LECHUGA (Lactuca sativa L.)", misma que ha sido dirigida por los C.C. DR. José Gerardo López Aguirre, Profesor - Investigador de la Universidad de Colima y la Dra. Lucía Yolanda Varela Fregoso, del Instituto Politécnico Nacional .
Este documento reunió todas las características apropiadas como requisito parcial para obtener el grado de Doctor en Ciencias; Área: Biotecnología y fue revisado en cuanto a forma y contenido por los C.C. Dra. Lucía Yolanda Varela Fregoso, del Instituto Politécnico Nacional. Dr. Alfonso Pescador Rubio, Dr. Oscar Rebolledo Domínguez, Dr. Javier Farias Larios, Dr. Sergio Aguilar Espinosa, Profesores-Investigadores de la Universidad de Colima. Sin otro particular de momento, me despido de usted muy cordialmente.
C.C.P. EXPEDIENTE ACADEMICO DEL ALUMNO C.C.P. EXPEDIENTE CORRESPONDIENTE. C.C.P. ARCHIVO. RVMD/nlpv**
Of. No. 180/2003 " 2003,45' ANIVERSARIO DE LA FACULTAD DE DERECHO "
Km 40 Autopista Colima-Manzanillo • Tecomán, Colima, México • C.P 28100 Tel 01 (313) 322 94 05 • Ext. 52251 • Fax 52252 • [email protected]
ii
ADQUIERE SABIDURÍA Y SOBRE TODAS TUS POSESIONES ADQUIERE
INTELIGENCIA, ENGRANDÉCELA Y ELLA TE HONRARÁ, CUANDO TU LAS
HAYAS ABRAZADO.
(PROVERBIOS 4:7-8)
iii
A JEHOVÁ DIOS, PORQUE EN ÉL, HE CONFIADO
(SALMOS 16:1)
A la memoria de mi Madre
Ma. Del Carmen Goné viuda de Tapia, porque gracias a ella tengo la vida y con su amor y consejos, los cuales llevo en el fondo de mi ser, he logrado mis proyectos y metas. A mi esposa
Triny, por su gran apoyo en todos los instantes de nuestra vida diaria y que solo con su amor y comprensión estamos logrando una meta más en nuestra familia.
A mis hijos
Lily, Ivan y Dalys, quienes contribuyeron con su amor y sus alegrías un motivo
para dar el mejor esfuerzo y demostrarles cuanto los quiero.
A mis hermanas
Guadalupe "Lupe" y Carmen "Carmela", por ese amor desinteresado que
siempre me han mostrado, gracias.
iv
AGRADECIMIENTOS
A LA UNIVERSIDAD DE COLIMA, quien a través de la Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias, me permitieron lograr los estudios de Doctor en Ciencias. AL CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGÍA (CONACyT), por las facilidades que me brindo al otorgarme la beca-crédito a través de la Universidad de Colima, para realizar los estudios de Posgrado. A LA SECRETARIA DE EDUCACION PÚBLICA, quien a través de su programa PROMEP, me otorgo la beca-complementaría y las facilidades para realizar los estudios de Posgrado. A LA UNIVERSIDAD AUTONOMA DE SAN LUIS POTOSÍ, quien a través de la Facultad de Ingeniería, me apoyo para mí superación personal, por lo que le estaré eternamente agradecido. AL DR. RONALD FERRERA CERRATO, ASESOR EXTERNO, quien en todo momento me brindo su amistad, su experiencia y con sus consejos y su apoyo, logre la meta trazada.
A LA DRA. LUCIA VARELA YOLANDA FREGOSO, ASESOR EXTERNO, quien me dio la oportunidad de trabajar y convivir, naciendo una sincera amistad en todo momento, le doy las gracias en forma especial. AL DR. JOSÉ GERARDO LÓPEZ AGUIRRE, ASESOR INTERNO, quien con su amistad desinteresada, me brindo su apoyo y consejos para la culminación del trabajo. AL DR. JAVIER FARIAS LARIOS Y AL DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA, ASESORES INTERNOS, primero por la amistad que en forma desinteresada me brindaron y por su apoyo, comentarios y consejos, muchas gracias. AL DEPARTAMENTO DE MICROBIOLOGÍA DEL COLEGIO DE POSTGRADUADOS, por haberme brindado un lugar para la realización de mí trabajo. AL DEPARTAMENTO DE ECOLOGÍA MICROBIANA DE LA ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS DEL I.P.N., por las facilidades que me dieron para llevar a cabo mí trabajo. A LA FUNDACIÓN PRODUCE A.C., por la aprobación de los recursos económicos que aporto, para realizar la investigación complementaría del presente trabajo. A LOS M.C. JESÚS HUERTA DÍAZ y JESÚS ANTONIO FLORES REYES, por sus consejos y asesoría en los resultados estadísticos, sinceramente muchas gracias. A TODAS AQUELLAS PERSONAS, que sería muy difícil nombrarlas, pero que colaboraron en forma especial con su amistad, su motivación y su compresión, sinceramente muchas gracias.
v
CONTENIDO
Pág.
DEDICATORIAS iii
AGRADECIMIENTOS iv
ÍNDICE DE CUADROS vii
ÍNDICE DE FIGURAS viii
RESUMEN ix
ABSTRACT x
I. INTRODUCCIÓN 1
II. REVISIÓN DE LITERATURA 6
2.1. Salinidad 6
2.1.1. Salinidad del suelo 6
2.1.2. Procesos de salinización en lo suelos 7
2.1.3. Acción de las sales en las plantas y sus trastornos fisiológicos 7 2.2. Ecología de los hongos micorrízicos arbusculares (HMA) 10
2.2.1. Generalidades 10
2.2.2. Importancia de los HMA 13
2.2.3. Antecedentes de los HMA 15
2.2.4. Características de la asociación micorrízica arbuscular 18
2.2.5. Morfología de la simbiosis micorrízica arbuscular 20
2.2.6. Fisiología y anatomía de la colonización micorrízica arbuscular 21
2.3. Taxonomía de los hongos formadores de la micorriza arbuscular 23
2.3.1. Clasificación de los hongos formadores de micorriza arbuscular 23
2.3.2. Propagación de esporas para la clasificación taxonómica 29
2.4. Propiedades de los HM 31
2.4.1. Infectividad y efectividad de los HMA 31
2.4.2. Factores que afectan la colonización micorrízica 33
2.4.3. La simbiosis micorrízica y la asimilación de nutrimentos 34
2.5. Los hongos micorrízicos arbusculares y la salinidad del suelo 36
2.5.1. Presencia de los HMA en suelos salinos 36
2.5.2. Efectos de la salinidad sobre los HMA 39
2.5.3. Efecto de la salinidad sobre el desarrollo de las hifas y del micelio 40
vi
2.6. Importancia del cultivo de la lechuga (Lactuca saliva L.) 41
2.6.1. Características botánicas 42
2.6.2. Requerimientos de clima y suelo 42
2.6.3. Hongos micorrízicos asociados con lechuga 43
III. MATERIALES Y MÉTODOS 45
Caracterización y selección de los suelos salinos 45
3.1. Localización de los sitios de muestreo 45
3.2. Muestreo de suelos 46
3.3. Análisis físicos y químicos de suelos 47
3.4. Cuantificación de esporas de HMA 49
3.5. Colonización micorrízica en cultivos agrícolas 49
3.6. Propagación de esporas de las muestras representativas de suelos salinos 49
3.7. Identificación de HMA de los sitios representativos de suelos salinos 50
3.8. Identificación de las especies aisladas y propagadas de los sitios representativos de los suelos salinos
50
3.9. Descripción del sitio experimental 51
3.10. Material vegetal e inóculo 51
3.11. Diseño experimental y análisis estadísticos 52
3.12. Inoculación micorrízica 52
3.13. Variables de estudio 53
IV. RESULTADOS 55
4.1. Caracterización y selección de suelos salinos 55
4.2. Identificación de los HMA nativos de los sitios agrícolas representativos de los suelos salinos
67
4.3. Descripción de las especies de los HMA aislados y propagados de suelos salinos 71
4.4. Eficiencia en plantas de lechuga de los HMA aislados y propagados de suelos salinos
75
V. DISCUSIÓN 80 5.1. Caracterización de los suelo salinos 80
5.2. Identificación de HMA nativos de suelos salinos 82
5.3. Descripción de las especies de HMA aislados y propagados de suelos salinos 83
5.4. Eficiencia de los HMA aislados y propagados de suelos salinos en lechuga 84
VI. CONCLUSIONES 86
VII. LITERATURA CITADA 88
vii
ÍNDICE DE CUADROS
Pág.
Cuadro 1. Antecedentes de la evolución de los HMA 17 Cuadro 2. Clasificación taxonómica de los HMA (Morton y Beny, 1992) 24
Cuadro 3. Clasificación taxonómica de los HMA (Morton y Redcker, 2001) 27
Cuadro 4 Clasificación taxonómica de los HMA (Schüessler et al., 2001) 29
Cuadro 5. Variables para la selección de los HMA (Abbott et al., 1992). 32
Cuadro 6. Localización de los sitios de muestreos realizados por ejidos 47
Cuadro 7. Clasificación de suelos (6 clases) (Richards, 1954). 56
Cuadro 8. Salinidad y sodicidad de los sitios muestreados en las diferentes localidades
57
Cuadro 9. Caracterización del clima de los sitios representativos de suelos salinos
58
Cuadro 10. Caracterización de la vegetación arbustiva aledaña a los sitios representativos de los suelos salinos
59
Cuadro 11. Caracterización del los sitios agrícolas representativos de los suelos salinos en el estado de San Luis Potosí
65
Cuadro 12. Cuantificación de esporas y colonización micorrízica en los suelos salinos 67
Cuadro 13. Análisis de varianza de la colonización micorrízica 75
Cuadro 14. Análisis de varianza del volumen radical 76
Cuadro 15. Análisis de varianza del área foliar 76
Cuadro 16. Análisis de varianza del peso seco del follaje 76
Cuadro 17. Prueba de Tukey de las variables fisiológicas 77
viii
ÍNDICE DE FIGURAS
Pág.
Figura 1. Tipos de micorriza en diferentes ecosistemas 19
Figura 2. Grupos taxonómicos de los Glomales 25
Figura 3. Representación esquemática de las características morfológicas de los HMA
26
Figura 4. Mapa del estado con los municipios y las áreas con suelos salinos 45
Figura 5. Cultivo de sorgo como cultivo trampa de los HMA 54
Figura 6. Sitio agrícolas representativos de los suelos salinos en el estado de San Luis Potosí
66
Figura 7. Cuantificación de las esporas nativas de los HMA de diferentes suelos salinos
68
Figura 8. Colonización micorrízica de los HMA nativos de diferentes suelos salinos
68
Figura 9. Identificación de los HMA presentes en los suelos salinos 69
Figura 10. Diversidad de las esporas presentes en los suelos salinos 70
Figura 11. Glomus mosseae 71
Figura 12. Glomus aff etunicatum 72
Figura 13. Glomus intraradices 73
Figura 14. Paraglomus sp. 74
Figura 15. Colonización micorrízica de los HMA aislados de los suelos salinos 78
Figura 16. Desarrollo de plantas de lechuga inoculadas con HMA aislados y propagados de suelos salinos
79
ix
RESUMEN
Los objetivos del presente estudio fueron la identificación de las especies de los
hongos micorrízicos arbusculares (HMA), aislados de suelos salinos y la
evaluación de su eficiencia en plantas de lechuga (Lactuca sativa L.). Se
seleccionaron siete municipios en el estado de San Luis Potosí, para
posteriormente realizar el muestreo de suelos en diferentes ejidos, así como el
análisis físico y químico de los mismos. Se obtuvieron un total de 15 muestras de
suelos que se tomaron al azar y solo en cinco sitios se reportaron valores de
conductividad eléctrica igual o mayor a 8 dS m-1 . Los sitios se clasificaron como
suelos altamente salinos, representativos de cuatro ejidos: La Matanza (sitio 1),
municipio de Moctezuma; González (sitio 5), municipio de Villa de Arista; Norias
del refugio (sitio 8 y 10), municipio de Matehuala y El Sabinito (sitio 12), municipio
de Río Verde, localizándose dentro de la zona media y altiplano del estado.
En las muestras de la rizosfera, de los sitios antes mencionados, se registró la
presencia de HMA y se determinó el porcentaje de colonización micorrízica en los
cultivos de chile ancho (sitio 1), jitomate (sitio 5), maíz (sitio 8), girasol (sitio 10) y
maíz (sitio 12). Se identificaron tres géneros de HMA: Gigaspora sp., Acaulospora
sp. y Glomus sp. Posteriormente se aislaron y propagaron en cultivo trampa esporas
de HMA de los cinco sitios representativos de suelos salinos, lográndose propagar e
identificar cuatro morfoespecies, Glomus mosseae, Glomus aff etunicatum, Glomus
intradices y Paraglomus sp.
Asimismo se evaluó la eficiencia de las multicepas de los HMA, asilados y
propagados de suelos salinos en plantas de lechuga demostrando que las multicepas
conservaron su capacidad infectiva, ya que la colonización micorrízica fue mayor del
80 % ; sin embargo no se observó efectividad de los HMA, para las variables
fisiológicas evaluadas (volumen radical, área foliar y peso seco del follaje). Lo
anterior no precisa que los HMA aislados y propagados de suelos salinos no sean
efectivos para las condiciones evaluadas.
x
ABSTRACT
The objetive of the present study, were the identification of the species of the
mycorrhizal arbuscular fungi (AM), isolated of soil saline and to evaluate its infectivity
and effectiveness in lettuce plants (Lactuca sativa L.). Seven area were selected in
state of San Luis Potosí, later on to carry out sampling of soil in different land and their
respective physical and chemical analysis of the same one. They were obtained a
total of 15 samples of soil that they took at random and alone in five places same
or bigger values of electric conductivity were reported to 8 dS m-1 . Likewise the
placces were classified as higly soil saline representative of four land "La matanza"
(siege 1) municipality of Moctezuma, "González" (siege 5) municipality of Villa de
Arista, "Norias del Refugio" (siege 8 and 10) municipality of matehuala and "El
Sabinito" (siege 12) municipality of Rio Verde, being located inside the half area and
highland in the state.
In the samples of the rizopshere of the places before mentioned, the presence of
the AM was observed and the percentage of mycorrhizal colonization was determined
in the cultivations of wide pepper (siege 1), tomato (siege 5), corn (siege 8)
sunflower (siege 10) and corn (siege 12). They were identification three goods
Gigasporas sp., Acaulospora sp. and Glomus sp. later on they were isolated an they
spread in cultivation trap spores of AM of the five representative places of soil
saline, achivied you to spread and to identify four morphospecies, Glomus
mosseae, Glomus aff. etunicatum, Glomus intraradices and Paraglomus sp.
Likewise the efficiency of the multicepas of the AM, was evaluated, refugees and
spread of soil saline in lecttuce cultivation being observed that the
multicepasconserved its capacity infectiva, since the colonization micorrízica was
bigger than 80 %; however effectivences of the AM, was not observed, for the
physiologic variables that were measured (radical-volume, leaf area and dry weight
of the foliage). The above-mentioned dosesn't specify thea the isolated and
spread AM, of soil saline not effective for the evaluated conditions.
1
I. INTRODUCCIÓN
La desertificación es un problema actual que limita la producción de alimentos, y a
pesar de que el suelo es uno de los recursos más importantes para la
sostenibilidad humana, ha sido descuidado el punto de vista de su biología y
ecología, de esta manera la ciencia del suelo ha sido estudiada por reduccionistas
de la química y la física, con poca actualización de la biología y ecología (Swift,
1999). Al concluir el segundo milenio, la crisis ambiental (erosión, contaminación,
pérdida de la biodiversidad y el cambio climático global) origina que la desertificación
avance en forma alarmante, por lo que ha motivado a que se tome conciencia de
usar nuestros recursos de manera sostenible, de esta manera es como se ha visto
que es en el suelo donde hay mayor biodiversidad de microorganismos (Hawksworth,
1991).
El componente biológico del suelo es fundamental para los agroecosistemas y a pesar
de ellos los organismos del suelo poco influyen en el desarrollo de la ecología teórica
contemporánea, sin embargo el funcionamiento de un ecosistema terrestre depende
en gran medida de la actividad microbiana del suelo. No solo los ciclos
biogeoquímicos de los nutrimentos son propulsados por microorganismos, sino que,
además, los componentes de la microbiota del suelo protagonizan diversas
acciones que producen beneficios para las plantas con las que se asocian
(Wardle, 1996).
Los hongos micorrízicos arbusculares (HMA) establecen una simbiosis mutualista con
las raíces de la mayoría de las plantas (Morton y Benny, 1990); esta simbiosis
ayuda a mejorar el crecimiento de las plantas gracias al sistema de hifas que se
desarrollan fuera de la raíz y que permiten una mayor exploración y explotación de
los suelos incrementando la captación de nutrimentos poco móviles como el fósforo,
cobre y zinc. El uso de los HMA contribuyen a la disminución de la contaminación
ambiental, debido a que permite reducir la aplicación de fertilizantes químicos y otros
insumos (Janerette, 1991), facilitando la captación de nutrientes, e incrementando la
resistencia y/o tolerancia de la planta a la sequía y salinidad (Barea et al., 2000).
2
Por lo anterior los HMA que se encuentran en todos los ecosistemas terrestres
podrían representar el segundo componente más grande en biomasa, en
muchos de ellos y si se lograran obtener cepas altamente eficientes adaptados a
condiciones áridas o semiáridas, sería una alternativa de solución al problema de la
desertificación. La asociación entre los HMA y las diferentes especies vegetales,
se presenta principalmente bajo condiciones estresantes de ambiente como la
salinidad, sequía, baja fertilidad y altas temperaturas. La salinidad de los suelos
podría influir en el desarrollo y actividad de los hongos micorrízicos arbusculares
(HMA), de esta manera los HMA siempre reducen el estrés ambiental del suelo como
la sequía (Sylvia y Wiliams, 1992) y la salinidad (Ruiz-Lozano et al., 1996). Existe
poca información acerca de los efectos de la salinidad sobre la germinación de las
esporas de los HMA (Hirrel, 1981; Juniper y Abbott, 1993).
Las investigaciones proponen que el incremento de la nutrición del fósforo en
plantas micorrizadas es una respuesta del incremento a la tolerancia a la salinidad
y demuestran que un adición de fertilizante fosfatado en plantas no micorrizadas,
puede minimizar los efectos de los suelos salino (Hirrel y Genderman, 1980).
También se ha reportado gran absorción de agua por plantas micorrizadas bajo
condiciones salinas, esto es posible que mejore la nutrición de las plantas por los
hongos micorrízicos y permitan a las células efectivamente regular mas el paso de
los solutos al interior y separar los iones transportados (Rosendahl y Rosendahl,
1991). Es necesario mas trabajos que investiguen los efectos de la salinidad sobre
los diferentes estados de la germinación y comparación de la sensibilidad de
las diferentes especies y hongos aislados en estrés salino (Abbot, 1992).
Se han realizado numerosos estudios en los que se demuestra que la inoculación
artificial con hongos HMA en especies de interés agrícola, hace más eficiente el
desarrollo y crecimiento de la planta, y le permite a su vez superar situaciones de
estrés biótico y abiótico (Calvet y Camprubi, 1996). La micorrización temprana de las
plantas puede ser también interesante en situaciones en que la cantidad de inóculo
HMA en el suelo agrícola sea muy bajo o por la existencia de un cultivo anterior no
3
hospedador y/o donde las poblaciones autóctonas no sean lo suficientemente
agresivas y eficaces (Rhoades, 1982; Sierverding, 1991).
Por otra parte la infectividad del los HMA, es la capacidad para penetrar e
invadir la raíz intensamente y explorar el suelo, así como su habilidad de persistir
en el sistema productivo., mejorando el desarrollo del hospedante (Abbott et al.,
1992), mientras que la efectividad del HMA no siempre está relacionada con la
capacidad infectiva de estos hongos y si se ha logrado una interacción entre
la extensión y la colonización dentro y fuera de la raíz con la infectividad de la
misma, es indudablemente que el crecimiento de las hifa asegura el
funcionamiento de la simbiosis por lo que su papel debe considerarse al hacer la
selección de las cepas (Abbott et al., 1992; Bagyaraj, 1992). Asimismo, las
condiciones de infectividad y efectividad del hongo micorrízico dependen no
solo del simbionte, sino también de las condiciones ambientales lo que
aumenta la importancia de los estudios ecológicos realizados con propósito de
seleccionar cepas eficientes (Haas y Krikun, 1985).
Los estudios sobre el efecto de los hongos micorrízicos y la tolerancia de las
plantas al estrés salino son recientes, se ha demostrado que el efecto inducido por
la micorrización, en lo que se refiere a disminuir la deficiencia nutritiva provocada
por antagonismos iónicos debido al estrés salino, permite un crecimiento mayor
de las plantas micorrizadas, esto aumenta el interés de utilizar hongos aislados
de entornos salinos, más adaptados a dichas condiciones de estrés (Junniper y
abbot, 1993; Barea et al., 2000). Por otra parte, se establece que concretamente
las plantas con asociación micorrízica, mejoran diversos procesos fisiológicos, tal
como el ritmo del intercambio de bióxido de carbono, transpiración, cambios en la
conductancia estomatica, eficiencia en la absorción del agua y tolerancia a la
salinidad (Bago et al., 2000). Sin embargo se desconoce cual es el
comportamiento y diversidad de los HMA en los suelos salinos y cual sería su
efectividad en plantas crecidas en condiciones controladas, se menciona que
los aspectos ecológicos y taxonómicos de los HMA han sido poco estudiados
(Varela y Estrada-Torres, 1997).
4
Por lo anterior, el presente trabajo de investigación, esta enfocado a la
identificación de los HMA aislados y propagados de suelos salinos y a la
evaluación de la eficiencia de estos simbiontes en función de la infectividad y
efectividad en plantas de lechuga.
PLANTEAMIENTO
¿Cuáles son las especies de los hongos micorrízicos arbusculares adaptados a
condiciones salinas y serán eficientes en el desarrollo de las plantas de
lechuga bajo condiciones no salinas?
HIPÓTESIS
Las especies de HMA nativas de los suelos salinos son eficientes colonizando y
promoviendo el desarrollo vegetal bajo condiciones salinas, por lo tanto
conservaran su eficiencia infectiva y efectiva, al propagarlos bajo condiciones no
salinas, y ser inoculados en plantas de lechuga.
OBJETIVO GENERAL
Identificar los HMA, aislados de suelos salinos y evaluar su eficiencia en
función de la infectividad y efectividad en plantas de lechuga.
OBJETIVOS PARTICULARES
1.- Identificar y caracterizar suelos agrícolas con problemas de salinidad en estado
de San Luis Potosí.
2.- Identificar los HMA nativos de suelos salinos, en sitios agrícolas, del estado de
San Luis Potosí.
3.- Identificar las especies de los HMA aislados y propagados de suelos salinos del
5
estado de San Luis Potosí.
4.- Evaluar la eficiencia de consorcios de HMA provenientes de suelos salinos en
plantas de lechuga, crecidas en sustrato no salino.
6
II. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1. Salinidad
2.1.1 Salinidad del suelo
El problema de la salinidad generalmente es más acentuado en las zonas
áridas y semiáridas, en donde las escasas lluvias anuales son insuficientes
para transportar las sales solubles fuera de la zona radicular de las plantas.
Aunado a lo anterior, los altos niveles de evaporación y radiación solar,
característicos de estas regiones, contribuyen a incrementar más la salinidad de los
suelos (Shainberg y Shalhevet, 1984).
Se estima que más de 380 millones de hectáreas del planeta están ocupadas por
suelos salinos, cifra que tiende a incrementarse a consecuencia de inadecuadas
prácticas de riego y drenaje. Esta situación se agrava, principalmente en zonas
áridas y semiáridas donde el riego tiende a realizarse con aguas subterráneas
de baja calidad y la lluvia es insuficiente para producir la lixiviación de las sales. En
promedio, una tercera parte de las tierras de riego del mundo, están afectadas por la
salinización secundaria (Ortega, 1993).
El problema tiende a incrementarse, ya que el constante aumento de la población
mundial demanda cada vez mayores cantidades de alimentos, situación que obliga
a la ampliación de las fronteras agrícolas, a la extensión del riego e incluso a
trabajar suelos no aptos para la agricultura, además de la explotación intensiva de
los mantos acuíferos subterráneos, con contenidos cada vez mayores de sales,
para utilizarlas en el riego. Esta circunstancia se presenta de manera muy marcada
en las zonas donde las condiciones climáticas, determinan un ecosistema semiárido
en el que la potencialidad agrícola alcanza sus valores máximos en regadíos, siendo
muy baja en secano (Serrano y Glaxiola, 1994).
7
2.1.2. Procesos de salinización en los suelos
La utilización de aguas subterráneas de baja calidad para el riego es una situación
que ocurre en el ámbito mundial en las zonas áridas y semiáridas. Los principales
iones que participan en las sales de los suelos salinos son calcio, magnesio,
sodio y potasio, como cationes predominantes, cloro y sulfato como aniones y en
menor proporción, se encuentran nitrógeno, boro y iodo (Minhas, 1996; Shainberg y
Shalhevet, 1984).
Las sales del suelo originan germinación deficiente de la semilla, crecimiento
inadecuado de los cultivos, así como una clara disminución de su capacidad
productiva. La alta concentración de electrolitos provoca una elevada presión
osmótica, que limita la disponibilidad del agua para los cultivos, lo que se conoce
como sequía fisiológica. Por otra parte, provoca un estado nutricional deficiente,
ocasionado por un alto nivel de sodio intercambiable lo que inhibe la asimilación de
diversos elementos tales como el fierro, manganeso y zinc. Además los
elevados contenidos de sodio, aparte de originar salinización sódica en el suelo,
inducen la defloculación del suelo, es decir provocan la dispersión de los
coloides del suelo, destruyéndose los agregados estructurales, provocando que el
suelo pierda permeabilidad y el drenaje sea más lento (Serrano y Glaxiola, 1994).
2.1.3. Acción de las sales en las plantas y sus trastornos fisiológicos
Por remoto que parezca, la mayoría de los factores importantes que limitan la
producción agrícola son el estrés fisiológico, de los cuales la salinidad y la
sequía son de los más serios (Boyer, 1982). La salinidad ha afectado en promedio
una tercera parte de las tierras irrigadas, especialmente las de mayor
productividad, esto es debido a la explotación de los mantos acuíferos
subterráneos con aguas de salinas, las cuales contaminan los suelos,
especialmente en las regiones áridas y semiáridas (Flowers y Yeo, 1988).
8
La ingeniería tecnológica existente, para combatir la salinidad (drenaje de aguas
salinas y aplicación suplementaria de aguas libres de sales de otras fuentes
remotas), es extremadamente costoso. Por consiguiente, se necesita aprovechar la
tolerancia de los cultivos como una alternativa lógica (Serrano y Gaxiola, 1994).
La tolerancia de los cultivos a la salinidad, puede definirse como la habilidad de las
plantas para sobrevivir y producir rendimientos económicos, bajo las condiciones
adversas causadas por los suelos salinos. La tolerancia se basa en crecimiento
más que en el rendimiento, asimismo la tolerancia a las sales de los cultivos
agrícolas, es típicamente expresada en términos de su relación con la disminución
en los rendimientos, en suelos que presentan salinidad ascendente, o bien como el
rendimiento relativo, en condiciones salinas, comparado con aquel obtenido en suelos
sin problemas de salinidad (Ortega, 1993).
En términos generales, los efectos adversos de las sales en las plantas, se pueden
dividir en tres categorías (Bernstein, 1975)
a) Efectos debidos a la concentración total de sales disueltas en la solución del
suelo, de gran importancia en los procesos osmóticos, debido a que afectan la
habilidad de la planta para absorber agua de la solución, la cual es de vital
importancia para la realización de los procesos metabólicos.
b) Efectos del ion específico, que influye en varios procesos fisiológicos de la planta.
c) Exceso de sodio (Na) intercambiable, el cual puede originar hinchamientos o
dispersión de las partículas finas (arcillas) del suelo, incrementando a la vez
problemas en la infiltración del agua, aireación y penetración de las raíces al suelo.
Sin embargo no hay absoluta incompatibilidad entre las plantas y las sales, tal como
lo demuestra la existencia de las plantas halófitas, las cuales pueden tolerar hasta
15.0 dSm-1 de cloruro de sodio presente en las aguas saladas (Downton, 1984;
Flowers y Yeo, 1991). Por consiguiente esto es un potencial genético para las plantas
9
tolerantes a las sales, pero este potencial no está presente en todas las plantas
cultivadas. La transferencia de los genes que pueden mejorar la tolerancia a la sal
(genes halo-tolerantes) a las plantas cultivadas ha sido intentado por los métodos
genéticos clásicos con cierto éxito (Tal, 1985; Wyn Jones y Gorham, 1986;
Epstein y Rains, 1987).
Las células de las plantas expuestas a la sal sufren un ajuste osmótico, esto
debido a la acumulación de cloruro de sodio en las vacuolas y acumulación de
cloruro de solutos en el citoplasma (Greenway y Munns, 1980; Win Jones y
Gorhamn, 1986; Flowers y Yeo, 1988).
Por otra parte, la tolerancia a las sales, también depende de factores como el método y
frecuencia de riego. Así, en suelos secos, las plantas experimentan estrés
matricial y estrés osmótico, que limitan la absorción del agua. En las células de
las plantas, las vacuolas establecen la concentración osmótica dentro de los
órganos y la mayoría siempre se regulan durante el estrés osmótico, de esta
manera la turgencia de la vacuola es restaurada y la sal es removida del
citoplasma (Serrano y Gaxiola, 1994).
Las plantas son más sensibles a la salinidad en la zona radicular, ya que es
ahí donde se efectúa la mayor absorción de agua. Por lo que, idealmente, la
salinidad debería relacionarse a esa zona (Rhoades et al., 1992). Las plantas
desarrolladas en suelos salinos están sujetas a dos estrés fisiológicos distintos:
1.) Los efectos tóxicos de los iones absorbidos como el sodio y el cloro que
prevalecen en los suelos salinos, los cuales interrumpen las estructuras
enzimáticas y otras macromoléculas, dañando células orgánicas, interrumpiendo la
fotosíntesis y respiración, inhibiendo la síntesis de proteínas e induciendo
deficiencias por salinidad (Epstein y Rains, 1987).
2.) Las plantas cuando son expuestas a bajo potencial osmótico por la solución
salina de los suelos, corren el riesgo de una "sequía fisiológica", debiendo de
10
mantener internamente un bajo potencial osmótico ordenado, previniendo el
movimiento del agua por la ósmosis de las raíces dentro del suelo (Greenway y
Munns, 1980).
En suma la alta concentración de las sales pueden causar una disminución en la
permeabilidad de las raíces, y desde aquí bajar el porcentaje del agua al interior de
la planta (Epstein y Rains, 1987). En la mayoría de las plantas no-halofitas, los
primeros síntomas del estrés salino, están asociados con elevadas
concentraciones de sacarosa y/o almidón en los brotes y raíz, debido a los
disturbios fisiológicos inducidos por el cloruro de sodio en el metabolismo y la
producción de sacarosa (Greenway y Munns, 1980).
Los efectos de la salinidad sobre la fotosíntesis, difieren entre las diferentes
especies de plantas, principalmente en los diferentes estadíos de desarrollo.
Sin embargo, en general, la fotosíntesis es reducida por la salinidad, debido
probablemente al cambio en la concentración osmótica de la savia de las hojas, al
potencial del agua y la conductancia estomatal (Juniper y Abbot, 1993).
Asimismo los suelos salinos pueden interferir siempre con la absorción de
cationes absorbidos tal como el calcio y magnesio (Bernstein, 1975).
2.2. Ecología de los hongos micorrízicos arbusculares (HMA)
2.2.1. Generalidades
La existencia y permanencia de la alta diversidad de las comunidades vegetales
desarrolladas sobre suelos con bajos contenidos nutricionales, como es la
mayor proporción de los suelos que ocupan las zonas semiáridas y áridas,
una de sus principales causas es la actividad biológica de la rizosfera. Esto
implica que la nutrición vegetal depende en gran medida de los componentes
nutritivos liberados a partir de la materia orgánica, gracias a las interacciones
establecidas entre los microorganismos transformadores y enriquecedores del
11
suelo, los cuales generan procesos de mineralización, solubilización,
descomposición y fijación de elementos minerales (Barea y Montoya, 1995).
Los hongos formadores de micorriza arbuscular (HMA) constituyen parte de
esta riqueza biológica. Establecen relaciones mutualistas con un gran número de
plantas, contribuyendo a una mayor y más eficiente toma de nutrimentos,
especialmente de fósforo, cuando su disponibilidad es deficiente. Asimismo
forman parte esencial de la microbiota natural del suelo; su éxito depende de
los factores edáficos y las prácticas culturales, que son determinantes en la
distribución, desarrollo, actividad y supervivencia de dichos hongos (Sieverding,
1991).
La abundancia de los hongos micorrízicos arbusculares en el suelo es dependiente de
las características físicas y químicas del mismo. En este aspecto, la
supervivencia de estos endófitos, está limitada por la profundidad del suelo y se
señala que en los primeros 20/30 cm del perfil del suelo son más abundantes; es
decir el número de esporas y el grado de colonización radicular es menor
conforme la profundidad es mayor (Abbott y Robson, 1991).
La ocurrencia y funcionalidad ecológica de los HMA, varía con relación a la
variabilidad estacional e influye en las plantas dominantes, de esta manera, la
vegetación existente y la variación estacional, son factores determinantes en la
presencia de los hongos micorrízicos arbusculares. En este sentido, en los
agroecosistemas, la vegetación nativa con cierto grado de micotrofía, juega un papel
definitivo para que los HMA, puedan establecerse y ser funcionales en cultivos de
importancia agrícola (Sanders y Fitter, 1992).
La colonización de las raíces por HMA, provocan alteraciones morfológicas y
anatómicas en las plantas hospederas, como cambios en la relación tallo-raíz, en la
estructura de los tejidos radicales, en el número de cloroplastos, aumento de
resistencia y alteraciones de los balances hormonales, efectos que no solo son
explicables como una simple mejora nutritiva de la planta, aumentando la eficacia
12
en la absorción de nutrientes por la raíz gracias a la formación de la micorriza, sino
que responde a cambios más profundos y complejos debido a la integración
fisiológica de los simbiontes (Barea et al., 2000).
Los HMA, participan como agentes de regulación de las comunidades microbianas
que se desarrollan en los sistemas radicales micorrizados. La interacción de los
hongos con otros microorganismos permite regular poblaciones de microorganismos
fitopatógenos de hábito radical y mediante la habilidad que tienen los hongos
micorrízicos de incrementar la microbiota benéfica, ésta puede presentar
actividad antagónica, ya sea por antibiosis o micoparasitismo (Linderman, 1992).
El conocimiento de los procesos involucrados en el establecimiento de la simbiosis
micorrízica, permite que el éxito de la colonización de las raíces por los hongos
benéficos, pueda realizarse al tiempo o edad apropiada en que las plantas
hospedantes la necesitan, este conocimiento será la base de los lineamientos a
seguir en el manejo del suelo con la finalidad de maximizar los beneficios que la
simbiosis provee (Abbott y Gazey, 1994).
La relativa tolerancia de algunos endófitos a perturbaciones específicas en sus nichos,
inducirá hongos con características para persistir en ambientes específicos, este tipo
de situaciones tiene consecuencias en la funcionalidad de los HMA, dentro de las
comunidades vegetales, sin embargo, para tener más clara la función de estos
endófitos, se requiere mayor conocimiento de la ecología de las especies fúngicas
(Sanders y Fitter, 1992).
Se ha estudiado poco el efecto de la humedad del suelo sobre el establecimiento y
función de los HMA, algunas observaciones de campo e invernadero han sugerido
que las esporas de los HMA inhiben su germinación bajo presión hídrica, con la
subsiguiente escasa colonización de las raíces. Se ha establecido que también el
estado del agua en la planta también puede afectar la colonización de la raíz, por
ejemplo, la suberización o déficit hídrico, origina que las esporas se colapsen y no
puedan germinar (Sieverding, 1991b).
13
El aprovechamiento adecuado de los recursos que la naturaleza nos ofrece juega un
papel muy importante en la agricultura, siendo los HMA un potencial considerable en
la sustitución de los fertilizantes inorgánicos, ya que esta asociación mutualista es
generalizada en la mayoría de los cultivos. Asimismo debido a lo anterior, las
plantas colonizadas por estos hongos, se tornan más tolerantes a las condiciones
adversas tales como los cambios de pH, desbalance de nutrimentos, salinidad, sequía
y algunos elementos tóxicos (Barea, 1991).
Las condiciones climatológicas (intensidad y duración de luz, épocas de lluvia y
sequía) y las prácticas agronómicas (preparación del terreno, aplicación de abonos,
agroquímicos, rotación de cultivos, uso de plaguicidas y prácticas de sistemas
culturales) pueden modificar las condiciones físicas y químicas del suelo, afectando
la supervivencia de los HMA nativos e introducidos en el suelo (Bethlenfalvay et al.,
1991). La estimación de la abundancia y diversidad de esporas de HMA, nativos
de suelos salinos ha sido poco estudiada, por lo que es necesario realizar más
estudios en los diferentes suelos salinos, salinos-sódicos, sódicos-salinos y
sódicos, para conocer su comportamiento (Barea, 1991).
2.2.2. Importancia de los HMA
Los microorganismos, como parte integral de la rizosfera, llevan a cabo
actividades que modifican la morfología y fisiología de las plantas y el ambiente
del suelo. Entre los microorganismos que conforman la rizosfera se encuentran los
hongos de los que se derivan diversas actividades benéficas para las plantas como
son, aumento en la disponibilidad de los nutrimentos del suelo y producción de
reguladores de crecimiento de la planta (Pelczar y Chan, 1984).
Los hongos que habitan en el suelo constituyen gran parte del protoplasma microbiano
total de ese ambiente, es la región en la que se sustenta la vida vegetal y de la
cual se obtienen sus nutrimentos, siendo uno de los sitios más dinámicos en
14
interacciones biológicas. De esta manera desempeñan un papel muy importante en
la biosfera, actuando en la degradación de la materia orgánica, contribuyendo de
esta manera a la fertilidad del suelo como resultado de su participación en el ciclo del
carbono (Smith y Read, 1997).
De entre las asociaciones mutualistas existentes entre algunas especies de hongos
y las raíces de las plantas cabe destacar el caso de la micorriza arbuscular,
debido a que el hongo incrementa la absorción de fósforo y algunos otros
microelementos poco disponibles para las plantas como, calcio, zinc, cobre y
azufre, a cambio de algunos compuestos orgánicos que contribuyen a su desarrollo
(Barea et al., 2000). La arquitectura tridimensional del micelio externo de los hongos
micorrízicos, además de incrementar la absorción de nutrimentos para las plantas,
contribuye a la estabilización de agregados al mantener físicamente unidas a las
partículas del suelo (Tisdall, 1994).
Los hongos micorrízicos se encuentran en todos los ecosistemas terrestres y muy
bien podrían representar el segundo componente más grande en biomasa, en
muchos de ellos, otro papel muy importante de los hongos en los ecosistemas, es
su participación en las cadenas tróficas (Allen, 1991b), asimismo su diversidad y
funcionamiento están probablemente relacionadas con el papel ecológico de los
HMA, sin embargo, tanto los aspectos ecológicos como los taxonómicos han
sido poco estudiados (Varela y Estrada, 1997).
En diferentes tipos de agroecosistemas se encuentra a los HMA,
independientemente de los tipos de clima y de suelos, sin embargo su
presencia puede ser nula o escasa en suelos perturbados por la actividad
mineral, con problemas de erosión, fumigados, salinos o con presencia de
elementos tóxicos (Abbott y Robson, 1991; Sieverding, 1991a).
Por otra parte, hasta ahora la diversidad de los HMA mexicanos, no ha sido
evaluada en forma precisa, pero cabe suponer que ésta es una de las más
grandes del mundo, tal y como sucede con otros grupos de organismos. Sin
15
embargo, los pocos estudios taxonómicos fungísticos existentes sobre los HMA,
mexicanos y la información dispersa en una gran cantidad de fuentes
bibliográficas, por el momento impide hacer estimaciones exactas sobre este
importante grupo (Estrada-Torres et al., 1992).
A pesar del gran interés que recientemente se ha generado en nuestro país
acerca del estudio de los hongos micorrízicos arbusculares, los esfuerzos por
establecer sus colecciones no se han cristalizado, debido al intenso trabajo
requerido para su mantenimiento y a la falta de infraestructura y personal
especializado que se dedique de tiempo completo a esta actividad, así mismo a
la falta de compresión para los estudios taxonómicos, los cuales pocas veces son
económicamente apoyados para su realización (Varela y Estrada-Torres, 1997).
2.2.3. Antecedentes de los hongos micorrízicos
Por tradición, el nombre de hongo se ha venido aplicando a organismos que
se parecen morfológicamente entre sí, pero que no están filogenéticamente
relacionados y por lo tanto forman un grupo heterogéneo de seres vivos (Bruns et
al., 1991).
Una de las simbiosis más sobresalientes en la naturaleza es la que se da entre las
raíces de las plantas superiores con un tipo especial de hongo en el suelo. Esta
asociación simbiótica, se denomina micorriza, nombre que significa "Hongo de la
raíz" (del griego myces: hongo y rhiza: raíz). Por otra parte, Frank un patólogo
forestal alemán, en 1885, acuñó el término micorriza, definiéndolo como simbiosis
mutualista formada por las raíces de las plantas hospedantes y un hongo del suelo,
llamado actualmente hongo micorrízico (Simon et al., 1993).
La micorriza es la simbiosis mutualista (asociación no patogénica) entre ciertos
hongos del suelo y las raíces de la mayoría de las plantas terrestres (Sieverding,
1991a; Bethlenfalvay et al., 1991). El hongo micorrízico arbuscular es
16
considerado un simbionte obligado, mutualista cuyo desarrollo se conoce
desde hace 400 millones de años atrás, particularmente en el período Devoniano
(Cuadro 1), lo que permite suponer que la colonización y evolución de las plantas en
la tierra fue factible gracias a la co-evolución entre ellas y los hongos micorrízicos
arbusculares (Simon et al., 1993; Remy et al., 1994; Barker et al., 1998).
Por definición, la micorriza debe entenderse como una estructura especializada con
diversas funciones, la cual se origina al asociarse, en forma mutualista, los diversos
grupos de hongos específicos, con el sistema radical de las plantas. Algunas veces
existen confusiones con la definición, principalmente cuando se dice que la
micorriza corresponde a hongos que se establecen en la raíz de la planta,
debiéndose de entender que los hongos micorrízicos o micorrizógenos, son
aquellos que originan la estructura denominada micorriza (Linderman, 1992).
17
Cuadro 1. Antecedentes de la evolución de los hongos micorrízicos arbusculares y
ectomicorrízicos (Simon et al, 1993).
Años
(millones)
Eras
Períodos
Épocas
Características
4 500 Azoica Aminoácidos, proteínas,
3 800 Precámbrica y minerales
700 Paleozoica Cámbrico
500 Ordovicico Trilobites (Fósiles marinos) 435 Silúrico 395 Devónico Plantas terrestres 345 Carbonífero Evidencias de micorriza 280 Pérmico Yacimientos de carbón 230 Mesozoica Triásico 195 Jurásico Dinosaurios 140 Cretácico Pinaceas: ectomicorriza
Desaparición de dinosaurios 65 Cenozoica Terciario Paleoceno
55 Eoceno 37 Oligoceno Primates; caesalpinoideas: 23 (Cenozoica) (Terciario) Mioceno 5 Plioceno
1.8 Antropozoic Cuaternario Pleistoceno Holoceno Glaciaciones
Homo sapiens
18
Se ha mencionado que existen de manera natural diversos hongos que se
establecen en el sistema radical y que a partir de este proceso se origina la
micorriza. Sin embargo, en forma natural, se pueden reconocer diversos tipos de
micorriza, los cuales se presentan en el ecosistema en función de las
características relacionadas con la presencia de fósforo y nitrógeno, tanto
orgánico como inorgánico, y su relación con el tipo de vegetación primaria (Fig. 1). El
mayor grupo de hongos endomicorrízicos es la micorriza arbuscular y están
asociadas con una gran mayoría de especies vegetales (Linderman, 1992).
Actualmente los dos tipos de micorriza más importantes desde el punto de vista
aplicativo en los sistemas agrícolas y forestales son la endomicorriza arbuscular
y ectomicorriza. Sin embargo, la endomicorriza arbuscular (antes vesiculo-
arbuscular) tiene una distribución más amplia y es la que tiene más repercusión
biológica y económica en la mayoría de los cultivos agrícolas de clima templado,
árido, tropical y subtropical (Simon et al., 1993).
2.2.4. Características de la asociación micorrízica arbuscular
La simbiosis micorrízica arbuscular es interesante desde el punto de vista
morfológico, ecológico, taxonómico y fisiológico. Asimismo es importante por los
efectos que tiene en la biología de la planta en procesos involucrados en la nutrición,
promoción del crecimiento, fisiología y otros beneficios directos e indirectos (Fitter,
1991).
Los hongos se consideran biotrofos obligados, ya que para su desarrollo y
reproducción requieren del sistema radical del hospedante, de modo que
pueden satisfacer sus requerimientos energéticos, cuya base son diferentes
fuentes de carbono generadas por el proceso fotosintético de la planta. La
importancia de los hongos micorrízicos arbusculares puede traducirse en los
beneficios que por su simbiosis aporta a las plantas, con relación al mejor
aprovechamiento de agua y nutrimentos, especialmente el fósforo cuando éste
es limitado (Sieverding, 199lb; Bethlenfalvay et al., 1991).
19
Figura 1. Tipos de micorriza en diferentes ecosistemas (Modificado de Francis y Read,
1994).
Además, mantienen por mayor tiempo la funcionalidad de las raíces y el micelio
externo (extramatrical), generan una extensa red de hifas en el suelo que
permite a la raíz mayor capacidad de exploración del volumen de suelo, por lo
que contribuyen a que la zona de agotamiento aledaña a la raíz no sea limitativa
en la disponibilidad de nutrimentos y agua. De este modo, la fisiología de la
simbiosis micorrízica provee a las plantas mejor capacidad de adaptación,
establecimiento y crecimiento (Linderman, 1992).
Por otra parte, el suelo también es favorecido por la actividad de los hongos
micorrízicos arbusculares. En cuanto a la estabilidad del suelo, las hifas
permiten la agregación de las partículas de suelo, lo que evita que la pérdida
de éste por agentes de erosión sea menor (Abbott y Gazey, 1994). A su vez, la
actividad de los hongos micorrízicos permite que las poblaciones microbianas
20
se incrementen, participando como agentes reguladores de microbiota benéfica y
patogénica y, de este modo, influir directamente en la dinámica del carbono orgánico
del suelo y de la fertilidad del mismo (Sieverding, 1991a).
Pocas son las familias en las que se excluye la posibilidad de asociarse con
los hongos micorrízicos arbusculares, como Pinaceae, Betulaceae, Fagaceae,
Orchidaceae, Ericaceae, Chenopodiaceae, Fumaraceae, Cyperaceae,
Commelinaceae, Urticaceae, Poligonaceae, Amaranthaceae, Capparidaceae,
Caryophyllaceae, Cruciferaceae, Gentianaceae, Myrtaceae y Portulaceae
(Gerdemann, 1975; Hirrel y Gerdeirinann, 1980; Sieverding, 1991a). Sin embargo, en
algunas de ellas la colonización por los hongos puede ser efímera, sin que su
efecto sea esencial para la planta (Mikola, 1982). Tal es el caso de algunas familias,
entre ellas las Chenopodiaceae, Cruciferaceae„ Fumariaceae, Urticaceae y
Pogonaceae, poseen especies que habitualmente no forman este tipo de simbiosis
(Trappe, 1984; Miller et al., 1999).
2.2.5. Morfología de la simbiosis micorrízica arbuscular
Los hongos micorrízicos arbusculares no producen cambios visibles en la
morfología de la raíz de sus hospedantes. Su presencia puede ser detectada
mediante observaciones al microscopio.. óptico. En suelo, los hongos formadores-de:
esta simbiosis presentan una extensa red de hifas que: favorecen la absorción de
nutrimentos y: agua (Bago, et al., 1998; 2000), permitiendo que la raíz posea un
mecanismo alterno que explore mayor volumen de suelo. Este micelio puede
formar estructuras microscópicas que favorecen la propagación de los hongos a las .
cuales se les conoce como esporas que pueden .estar solitarias o. _agrupadas
(Declerck et al., 2000).
Una vez que la hifa del hongo penetra la raíz, ésta crece a lo largo del tejido radical
y .llega a formar estructuras típicas de esta simbiosis tales como: 1) Hifas
intercelulares e intracelulares: 2) Arbúsculos que facilitan el intercambio
21
bidireccional de nutrimentos entre hongo-planta, 3) Vesículas las cuales almacenan
reservas para el hongo; 4) Enrollamientos hifales y 5) Esporas simples o
esporocárpicas en el suelo, pero algunas especies pueden esporular dentro de la
raíz (Bago et al., 2000).
La íntima relación biotrófica hongo-planta, junto con la dependencia recíproca de los
dos organismos para crecer y sobrevivir, permite sugerir que la micorriza forma y
constituye parte integral de las plantas (Gianinazzi, 1991). Por lo que se considera
que el establecimiento de la micorriza puede ser determinado por una secuencia de
fenómenos de reconocimiento entre los simbiontes, involucrando múltiples procesos
(Giovanneti y Gianinazzi-Pearson, 1998).
2.2.6. Fisiología y anatomía de la colonización micorrízica arbuscular
Las estructuras que forman los hongos micorrízicos arbusculares son: esporas,
arbúsculos, vesículas e hifas. Las esporas son los propágulos más resistentes a
condiciones adversas, por lo tanto su función principal es la propagación y
preservación (Abbott y Robson, 1991). De esta manera, tras la emisión del tubo
o tubos germinativos, el micelio del hongo crece hasta encontrar una raíz
hospedera, donde forma entonces una estructura similar a un apresorio y
penetra entre las células epidérmicas o a través de los pelos radicales,
después de la penetración las hifas producto de la germinación de las esporas,
comienzan la colonización del tejido parénquimatico de la raíz, generando al
nivel del córtex, arbúsculos y vesículas. La colonización del hongo se extiende
por la epidermis y el parénquima cortical, nunca penetra los tejidos vasculares y
meristemáticos (Harley y Smith, 1983a).
Los arbúsculos cumplen la función de intercambio de nutrimentos, las
vesículas de almacenamiento y las hifas extraradicales que se extienden dentro
del suelo, incrementan el potencial del sistema radical (Linderman, 1992) y la
función de exploración, absorción y transiocación de nutrimentos al
22
hospedante, sin embargo las vesículas no se forman en los géneros Gigaspora y
Scutellospora (Gianinazzi-Pearson y Gianinazzi, 1983).
Las esporas vivas presentes en el suelo pueden no funcionar como propágulos
sí ellas están inactivas, debido a condiciones del suelo ó están en su período
natural de dormancia, el cual puede ayudarles a sobrevivir períodos largos bajo
condiciones adversas. Los factores que pueden influir en la presencia y
efectividad de las asociaciones micorrízicas son: propiedades de la raíz, factores
edáficos y climáticos, perturbación del suelo y compatibilidad hospedante-hongo
(Brundrett, 1991).
El desarrollo de la colonización en el interior de las células corticales, está
acompañado por un crecimiento exterior y en forma radial, de las hifas
extramatriciales, las cuales constituyen el sistema bioquímico de absorción de
nutrimentos (Gianinazzi, 1991). Las hifas extramatricales o externas se
desarrollan en el suelo y, en conjunto, forman un sistema complejo de redes de
hifas responsables de la absorción de nutrimentos, distribución de la asociación,
formación de esporas, etc.
Se ha discutido si estas hifas tienen la capacidad de formar estructuras BAS que
se puedan homologar a los arbúsculos (Bago et al., 1998; 2000) cuya función
puede estar relacionada con la absorción de nutrimentos como fósforo y nitrógeno,
pero no de carbono, lo que las diferencia de los arbúsculos, así como también
pueden participar en la capacidad de intercambio de los mismos nutrimentos (Bago
et al., 1998).
La micorriza arbuscular domina en comunidades vegetales de herbáceas y leñosas
en suelos minerales a bajas latitudes (Read et al., 1976), se encuentra distribuida
desde el ártico hasta el trópico, en ambientes áridos, húmedos, comunidades
estables y aún en ecosistemas altamente pertubardos (Mosse et al., 1981).
Se ha demostrado que las plantas con micorriza arbuscular incrementan la
23
captación de nutrimentos minerales, especialmente aquellos que son poco
móviles en el suelo, como P, Cu y Zn (Smith y Read, 1997). También se ha
observado que las plantas micorrizadas son más tolerantes a fitopatógenos y
condiciones ambientales adversas como salinidad del suelo (Hildebrandt et al.,
2001; Al-karaki, 2000) sequía (Kalpunik y Douds, 2000), altas temperaturas y
contaminación del suelo (Sylvia y Williams, 1992).
En el suelo donde se presentan plantas micorrizadas, el micelio externo del hongo
contribuye a la estabilización de agregados, al mantener fsicamente unidas a
las partículas del suelo (Sutton y Sheppard, 1976; Tisdall, 1994; Bearden, 2001).
La micorriza arbuscular se presenta en más especies vegetales que los
demás tipos de micorrizas juntas y se ha observado en más de 1000 géneros de
plantas que representan alrededor de 200 familias. Se calcula que cerca del 90%
de las 300,000 especies de plantas vasculares en el mundo forman micorriza
arbuscular (Marks, 1991; Smith y Read, 1997), existiendo poca evidencia de
especificidad entre el hongo y la planta aun cuando se ha demostrado
especificidad ecológica y compatibilidad funcional (Molina et al., Trappe, 1992;
Clapp et al., 1996; Varela y González, 2001).
2.3. Taxonomía de los hongos formadores de la micorriza arbuscular
2.3.1. Clasificación de los hongos formadores de micorriza arbuscular
Los hongos micorrízicos arbusculares fueron ubicados inicialmente en la
división de la Eumycota y la Clase de los Zygomicetos (hongos con micelio
cenocítico, sin septos, cuyo principal componente estructural de la pared celular es
la quitina). El orden al que pertenecen estos hongos es de los Glomales y su
clasificación se basó en características morfológicas de la pared de las esporas
(asexuales) producidas por estos hongos. Este tipo de clasificación permitió
describir lo que se denomina morfoespecies fúngicas. Con base en lo anterior,
24
en 1990, las aproximadamente 150 especies de HMA conocidas, se clasificaron
en dos subórdenes (Glomineae y Gigasporineae), tres familias (Glomaceae,
Acaulosporaceae y Gigaspóraceae) y seis géneros (Glomus, Sclerocystis,
Acaulospora, Entrophospora, Gigaspora y Scutellospora) (Morton y Benny, 1990),
(Cuadro 2).
Asimismo cada uno de los géneros de los hongos formadores de micorriza
arbuscular está definido por criterios relacionados con la forma en que se
originan las esporas (Fig. 2); es decir, cada uno de ellos tiene una formación
especial de esporas, además de que presentan diferente morfología en los
puntos de unión de las hifas sustentoras o formadoras (Schenck y Pérez, 1990).
2. Clasificación taxonómica de los HMA (Morton y Benny, 1992).
Clase Orden Subórdenes Familias Géneros
Zygomycetes Glomales Glomineae Glomaceae Glomus
Sclerocystis
Acaulosporaceae Acaulospora
Entrophospora
Gigasporinae Gigasporaceae Gigaspora
Scutellospora
La identificación de las especies ha estado basada en el estudio de las esporas en función de
su pared y grupos o capas que las conforman (Walker, 1983). Por lo anterior se diseñó una
serie de representaciones esquemáticas (Murógrafos y Murónimos) señalando las posibles
características de las paredes (Fig. 3) (Walker, 1992).
25
Figura 2. Grupos taxonómicos en los Glomales, Zigomicetos con base en el crecí
miento y diferenciación de sus partes en un organismo fúngico (Morton y
Bentinvenga, 1994).
26
Figura 3. Representación esquemática de las diferentes capas que conforman la pared de las
esporas de hongos micorrízicos arbusculares.
27
Actualmente, la biología molecular puede representar una vía alternativa viable
en la identificación de las especies de los hongos formadores de este tipo de
micorriza, así como en la identificación de las moléculas orgánicas que intervienen
en la estimulación e inhibición de la germinación de esporas y establecimiento de
los hongos micorrízicos arbusculares en la planta hospedante (Bago et al., 2000).
Recientemente, con base en los avances en lo que se refiere a técnicas
moleculares y relacionándolas con las características morfológicas de las
esporas, se han realizado cambios significativos en la taxonomía de los hongos
formadores de micorriza arbuscular. El uso de nuevas técnicas que involucran
la secuenciación de ADN, las determinaciones de perfiles de ácidos grasos,
reacciones inmunológicas hacia anticuerpos monoclonales específicos y junto
con la caracterización de la morfología de las esporas y hábitos de colonización
de los HMA han permitido tener avances sustanciales en la taxonomía de estos
hongos (Morton y Redecker, 2001). En este sentido, las técnicas moleculares,
con base en el estudio del ADN, han revelado que el grupo de hongos
formadores de micorriza arbuscular puede ser más diverso de lo que
actualmente se piensa y cuya clasificación taxonómica, puede ser diferente
eliminando al género Sclerocystis y fusionándolo con el género Glomus (Cuadro 3).
Cuadro 3. Clasificación taxonómica de los HMA (Morton y Redecker, 2001).
Clase Orden Subórdenes Familias Géneros
Zygomycetes Glomales Glomineae Gloamaceae Glomus
Gigasporineae Acaulospoaceae
Gigasporaceae
Paraglomaceae
Archaeosporaceae
Aculospora
Entrophospora
Gigaspora
Scutellospora
Paraglomus
Archaeospora
28
Esta clasificación trata de describir la ruta filogenética de los HMA. Las nuevas
familias comprenden especies que presentaban características morfológicas
atípicas a los géneros en los que estaban ubicados. La familia Archaeosporaceae
incluye tres especies que forman esporas atípicas a las de Aculospora y dos de
ellas son dimórficas y forman esporas de tipo Glomoide (Morton y Redecker, 2001).
Por otra parte, la familia Paraglomaceae incluye dos especies formadoras de
esporas que no son distinguibles con aquellas especies del género Glomus y su
creación se basa en características del habito de colonización y su morfología es
muy similar a los miembros de la familia Achaesporaceae. La descripción de está
familia se basa en características moleculares (ácidos grasos y secuenciación de
ADNr 18S), lo que permite considerarla como un grupo ancestral de los
Glomales y son distantes de otras familias de los Glomales (Morton y
Redecker, 2001).
Recientemente se ha reconocido un nuevo phylum denominado Glomeromycota, en el
cual han sido ubicados los HMA (Cuadro 4). Sin embargo esta clasificación aun se
encuentra en estudio (Schüessler et al., 2001).
29
Cuadro 4. Reciente clasificación taxonómica de los hongos formadores de la micorriza
arbuscular (Schüessler et al., 2001).
Phylum Orden Fami l i as Géneros
Glomeromycota Paraglomerales
Archaeosporales
Glomerales
Diversisporales
Paraglomaceae
Archaeosporacea
e
Glomeraceae
Gigasporaceae
Acaulosparaceae
Diversisporaceae*
Paraglomus
Archaeospora
Glomus
Gigaspora
Acaulospora
* Esta familia es inédita, ya que actualmente se encuentra en discusión los géneros que se
ubicaran dentro de la misma.
2.3.2. Propagación de las esporas de los HMA para la clasificación taxonómica
La principal estructura que éstos hongos poseen para propagase y con las que pueden
estudiarse taxonómicamente son las esporas (Varela y Estrada-Torres, 1997).
Estas estructuras, hasta la fecha no se han logrado propagar y multiplicar en medios
de cultivos convencionales de laboratorio (Sylvia y Jarstfer, 1994).
Por lo anterior y debido a que los hongos que forman micorriza arbuscular son biotrofos
obligados que habitan en el suelo, para poderlos identificar adecuadamente, es
necesario propagarlos durante 4 - 6 meses en macetas con una planta hospedera
apropiada. Las esporas recolectadas directamente de suelo de campo
frecuentemente están parasitadas y no es posible obtener suficiente información
confiable con relación a la variabilidad de sus características (Varela y Estrada-Torres,
1997).
Es importante señalar que no todas las especies presentes en la muestra de
campo logran propagarse en maceta. Por otro lado, a partir de las macetas de
30
propagación se obtienen esporas de diferentes especies, por lo que para hacer una
identificación confiable, en muchos casos es necesario hacer cultivos
monoespecíficos a partir de una sola espora (Sylvia y Jastfer, 1994).
Una vez que se han propagado las esporas en maceta, se separan del suelo por la
técnica de tamizado húmedo y decantación (Gerdemann y Nicolson, 1963). En
ocasiones si la muestra tamizada contiene gran cantidad de materia orgánica y
partículas de suelo, puede aplicarse una centrifugación utilizando un gradiente de
sacarosa (20 y 60%) con el objeto de eliminar partículas de materia orgánica,
que impidan la separación de las esporas. Después de la centrifugación, las
esporas deben lavarse abundantemente con agua para evitar su plasmolisis.
La suspensión de esporas obtenida se coloca con agua en una caja de Petri o bien se
filtra a través de papel filtro y éste se coloca sobre una caja de Petri. Las esporas
se observan en un estéreomicroscopio y se separan, en grupos discretos de acuerdo
con su tamaño, forma, color, hifa de sostén y ornamentación. En esta etapa, con
ayuda de un microscopio óptico debe anotarse el color de las esporas (luz
reflejada). Para evitar subjetividad en cuanto al color es recomendable utilizar una
tabla de colores como la de Kornerup y Wanscher (1978) o la de Munsell (1966)
para suelos. Estas tablas aunque útiles, tienen la desventaja de que no tienen la
diversidad de colores que presentan las esporas de los hongos micorrízicos
arbusculares (Varela y González, en prensa).
La Colección Internacional de HMA y vesículo-arbusculares (INVAM) cuenta con su
propia tabla de colores. En dicha tabla se utilizaron distintas combinaciones de
los colores azul, magenta, amarillo y negro para dar diversas tonalidades que al
compararse con el color de las esporas nos permiten definir su color. El color
de las esporas se expresa con una fórmula que nos indica la concentración de
cada uno de los colores antes mencionados. Una vez que se tienen las esporas de
un mismo tipo, se prepara una laminilla de acuerdo con la técnica propuesta por
Schenck y Pérez en 1990, la cual una vez preparada la laminilla, se observan las
esporas al microscopio y se identifica la especie (Varela y González, en prensa).
31
2.4. Propiedades de los HMA
2.4.1. Infectividad y efectividad de los hongos micorrízicos arbusculares
Se han realizado numerosos estudios en los que se demuestra que la inoculación
artificial con hongos HMA en especies de interés agrícola, mejora el desarrollo y
crecimiento de la planta, y le permite a su vez superar situaciones de estrés
biótico y abiótico (Calvet y Camprubi, 1996). La micorrización temprana de las
plantas puede ser también interesante en situaciones en que la cantidad de
inóculo HMA en el suelo agrícola sea muy bajo o por la existencia de un cultivo
anterior no hospedador y/o donde las poblaciones autóctonas no sean lo
suficientemente agresivas y eficaces (Rhoades, 1982; Sierverding, 1991).
Asimismo se ha demostrado un efecto benéfico de la inoculación temprana para la
mayoría de los cultivos hortícolas y para los cítricos. La existencia de estos hongos
en el suelo hace que se produzcan una serie de interacciones con otros
microorganismos que viven también en ese hábitat. Se ha señalado que el tipo
de cultivo ejerce un efecto selectivo en la abundancia de diferentes especies de
hongos micorrízicos (Abbott y Robson, 1991).
La infectividad es la capacidad del hongo para penetrar e invadir la raíz
intensamente y explorar el suelo, así como su habilidad de persistir en el
sistema productivo. Un hongo micorrízico efectivo mejora el desarrollo del
hospedante ya sea en forma directa o indirecta. Indirectamente la simbiosis
micorrízca es efectiva al proteger contra patógenos del suelo y condiciones de
estrés, así como incrementar la agregación del suelo y la estabilidad del
mismo, cualidades en las que el desarrollo hifal es fundamental (Abbott et al.,
1992).
Directamente mejorando la absorción de fósforo, cuando éste es limitante y de
algunos otros nutrimentos como el zinc, cobre y amoniaco anhidro (Stribley, 1990;
Marchner y Dell, 1994). Aunque se conoce poco cuánto fósforo llega hasta el
32
hospedante y la capacidad del hongo para transferirlo (Abbott et al., 1992).
Se ha mencionado que la efectividad del HMA no siempre está relacionada con la
capacidad infectiva de estos hongos y si se ha logrado una interacción entre
la extensión la colonización dentro y fuera de la raíz con la infectividad de la
misma, es indudablemente que el crecimiento de las hifa asegura el funcionamiento
de la simbiosis por lo que su papel debe considerarse al hacer la selección de las
cepas (Abbott et al., 1992; Bagyaraj, 1992).
Por otro lado, las condiciones de infectividad y efectividad del hongo micorrízico
dependen no solo del simbionte, sino también de las condiciones ambientales lo que
aumenta la importancia de los estudios ecológicos realizados con propósito de
seleccionar cepas eficientes (Haas y Krikun, 1985). Las cualidades del
endosimbionte que deben tomarse en cuenta al realizar su selección es fundamental
para su propagación (Cuadro 5) (Abbott et al., 1992).
Cuadro 5. Variables para la selección del inóculo de los HMA (Abbott et al., 1992).
Calidad requerida del hongo Característica relevante
Habilidad para absorber y transportar fósforo del
suelo hasta la planta.
Extensión de la hifa, capacidad para
colonizar raíces con relación al
suministro de fósforo
Habilidad para incrementar el crecimiento y
desarrollo de la planta.
Capacidad para mantener estable la
relación transferencia de fósforo y
demanda de carbohidratos en el
hospedante.
Habilidad para persistir en el suelo Producción de propágulos en las
raíces.
Habilidad para soportar los métodos de producción
de inóculo a gran escala.
Resistencia de los propágulos a la
desecación; supervivencia de los
mismos en los sistemas productivos.
33
2.4.2. Factores que afectan la colonización micorrízica
Los recientes progresos en los métodos para identificación y cuantificación de
hongos micorrízicos arbusculares en suelo y dentro de raíces han permitido
aclarar los factores que influencian su distribución. El desarrollo de las micorrizas
arbusculares varía con el pH, tipo y profundidad del suelo, vegetación (especie,
edad), grado de perturbación del sistema (Abbot y Robson, 1991; An et al., 1993;
Wang et al., 1993), contenido de humedad y materia orgánica del suelo, prácticas
agrícolas como el uso de agroquímicos y rotación de cultivos (Jonson y Pfleger,
1992; Hepper y Warner, 1993).
La mayoría de esporas y la colonización micorrízica arbuscular se presentan en
los 20 cm, superiores del suelo, disminuyendo en forma exponencial con la
profundidad (Abbot y Robson, 1991). Se ha encontrado una correlación positiva
entre el pH del suelo que varió de 5.10 a 6.20 y la colonización micorrízica de
raíces de pasto y hierbas desarrolladas en suelos con aplicación de líquido
efluente de cerdo y vaca (Christie y Kilpatrick, 1992).
El nivel de fósforo, el uso y tipo de fertilizantes afectan grandemente la
colonización micorrízica, se ha establecido que a baja o moderada fertilidad
del suelo, se mejora la respuesta de la planta. Asimismo las aplicaciones
pesadas de fertilizantes sean de nitrógeno o fósforo, a menudo perjudican la
colonización micorrízica aunque en campo la respuesta es impredecible (Azcón
y Barea, 1985). La colonización radical se reduce a muy altos o muy bajos
niveles de fósforo disponible (Trimble y Knowles, 1995; Thomson et al., 1991;
Daft, 1991; Marschner y Dell, 1994), los efectos parecen estar mediados por la
planta a niveles bajos y medios (Thomson et al., 1991).
El grado de disminución o aumento en los niveles de colonización micorrízica
arbuscular no solo depende del nivel del fósforo sino también del nivel de
nitrógeno suministrado, probablemente relacionada con la cantidad de
carbohidratos presentes en la raíz, asimismo se ha encontrado que las plantas
34
de lechuga micorrizadas, obtenían un máximo nivel de colonización cuando el
nitrógeno se suministraba como nitrato, independientemente de la nutrición del fósforo
(Marschner y Dell, 1994).
En los sistemas agrícolas existen efectos positivos sobre la colonización y
producción de esporas, cuando se maneja una adecuada rotación de cultivos
contrario a manejar una sola especie (Benthlenfalvay, 1991). En una rotación con
soya seguida de dos años de maíz, mijo, pasto y nuevamente soya se obtuvo una
alta densidad de población micorrízica de Glomus sp., contrario al monocultivo de
soya por tres años (An et al., 1993). En los ecosistemas naturales también hay una
correlación positiva entre planta de cobertera y el número de esporas (Miller y
Jastrow, 1994). Por otro lado en la conversión de sistemas naturales a
artificiales o viceversa, existen cambios en las especies de plantas y en el
manejo de estas especies lo que afecta la microbiota del suelo y por consiguiente
a la micorriza (Kurle y Pfleger, 1994).
2.4.3. La simbiosis micorrízica arbuscular y la asimilación de nutrimentos
La colonización micorrízica aumenta el desarrollo de las plantas al incrementar la
asimilación de nutrimentos vía incremento en la absorción del área superficial
radical, o por la movilización de las fuentes de nutrimentos aprovechables (por la
excreción de compuestos quelatantes o ectoenzimas). La colonización micorrízica
puede también proteger a las raíces de patógenos del suelo y así aumentar el
desarrollo de la raíz y la adquisición de nutrimentos por la raíz del hospedante, es
por esto que una mayor asimilación de nutrimentos no puede ser atribuida
exclusivamente a las hifas del hongo (Marschner y Dell, 1994).
En general, una gran parte del efecto en el desarrollo de raíces colonizadas con
hongos micorrízicos, es causado por aumentos en absorción de fósforo,
particularmente de las fuentes escasas de fósforo soluble (Bolan et al., 1987). Este
incremento en disponibilidad de fósforo por las hifas externas, esta
35
relacionada a una mayor exploración de la raíz de la planta hospedante (hasta
80%) y la producción de ácido-fosfatado extracelular que cataliza la liberación
de complejos de fósforo orgánico en el suelo, contribuyendo a una mejor utilización de
ciertas fuentes de fósforo orgánico por la planta micorrizada y una mayor tasa de
flujo (dos a seis veces más) debido a la longitud de las hifas externas (Jakobsen et
al., 1992).
La colonización de la raíz con el hongo micorrízico arbuscular puede incrementar
la eficiencia de la absorción de los nutrimentos, incrementando el crecimiento de
las plantas micorrizadas, particularmente cuando existe baja disponibilidad del
fósforo en el suelo. La morfología radical y el micelio externo de los hongos
arbusculares determinan la utilización de iones de baja velocidad de difusión
como el fósforo, zinc y molibdeno (Sieverding, 1991b).
Las hifas del hongo micorrízico arbuscular, pueden absorber nutrimentos tales
como P, Zn, Ca, S, Cu, Mg, Cl Y N (Buwalda et al., 1982) del suelo y
translocarlos a las raíces de las plantas hospedantes. Pero es más importante su
función en la absorción de los elementos poco móviles como P, Zn y Cu (Kothari et
al., 1991); esto es determinante en el caso del P por ser un macronutrimento y
porque en su ciclo geoquímico al perderse del continente e ingresar al fondo del
océano ya no se puede recuperar, por eso la naturaleza trata de retenerlo en
los ecosistemas terrestres (Paul y Clark, 1989).
Se ha discutido cómo los hongos micorrízicos arbusculares pueden afectar la
respuesta de las plantas a las condiciones de sequía, se especula que este
efecto es regulado mediante la alteración del metabolismo del carbono. De
este modo la colonización micorrízica puede influenciar la acumulación de
azúcar por inducción de la sequía tanto en las hojas como en las raíces
(Schellembaum et al., 1996).
La fotosíntesis es un proceso esencial para el crecimiento y supervivencia de
las plantas en etapas específicas de desarrollo vegetativo, la disponibilidad de
36
fotosintatos (carbono) puede ser limitante (Flore et al., 1985). Este aspecto es
importante considerarlo cuando se establece la simbiosis micorrízica, ya que la
demanda de carbono. De este punto se desprende la importancia que tiene la
micorriza arbuscular en los proceso fisiológicos de las plantas, ya que ambos son
componentes de la simbiosis si se beneficia mutuamente (Sierverding, 1991 a).
Sobre la asimilación de potasio, calcio, magnesio y azufre, no es muy conocido el
papel de la micorriza y son muchos e inconsistentes los resultados que se han
obtenido, además son difíciles de interpretar (Sierverding, 1991).
En plantas micorrízicas, la estructura del suelo puede ser alterada en la rizosfera.
La alta tasa de asimilación de agua por unidad de longitud radical en plantas
micorrizadas puede agotar el agua del suelo más rápidamente en la rizosfera, esto
dificultará la asimilación de nutrimentos vía difusión, a menos que la conductividad
hidráulica del suelo sea incrementada por la hifa externa (Davies y Sylvia, 1992).
2.5. Los hongos micorrízicos arbusculares y la salinidad del suelo
2.5.1. Presencia de los hongos micorrízicos arbusculares en suelos salinos
La inoculación está influenciada por la fisiología de la planta huésped, porque la
mayoría de la energía de la extensión de la hifa, la obtiene de la translocación
del carbono de la planta el hongo. Por lo anterior, considerando los efectos de la
salinidad en la formación de los hongos micorrízicos se deberá incluir los efectos
de la salinidad sobre el desarrollo de la planta hospedera. Las plantas reducen
los niveles de la colonización de los HMA, con el incremento de la salinidad en los
suelos, esto puede ser debido, a los cambios fisiológicos de la mayoría de las
plantas, los cuales afecta la simbiosis o tiene un efecto indirecto sobre el
hongo micorrízico arbuscular (Juniper y Abbott, 1993).
La colonización de los hongos micorrízicos es modificada por el contenido de
sales que se encuentran en el suelo y regulada por el genotipo hospedante. En
37
condiciones de altos contenidos de sales, se ha encontrado que la colonización
de los HMA disminuye, produciéndose mayor esporulación de los endofitos, lo que
asegura su supervivencia (Sylvia y Schenck, 1982; Duke et al., 1986).
Hay claras evidencias, que demuestran que la germinación de esporas y el
subsiguiente desarrollo de las hifas de algunos hongos micorrízicos arbusculares,
son reducidos por el incremento de la salinidad de los suelos (Abbott et al.,1992).
Sin embargo, los diseños experimentales y las metodologías, no consiguen
generalmente separar los efectos directos de la salinidad sobre el desarrollo del
hongo. Se necesitan realizar estudios sobre la respuesta de los hongos
micorrízicos arbusculares a los suelos salinos (Juniper y Abbott, 1993).
Los hongos micorrízicos arbusculares están presentes en la mayoría de los suelos y
generalmente no son considerados hospederos específicos de las plantas. Sin
embargo los niveles de población y la composición de las especies, son
altamente variables y están inducidos por las características de las plantas y el
número de los factores del ambiente tales como: la temperatura, el pH, la textura,
contenidos de nitrógeno y fósforo y las trazas de metales pesados, así como a la
presencia de otros microorganismos, la. aplicación de fertilizantes, fungicidas y la
salinidad de los suelos (Barea y Azcon Aguilar, 1982).
Hay pocas investigaciones sobre los efectos de la salinidad en la biología o
ecología de los hongos micorrízicos arbusculares. La mayoría de los estudios se han
concentrado sobre los efectos de la inoculación con hongos micorrízicos
arbusculares, la información sobre el desarrollo de los hongos en suelos salinos es
escasa y otras veces circunstancial (Abbott et al., 1992).
La comparación de los resultados de los experimentos sobre suelos salinos es
complicada por los diferentes métodos de medición en los suelos salinos.
Usualmente todas las sales solubles son extraidas y la salinidad es expresada como
concentraciones de iones específicos o como el total de sales solubles en suelo seco.
Sin embargo la salinidad de la solución del suelo depende no solamente de la
38
concentración de las sales en los suelos secos si no también del volumen del
agua en los suelos. Los suelos ligeros (arenosos), arriba de cinco veces de la
capacidad de campo de suelos pesados (arcillosos), tienen un contenido de sales
menor que los suelos pesados, los cuales tienen en su solución cinco veces el
contenido de los suelos ligeros (Bernstein, 1975).
La salinidad de los suelos es frecuentemente expresados como conductividad
eléctrica (C.E) del extracto del suelo. Esto permite que sea medida la conductividad
métrica o calculada para conocer la relación lineal estrechamente entre la
conductividad eléctrica (C.E) y el total de sales disueltas en la solución a una
temperatura determinada. Un suelo generalmente es considerado salino cuando
la conductividad eléctrica excede de 4.0 dSm -1. Cuando un suelo se describe en
términos de concentración de sales, es un suelo salino, cuando el contenido de
sales excede de 0.1%. Las sales disueltas podrían afectar a los organismos del
suelo por lo específico de la toxicidad de las altas concentraciones de los iones,
tales como el sodio y el cloro o por los efectos no específicos de los solutos sobre
el potencial osmótico (Juniper y Abbott, 1993).
La discusión de la ecología de los hongos micorrízicos arbusculares en ambientes
salinos ha sido confusa por la necesidad de distinguir los efectos bióticos y abióticos
sobre la distribución y la abundancia relativa del hongo. Los hongos micorrízicos han
sido registrados en varios trabajos como sucesos naturales en ambientes salinos.
En una investigación en suelos desérticos alcalinos con porcentajes de
salinidad entre 1.26 y 13.0 dSm -1 se encontró colonización de hongos
micorrízicos arbusculares en pastos tolerantes a la salinidad, tales como Festuca
idhoenis y Distichlis stricta. El número de las esporas de los hongos micorrízicos
arbusculares fueron correlacionados con las altas concentraciones de sodio de los
suelos, pero no fueron relacionados con el pH, conductividad eléctrica y los porcentajes
de concentración de otros cationes (Ho, 1987). Los hongos micorrízicos
arbusculares más comúnmente observados en suelos salinos son Glomus sp. (Pond
et al., 1984; Ho, 1987).
39
A pesar de las extensas investigaciones de los efectos interactivos de los suelos
salinos y las micorrizas sobre las plantas, hay claras deficiencias en el
conocimiento de los efectos de la salinidad sobre la formación de micorrizas, por lo
que es necesario más trabajos con énfasis en el desarrollo y fisiología de los hongos
simbióticos en condiciones de salinidad (Juniper y Abbott, 1993).
2.5.2. Efectos de la salinidad sobre los hongos micorrízicos arbusculares
La asociación entre los HMA y las diferentes especies vegetales, se presenta
principalmente bajo condiciones estresantes del ambiente como salinidad,
sequía, baja fertilidad, altas temperaturas, etc. La salinidad de los suelos podría
influir en el desarrollo y actividad de los hongos micorrízicos arbusculares
(HMA) por varios mecanismos; indirectamente o directamente (Juniper y
Abbott, 1993). Los HMA siempre reducen el estrés del ambiente tal como la
sequía (Sylvia y Wiliams, 1992) y la salinidad (Ruiz-Lozano et al., 1996). La
germinación de las esporas en los suelos salinos, pueden describirse en
cuatro formas: hidratación, activación, formación del tubo de germinación y
desarrollo de la hifa (Tommerup, 1984).
Existe poca información acerca de los efectos de la salinidad sobre la
germinación de las esporas de los HMA. Sin embargo los datos disponibles
indican la inhibición de la germinación de esporas por los incrementos de
concentraciones de cloruro de sodio en el suelo (Hirrel, 1981; Juniper y Abbott,
1993).
Los datos que se han obtenido en experimentos, usando la incubación de
esporas en medios artificiales, no representan necesariamente la respuesta que
ocurre en el suelo (Bowen, 1987). En un ensayo sobre los efectos del cloruro de
sodio sobre la germinación de las esporas de HMA en los suelos. Se incubaron
esporas de Acaulospora laevis, A. trappei , Scutellospora calospora y Gigaspora
decipiens entre papel filtro enterrado en suelo húmedo a capacidad de campo con
40
una proporción de solución salina de 0.3 mol-1 de cloruro de sodio. En general el
incremento en la concentración del cloruro de sodio retrasó la germinación y
diminuyó la proporción de la extensión de la hifa del hongo (Abbott et al.,1992).
Las investigaciones proponen que el incremento de la nutrición del fósforo en
plantas micorrizadas es una respuesta del incremento a la tolerancia a la
salinidad y demuestran que un adición de fertilizante fosfatado en plantas no
micorrizadas, puede minimizar los efectos de los suelos salino-(Hirrel y
Genderman, 1980). Sin embargo otras investigaciones, indican que el mejor
estado nutricional de la plantas es debido a los hongos micorrízicos o por lo
menos es debido a la participación de los hongos micorrízicos al incrementar el
desarrollo de la plantas bajo condiciones salinas (Ojala et al., 1983).
Se ha reportado gran absorción de agua por plantas micorrizadas bajo condiciones
salinas, esto es posible que mejore la nutrición de las plantas por los hongos
micorrízicos y permitan a las células efectivamente regular mas el paso de los
solutos al interior y separar los iones transportados (Rosendahl y Rosendahl,
1991). Es necesario mas trabajos que investiguen los efectos de la salinidad sobre
los diferentes estados de la germinación y comparación de la sensibilidad de las
diferentes especies y hongos aislados en estrés salino (Abbot, 1992).
2.5.3. Efecto de la salinidad sobre el desarrollo de la hifa y las esporas
En algunos hongos micorrízicos, el desarrollo del tubo germinativo de una
espora en germinación, podría ser estimulado por la proximidad a la raíz de
las plantas y por los exudados de la raíz. Si los exudados de la raíz estimulan el
desarrollo y alteran la morfología de los tubos germinativos, entonces esta
estimulación podría ser alterada en condiciones de salinidad, puesto que la
exudación es grandemente influenciada por la química del suelo y la textura del
mismo (Rosendahl y Rosendahl, 1991).
41
Los mecanismos de la osmoregulación de los hongos micorrízicos arbusculares, son
desconocidos. Los ajustes del potencial osmótico por la absorción de los iones sodio
y cloro, ha sido bien documentado en plantas halofitas. Sin embargo, la mayoría
de los hongos han mostrado que mantienen bajo el potencial osmótico por la síntesis
de alcoholes como glycerol, erytrol y porcentajes de mannitol (Flowers et al., 1988).
Por otra parte, no hay reportes publicados de investigaciones de los efectos de la
salinidad del suelos sobre las esporas producidas por los HMA. Si los suelos salinos
reducen la germinación de las esporas, desarrollo hifal y la formación de micorrizas,
entonces la producción total de esporas es probable sea reducida en salinidad
relativa y no en suelos no salinos, a menos que el estrés salino estimule la
esporulación, como ocurre en algunos mucorales y especies de Aspergillus. Hay
algunos experimentos sobre los efectos de la disponibilidad del agua sobre la
esporulación de los hongos micorrízicos, pero más allá de señalar las diferencias
de diferentes hongos, los resultados son inconclusos (Abbot et al., 1992).
La producción de esporas por algunos HMA puede ser incrementada por la
sequía, Glomus mosseae y Gigaspora margarita, produjeron 40% mas esporas
después de 18 semanas en macetas de las cuales el agua se retuvo por 9 días
durante la incubación. Sin embargo, la producción de esporas por Glomus clarum
no fue afectada por este tratamiento (Sylvia y Schenk, 1982).
2.6. Importancia del cultivo de la lechuga
La lechuga es la planta más importante del grupo de las hortalizas de hoja, es
ampliamente conocida y se cultiva en casi todos los países del mundo. Es una
de las hortalizas típicas de ensalada y ha sido considerada como planta de
propiedades tranquilizantes. Su alto contenido en vitaminas la hace una planta
muy apreciada en la dieta moderna. De acuerdo con los análisis realizados, la
lechuga contiene los siguientes elementos: 94.3% de agua; 1.2.% de proteína;
0.2% de grasas; 2.9% de carbohidratos; 0.7% de fibras y 0.7% de cenizas;
42
además son ricas en vitamina A, C y D. En México la lechuga se puede cultivar
durante todo el año bajo riego; se reporta una superficie sembrada de 4 000
ha., con rendimientos que pueden variar desde 7 a 23 ton/ha. Los principales
estados productores son Guanajuato, Sonora, Puebla, Baja California, Jalisco y
San Luis Potosí (INIFAP, 2001).
2.6.1. Características botánicas
La lechuga, es una planta herbácea anual, pertenece a la familia Asteraceae
(Compositae), del género Lactuca y de la especie sativa. Está planta cuando es
joven, contiene en su tejidos un jugo lechoso llamado látex, cuya cantidad
disminuye con la edad. Las principales raíces de absorción son relativamente
pequeñas y poco extendidas (5 a 30 cm) las hojas pueden ser de forma
redondeada, lanceolada o casi estipuladas; son lisas, sin pecíolo (sésisiles); la
consistencia de las mismas puede ser correosa o blanda. El borde de los limbos
foliares puede ser liso, ondulado o aserrado. Su color va del verde amarillo hasta el
morado claro, dependiendo del tipo y del cultivar. El tallo es pequeño y no se
ramifica, sin embargo, cuando existen condiciones de altas temperaturas (mayor de
26 °C) y días largos (mayor de 12 h), el tallo se alarga hasta 1.20 m de longitud,
ramificándose del extremo y presentándose en cada punta de las ramillas
terminales, una inflorescencia. Son plantas autogamas, cuyas semillas son
aquenios típicos (Azcon y Barea, 1997).
2.6.2. Requerimientos de clima y suelo
Las semillas germinan a temperaturas de 20 a 25 °C, en el suelo, rebasando los 25°C,
aunque se reporta que la óptima es de 20 a 30 °C . Estas plantas exigen mucha luz,
se ha comprobado que la escasez de ésta provoca que las hojas sean delgadas y que
en múltiples ocasiones las cabezas se suelten. La lechuga se caracteriza por
adaptarse a una amplia variedad de suelos, aunque prefiere los suelos francos-
43
arenosos y fértiles con alto contenido de materia orgánica y buen drenaje, este
cultivo no resiste la acidez y es muy sensible a la salinidad, principalmente en
estadios jóvenes (Marschner y Dell, 1994).
2.6.3. Los HMA y la asociación con la familia Asteraceae (Compositae)
Después de reconocer que la micorriza arbuscular mejora el desarrollo y
nutrición de las plantas, el siguiente paso es establecer la posibilidad de su
explotación en especies hortícolas. La investigación sobre el uso de la micorriza
arbuscular esta siendo enfocada hacia el desarrollo y definición de tecnologías
necesarias para la producción de planta de calidad en diferentes sistemas y
especialmente en aquellos de valor hortícola (Ruiz et al., 1996).
Sin embargo este tipo de actividad fúngica representa un costo para la planta, la cual
tiene que compensar mediante la aportación de fuentes energéticas carbonatadas
para que se facilite la actividad metabólica del hongo. Se ha hecho la estimación de
que aproximadamente entre 10 y 30% de los fotosintatos producidos se requieren para
la formación, mantenimiento y funcionalidad de las estructuras micorrízicas,
generándose así un sistema de beneficio mutuo (Marschner y Dell, 1994).
El establecimiento de la micorriza arbuscular bajo condiciones "especiales"
(fertilizantes de lenta liberación, utilización de fungicidas a base de metalaxyl o
aluminio etil fosfanato para el control de hongos patógenos, que no interfieren
con el desarrollo de la micorriza, etc.) permite que por lo menos tres métodos de
inoculación se hallan introducido exitosamente en los semilleros de los cultivos
hortícolas, preinfección de plantas en semillero, en el proceso de transplantes a
contenedores y en mezcla de medio del cultivo con el inóculo (Sieverding,
1991a).
Específicamente para la producción de plantas de calidad de lechuga se ha
establecido que los hongos micorrízicos arbusculares tienen la capacidad de
44
conferir mayor vigor a las plantas con las que se establece simbiosis micorrízica
(Ruiz et al., 1996), misma que se ha manifestado en cada uno de los
componentes de desarrollo de la planta, influyendo de este modo en el peso
fresco de follaje (Gianinazzi-Pearson, 1991).
La inoculación en semilleros de plantas de lechuga puede originar plantas
desarrolladas vigorosamente a pesar de que no se cuente con un sustrato o
contenedores tal que asegure el óptimo desarrollo de la micorriza arbuscular, de
esta manera el argumento mas fuerte para. usar micorriza arbuscular en las
especies la lechuga, es la producción de plantas vigorosas mejorando su
establecimiento y respuesta al desarrollo en el sitio definitivo (Ruiz-Lozano et al.,
1996).
45
III. MATERIAL Y MÉTODOS
Caracterización y selección de los suelos salinos
3.1. Localización de los sitios de muestreo
El estado de San Luis Potosí, está localizado entre los 98° 20' y 101° 18' de Latitud
Norte y los 21° 10' y los 24° 29' de Longitud al Oeste, a una altitud de 1750 msnm.
Se divide en tres zonas, altiplano, media y huasteca basadas en sus
características climatológicas. Para la ubicación de las áreas salinas, se
revisaron estudios realizados por la Subdirección de Agrología (SARH), entre los
años 1988 y 1994, ubicándose los problemas de salinización de lo suelos en los
municipios de Moctezuma, Villa de Arista, Bocas, Mexquitic, Matehuala, Salinas y
Rioverde del estado de San Luis Potosí (Fig. 4), los cuales se localizan dentro de
la zona media y altiplano, las que registran precipitaciones medias anuales de 270 a
450 mm.
Figura 4. Mapa del estado de San Luis Potosí, con la ubicación de los municipios, con
problemas de salinización en las áreas agrícolas.
46
3.2. Muestreo de suelos
Se recorrieron 7 municipios del estado de San Luis Potosí, en donde se
reportaron suelos afectados por salinidad. Una vez localizadas las áreas se
realizó un recorrido en campo para determinar la homogeneidad y/o
heterogeneidad del suelo, identificándose manchas de sales en el suelo, en
forma de costras de color blanco o amarillentas, así como escaso desarrollo de
los cultivos establecidos. Primeramente se realizaron 3 muestreos de suelo de
cada parcela agrícola que presentaron las características a simple vista de un
suelo salino ya descritas, a una profundidad de 0 a 20/30 cm, para el análisis físico
y químico del suelo, obteniéndose un total de 15 muestras de suelo compuestas
(Cuadro 6). Por otra parte se tomaron 3 muestras de suelo rizosférico de los
cultivos de las parcelas agrícolas, es decir se cortó el tallo y se desprendió de la
raíz, la cual fue recolectada, para el análisis microbiológico y asegurar la mayor
cantidad de esporas presentes, posteriormente en el laboratorio de
microbiología del Colegio de Postgraduados, se separaron las raíces, con el
mayor contenido de suelo adherido a la raíz y se guardó en refrigeración para su
posterior utilización.
47
Cuadro 6. Localización de los diferentes sitios agrícolas donde se tomaron las muestras de
suelos , julio del 2000
Zona Municipio Ejido Cultivo Número de
muestras
compuestas
Altiplano Moctezuma La Matanza Chile ancho 4
Altiplano Villa de Arista González Jitomate 1
Altiplano Bocas La Herradura Avena 1
Media Mexquitic Palmar Repollo 1
Altiplano Matehuala Norias del Refugio Maíz y Girasol 3
Altiplano Salinas Diego Martín Fríjol 1
Media Río Verde El Sabinito Maíz 1
Media Río Verde La Muralla Maíz 2
Media Río Verde San Francisco Fríjol 1
3.3. Análisis físicos y químicos de suelos
A las 15 muestras de suelo, previamente obtenidas en campo, se les
determinó la conductividad eléctrica, sodio intercambiable capacidad de
intercambio cationico y se calculó el porcentaje de sodio intercambiable mediante la
metodología descrita a continuación.
Conductividad eléctrica (1:5). Se realizó por medio del método de puente de
conductividad en el extracto de saturación (Chavira y Castellanos, 1987).
Sodio intercambiable, se realizó por método de acetato de amonio y se leyó
en el espectrofotómetro de flama, Modelo AK-140 (Normandin et al.,1998).
Capacidad de intercambio cationico, se determinó por el método de acetato de
amonio, (Normandin et al., 1998).
48
Porcentaje de sodio intercambiable (calculado). El porcentaje de sodio
intercambiable se obtiene a partir de la división del sodio intercambiable entre la
capacidad de intercambio cationico y se expresa en porcentaje (Normandin et al.,
1998).
Por otra parte con base en los resultados de las determinaciones físicas y
químicas ya mencionadas, se seleccionaron 5 sitios agrícolas en base a los
valores reportados de la conductividad eléctrica (igual o mayor de 8 dSm 1) a los
que se les realizó, además de las determinaciones ya mencionadas, textura del
suelo, pH, materia orgánica, porcentaje de carbonato de calcio total y fósforo
aprovechable, de acuerdo a la metodología que a continuación se describe y
caracteriza los sitios agrícolas representativos de suelos salinos.
Textura del suelo, se utilizó el método del Hidrómetro de Bouyucos, para
determinar el porcentaje de arena, limo y arcilla (Aguilar-Santelisis, 1988), pH en
agua (1:2), se midió a través del electrodo de referencia, utilizando un potenciómetro
Modelo EP.3456 (Uvalle, 1987).
Materia orgánica, se obtuvo por el método de Walkley y Black,, con base al
tipo de suelo muestreados (Aguilar-Santelisis, 1988).
Porcentaje de Carbonato de calcio total por el método de Neutralización ácida
agregándose a una muestra de suelo ácido clorhídrico y se titula con hidróxido
de sodio (Aguilar-Santelisis, 1988).
Fósforo aprovechable, se obtuvo por el método de Olsen recomendado para
suelos calcáreos, realizándose la lectura en el espectrofotómetro de flama
Modelo AK-140 (Etchevers et al., 1986).
49
3.4. Cuantificación de esporas de HMA
Las 5 muestras de los sitios seleccionados se llevaron al laboratorio de Ecología
microbiana de la E.N.C.B. del I.P.N. donde se extrajeron las esporas utilizando
el método de tamizado húmedo y decantación establecido por Gerdemann y
Nicolson (1963) y se procedió a realizar el conteo de esporas en 100 gramos de
suelo.
3.5. Colonización micorrízica en los cultivos agrícolas
Para el porcentaje de colonización micorrízica, se utilizaron las raíces de los
cultivos establecidos en las parcelas agrícolas de los 5 sitios, utilizando las
raicillas más finas para realizarles el clareo y tinción de raíces por el método
de Phyllips y Hayman (1970) y el porcentaje de colonización micorrízica por la
técnica de Mc. Gonigle et al., (1990).
3.6. Propagación de esporas de las muestras representativas de suelos salinos
Para la propagación de esporas, se utilizó una parte de las muestras de suelos de
cada una de los 5 sitios representativos de los suelos salinos y se extrajeron las
esporas, utilizando el método de tamizado en húmedo y decantación de
Gerdermann y Nicolson (1963), las esporas se separaron del suelo bajo el
estereomicroscopio y se colocaron en una caja Petri, la cual tenia una base de papel
filtro húmedo, donde se depositaron el mayor número de esporas posible
(aproximadamente de 100 a 150), realizándose esta metodología para cada
muestra de suelo de los cinco sitios seleccionados.
Posteriormente las esporas retenidas en papel filtro se propagaron en macetas de 1 L
de capacidad, conteniendo arena de río, lavada y esterilizada en autoclave durante 3
horas a 18 libras de presión. Se utilizó sorgo como cultivo trampa (Fig. 5), a las
50
semillas se les dio un tratamiento de pregerminación en una caja petri, a la cual se
le puso de base papel filtro y enseguida las semillas de sorgo, después se
cubrieron con agua destilada y se dejaron durante 12 horas en reposo, después de
ese lapso se eliminó el agua destilada y se volvieron a dejar durante 24 horas en la
caja petri con el papel filtro húmedo, con la finalidad de que estuvieran en
condiciones de humedad relativa y asegurar la germinación de la semilla. Una vez
que germinaron las semillas, las plántulas se transplantaron, envuelta la raíz en el
papel filtro con las esporas, para asegurar el contacto directo de las raíz con
las esporas de los HMA. Posteriormente se aplicó el riego a base de solución
nutritiva (Hoagland) cada 10 días. El cultivo trampa se mantuvo por un periodo de
cuatro meses. Después de este tiempo se extrajeron las esporas por el método
anteriormente mencionado, y se trabajó con esporas sanas para la identificación
taxonómica.
3.7. Identificación de HMA de los sitos representativos de los suelos salinos
Para la identificación de los HMA de los suelos salinos, las esporas se separaron en
grupos, de acuerdo con su color y tamaño, preparándose laminillas con las esporas
extraídas, utilizando alcohol polivinílico y ácido láctico glicerol (PVLG) y PVLG
con reactivo Melzer, como líquidos de montaje, aplicándose una ligera presión
sobre cada uno de los cubreobjetos para romper levemente las esporas y
posteriormente poder observar la estructura de la pared.
3.8. Identificación de las especies aisladas propagadas de los sitios
representativos de los suelos salinos.
Para la identificación especies, las esporas se separaron en grupos de acuerdo
con su color y tamaño, preparándose laminillas con 20 a 25 esporas utilizando
alcohol polivínilico y ácido láctico gricerol (PVLG) y PVLG con reactivo Melzer,
como líquidos de montaje, aplicándose una ligera presión sobre cada uno de los
51
cubreobjetos para romper levemente las esporas y posteriormente poder
observar la estructura de la pared laminilla, se secó a temperatura ambiente
durante 72 horas, después de este tiempo, se procedió a medir las esporas con
ayuda de un ocular micrométrico. El color de las esporas se obtuvo con ayuda de
la carta de color del INVAM (1992). Para la identificación de las especies se
utilizó el manual de Schenck y Pérez (1990) así como la pagina Web del
INVAM y las descripciones originales de las especies publicadas en literatura
especializada. Los ejemplares de referencia, fueron depositados en el herbario
de la ENCB del Instituto Politécnico Nacional.
3.9. Descripción del sitio experimental
El ensayo experimental de lechuga se llevó a cabo en los invernaderos del
área de microbiología, localizado en el predio de "Montecillos", localizado en
terrenos del ex-Lago de Texcoco, situado en la cuenca del Valle de México. Sus
coordenadas geográficas son Latitud Norte 19° 22' y la Longitud Oeste 98° 54',
con una altitud media de 2,200 msnm.
Se estableció en invernadero en febrero del 2001 y se terminó a mediados de
julio del mismo año. Las condiciones de invernadero que se presentaron fueron
las siguientes: 20.0 °C como temperatura promedio, con una temperatura
máxima de 23.1 °C y una temperatura mínima de16.5 °C mínima, la humedad
relativa fue de 52.9%.
3.10. Material vegetativo e inóculo
Se emplearon semillas de lechuga, variedad tipo "orejona" Parris Island Coos.
Para la inoculación se utilizaron 20 g de inóculo de los HMA aislados propagados
de las muestras de suelo, de los sitios seleccionados como representativos de los
suelos salinos, "La matanza" (sitio1), Mexquitic de Carmona; "González" (sitio 5),
52
Villa de Arista; "Norias del Refugio" (sitio 8 y 10), Matehuala y "El sabinito" (sitio 12)
Río Verde.
3.11. Diseño experimental y análisis estadístico
El diseño experimental se realizó completamente al azar con tres repeticiones
para cada HMA aislado y propagado de "La Matanza" (sitio 1), "González" (sitio 5),
"Norias del Refugio" (sitio 8 y 10) y "El Sabinito" (sitio 12), utilizados como
inóculos más el "testigo" (sin inoculación) como control del experimento. A los
datos obtenidos se les realizo el análisis de varianza para un solo factor con un nivel
de significancia del 95 % y la comparación de medias mediante la prueba de Tukey,
con un nivel de significancia de 0.05.
3.12. Inoculación micorrízica
Como sustrato se utilizó arena de río lavada y esterilizada con vapor de agua durante
tres horas en autoclave a 18 libras de presión. Las macetas se lavaron con agua y
jabón, secándose cuidadosamente para posteriormente llenar la maceta con tres
cuartas partes de arena, para enseguida depositar el inoculante, obtenido de la
propagación de esporas de los sitios ya mencionados anteriormente,
aproximadamente una cama de 20 g de inóculo y sembrar en forma directa,
depositando de 5 a 10 semillas de lechuga y cubrirlas muy ligeramente con arena
para asegurar su germinación, de manera que al emerger las primeras raicillas
de inmediato estuvieron en contacto con el inóculo. Después de la siembra cada una
de las macetas se cubrió con papel aluminio para favorecer la germinación. Una vez
que ocurrió la germinación se retiró el papel y se cubrió la superficie con tezontle
estéril para evitar contaminación.
53
3.13. Variables de estudio
Para el clareo y tinción de raíces se seleccionaron las raicillas mas finas y se
utilizó el método de Phillips y Hayman (1970), las cuales una vez que se
tiñeron se tomaron de 25 a 30 segmentos de aproximadamente 2 cm cada uno
y se colocaron en el portaobjetos y se aplicó lactoglicerol y sobreponiendo un
cubreobjetos, se observaron en el microscopio compuesto a 100x, para
determinar el porcentaje de colonización micorrízica por el método de Mc. Gonigle
et al., (1990).
El porcentaje de colonización micorrízica se realizó de acuerdo a la siguiente
fórmula.
% colonización = número de segmentos colonizados X 100
número total de segmentos observados
A los 66 días después de la siembra, se realizaron muestreos destructivos y se
midieron las variables siguientes:
El Volumen Radical se midió por la técnica de desplazado (VR cm3).
El Área Foliar (AF, cm2) se midió mediante un integrador marca LI-COR modelo
LI-3000 A.
El Peso Seco del Follaje se determinó por el método de la estufa, es decir la parte
área se puso a secar en la estufa a 70°C hasta peso constante, posteriormente
se pesó, para obtener el peso seco del follaje (PSF,g).
54
Figura 5. Cultivo de sorgo como cultivo trampa
55
IV. RESULTADOS
4.1. Caracterización de los sitios agrícolas representativos de suelos salinos
Con base en los resultados del laboratorio de suelos y de acuerdo a las variables de
salinidad y/o sodicidad (Cuadro 7), establecidos por el Servicio de Conservación
de Suelos del departamento de Agricultura de los Estados Unidos (Richards, 1954),
de las 15 muestras de suelos de los sitios agrícolas, recolectadas en campo, se
seleccionaron los sitios agrícolas de los ejidos "La Matanza" (sitio 1) municipio de
Moctezuma, "González" (sitio 5) municipio de Villa de Arista "Norias del Refugio"
(sitios 8 y 10) municipio de Matehuala y "El Sabinito" (sitio 12) municipio de Rió
Verde, con base al valor reportado de la conductividad eléctrica igual o mayor a 8
dSm-1 , por lo que se los sitios mencionados se clasificaron como suelos
fuertemente salinos (Cuadro 8).
Asimismo se clasificó el clima de los sitios agrícolas representativos de los suelos,
con base a información recabada en la Comisión Nacional del Agua (CNA),
elaborándose una caracterización del clima de los sitios agrícolas ya mencionados
(Cuadro 9). El clima es un factor que influye en la salinización de los suelos.
De la misma forma la clasificación de la vegetación, de los sitios agrícolas
representativos de los suelos salinos ya mencionados (Cuadro 10) con base al
Mapa de Vegetación de la República Mexicana elaborado por Rzedowsky (1978) y
con las observaciones directas de campo. La vegetación es indicador natural de las
condiciones del suelo.
56
Cuadro 7. Variables para la clasificación de suelos (6 clases) con fines de riego
establecidas por el Departamento de Agricultura de los Estados Unidos
(Richards, 1954).
Factores 1 2 3 4 6
Textura friable permeable
poco pesada
coloidal
gruesa a muy
gruesa
Profundidad > 120 60 - 120 30-60 10 - 30 <10
Permeabilidad Buena moderada lenta o rápida muy lenta ó
muy rápida
Impermeable
Pedregosidad en el
perfil (cm)
<10 110 - 20 20 - 40 40-60 >60
Rocosidad (%) <5 5-10 10 -30 30 -70 >70
Drenaje superficial Buen a
eficiente
deficiente muy deficiente
o rápido
nulo excesivo -----
Profundidad (cm)
del manto freático
>200 150 -200 100 -150 25- 100 <25
Profundidad (cm)
del estrato
impermeable
>200 150 -200 100 - 150 25 -100 <25
Salinidad (dSm-1) <4 4 -8 8-16 16 -25 >25
Sodicidad (%) <15 15 -20 20-30 30-40 >40
Pendiente (%) 0.5-3 3 -6 6-12 12 -20 >20
Relieve (%) <2 2 -8 8-16 16 -30 >30
Erosión
Inundación
suave
libre
ligera
ocasional
moderada
temporal anual
fuerte
durante parte
del año
muy fuerte
permanente
Nota: No se presentan las variables de la 5a clase debido a que el factor de clasificación es
inundación.
57
Cuadro 8. Salinidad y sodicidad de los sitios agrícolas muestreados en las diferentes
localidades y municipios del estado de San Luis Potosí, julio del 2000.
SITIO LOCALIDAD EJIDO CULTIVO C.E (dS m-1 ) P.S.I. (%)
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
Moctezuma
Moctezuma
Moctezuma
Moctezuma
Villa de Arista
Bocas
Mexquitic
Matehuala
Matehuala
Matehuala
Salinas
Río Verde
Río Verde
Río Verde
Río Verde
La Matanza
La Matanza
La Matanza
La Matanza
González
La Herradura
El Palmar
Norias del Refugio
Norias del Refugio
Norias del Refugio
Diego Martín
El Sabinito
La Muralla
La Muralla
San Francisco
Chile
Alfalfa
Chile
Maíz
Jitomate
Avena
Repollo
Maíz
Alfalfa
Girasol
Maíz
Maíz
Maíz
Alfalfa
Avena
10.00 *
1.00
2.50
2.20
8.00 *
2.00
2.10
8.50 *
3.00
8.70 *
4.20
10.80 *
4.00
2.80
4.80
4.47
2.57
2.56
2.60
5.29
3.11
2.99
6.08
2.18
6.14
4.40
7.51
2.15
2.22
5.47
* Sitios seleccionados por alta concentración salina
58
Cuadro 9. Clasificación del clima de los sitios agrícolas representativos de los suelos salinos, con
base en la información de la Comisión Nacional del Agua, enero del 2001.
Sitios Localidad Clima Precipitación
media (mm)
Evaporación total anual
(mm)
1 La Matanza
(zona altiplano)
D B’2a’ ; (seco con pequeña o
nula demasía de agua,
templado frío, con baja
concentración de calor en el
verano)
349.9 2,004.00
5 González
(zona altiplano)
D B’2a’ (seco con pequeña o
nula demasía de agua,
templado frío, con baja
concentración de calor en el
verano)
346.08 2,004.00
8 Norias del
Refugio
(zona altiplano)
D d B’3 a’; (seco con pequeña
o nula demasía de agua,
templado cálido, con baja
concentración de calor en el
verano)
299.3 2,343.3
10 Norias del
Refugio
(zona altiplano)
D d B’3 a’; (seco con pequeña
o nula demasía de agua,
templado cálido, con baja
concentración de calor en el
verano)
299.3 2,343.3
12 El Sabinito
(zona media)
D d B’4 a’ (seco con pequeña o
nula demasía de agua,
semicálido, con una
concentración térmica más
baja para ese clima)
402.71 1,089.08
59
Cuadro 10. Clasificación de la vegetación primaria, de los sitios agrícolas representativos de los
suelos agrícolas (Rzedowsky, 1978)
Sitios Localidad Clasificación vegetativa Especies comunes
1 La Matanza
(zona altiplano)
Matorral desértico micrófilo
con intrusiones de
crasicaule (Mdm)
Gobernadora, Mexquite, Huizache,
Hojasen, Palma samandoca,
Maguey, Nopal y Clavellina
5 González
(zona altiplano)
Matorral desértico micrófilo
con intrusiones de
crasicaule (Mdm)
Gobernadora, Mexquite, Huizache,
Hojasen, Palma China, Palma
samandoca, Maguey, Nopal y
Clavellina
8 Norias del Refugio
(zona altiplano)
Matorral desértico micrófilo
con intrusiones de
crasicaule (Mdm)
Gobernadora, Mexquite, Huizache,
Hojasen, Palma China, Palma
samandoca, Maguey, Nopal y
Clavellina
10 Norias del Refugio
(zona altiplano)
Matorral desértico micrófilo
con intrusiones de
crasicaule (Mdm)
Gobernadora, Mexquite, Huizache,
Hojasen, Palma China, Palma
samandoca, Maguey, Nopal y
Clavellina
12 El Sabinito
(zona media)
Mexquital asociado con
matorral submontano
(árboles bajos de 3 m de
altura, asociado con
matorral, mesquite,
huizaches, Hojasen y
matorral espinoso (Mz y
Ms)
Pirul, Gobernadora, Mexquite,
Huizache, Hojasen, Nopal,
Clavellina, Coyonoxtle, Tasajillo y
Granjeno.
60
Descripción general de los sitios agrícolas representativos de los suelos salinos
"La Matanza" (sitio 1) municipio de Moctezuma
Los suelos del área agrícola son de origen sedimentario, con ligera influencia
ígnea, son moderadamente profundos, derivados de la desintegración de rocas
calizas, calcilutitas y algo de areniscas. Por su grado de desarrollo se consideran
jóvenes, ya que sus horizontes son poco diferenciados. En general la topografía
es plana con un pequeño microrelieve. El color del suelo es café claro a
grisáceo opaco en la superficie, textura franca arcillosa, permeabilidad
moderada a lenta, con un estrato calichozo entre los 120/140 cm de profundidad
(Fig. 6). De acuerdo con la Leyenda del mapa de suelos del Mundo
FAO/UNESCO, los suelos se clasifican como Xerosoles cálcicos, es decir
"son suelos con contenido de moderado de materia orgánica, los cuales con
una fertilización y aplicación de mejoradores son capaces de producir buenas
cosechas.
El sistema de explotación agrícola es de bajo a medio, ya que trabajan la
tierra en forma individual, utilizan la tracción animal para las labores de campo y
pocas veces rentan el tractor para la preparación de la siembra. Por otra parte
aplican fertilizantes y controlan las plagas con insecticidas. El rendimiento de sus
cosechas se considera de bajo a medio con rendimientos de 17.0. a 20 ton/ha., en
chile seco(según datos del productor).
De acuerdo con el sistema de clasificación interpretativa de tierras para fines
de riego que establece la USDA (Richards, 1954), los suelos se clasifican
como de cuarta clase con una tendencia a sexta clase por concentración
salina, es decir son suelos que tienen severas limitaciones para fines de
riego, generalmente son adecuados para unos cuantos cultivos adaptados
climatológicamente y que solo pueden producir con buenos rendimientos bajo un
nivel muy alto de manejo.
61
Interpretación de análisis físicos y químicos
De acuerdo con los análisis físicos y químicos realizados a la muestra de suelo
se interpreta que la textura son de los suelos se consideran como ligeros es decir
fácil de trabajar en campo; por lo que se refiere al pH del suelo son fuertemente
alcalino, originando inhibición en la absorción de algunos nutrimentos; por su
contenido de materia orgánica se clasifica como "medianamente rico", lo que
hace que se considere un suelo fértil; el contenido de carbonato es mediano, es
decir no afecta la disponibilidad de la materia orgánica; los niveles del fósforo
aprovechable son de bajo a medio para la absorción de la planta; la conductividad
eléctrica los clasifica como altamente salinos, es decir solo los cultivos tolerantes
rinden satisfactoriamente, y de acuerdo con los valores del porcentaje de sodio
intercambiable no tiene problemas (Cuadro 11).
"González" (sitio 5) municipio de Villa de Arista
Los suelos del área agrícola son de origen sedimentario, con ligera influencia
ígnea, son moderadamente profundos, derivados de la desintegración de rocas
calizas, calcilutitas y algo de areniscas. Por su grado de desarrollo se consideran
jóvenes, ya que sus horizontes son poco diferenciados. En general la topografía
es plana con un pequeño microrelieve. El color del suelo es café claro a
grisáceo opaco en la superficie, textura franca arcillosa, permeabilidad
moderada a lenta, con un estrato calichozo entre los 120/140 cm de profundidad
(Fig. 6). De acuerdo con la Leyenda del mapa de suelos del Mundo
FAO/UNESCO, los suelos se clasifican como Xerosoles cálcicos, es decir "son
suelos con contenido de moderado de materia orgánica, los cuales con una
fertilización y aplicación de mejoradores son capaces de producir buenas
cosechas.
El sistema de explotación agrícola es bajo, ya que se trabajan en forma
individual, utilizan la tracción animal para las labores culturales y algunas veces
rentan el tractor para la preparación de la siembra. Por otra parte aplican
fertilizantes y controlan las plagas con insecticidas. El rendimiento de sus
62
cosechas se considera de bajo a medio con rendimientos de 20 22 ton/ha., de
jitomate (según datos del productor).
De acuerdo con el sistema de clasificación interpretativa de tierras para fines de riego
que establece la USDA (Richards, 1954), los suelos se clasifican como de
cuarta clase por concentración salina, es decir son suelos que tienen severas
limitaciones para fines de riego, generalmente son adecuados para unos cuantos
cultivos adaptados climatológicamente y que solo pueden producir con buenos
rendimientos bajo un nivel muy alto de manejo.
Interpretación de los análisis físicos y químicos
De acuerdo con los análisis físico y químico realizado a la muestra de suelo, se
interpreta que por sus texturas son suelos ligeros, el pH del suelo es fuertemente
alcalino, lo cual puede inhibir la absorción de algunos nutrimentos por su contenido
de materia orgánica se clasifica como medianamente rico, lo que hace que se
considere un suelo fértil; el contenido de carbonato es mediano, es decir no afecta
la disponibilidad de la materia orgánica; los niveles del fósforo aprovechable se
consideran como moderados para la absorción de la planta; la conductividad
eléctrica los clasifica como altamente salinos, es decir solo los cultivos tolerantes
rinden satisfactoriamente, y de acuerdo con los valores del porcentaje de sodio
intercambiable no tiene problemas (Cuadro 11).
"Norias del refugio" (sitio 8 y 10) municipio de Matehuala
Los suelos del área agrícola son de origen sedimentario, son suelos poco
profundo a moderadamente profundos (60/110cm); derivados de la desintegración de
rocas calizas y calcilutitas. Por su grado de desarrollo se consideran jóvenes, ya
que sus horizontes son poco diferenciados. En general la topografía es plana con un
pequeño microrelieve. El color del suelo es café claro a grisáceo opaco en la
superficie, de textura media, permeabilidad moderada a lenta (Fig. 6). De
acuerdo con la Leyenda del mapa de suelos del Mundo FAO/UNESCO, los
suelos se clasifican como Xerosoles cálcicos-gypsicos, es decir "son suelos con
63
moderado contenido de materia orgánica, los cuales con una fertilización y
aplicación de mejoradores son capaces de producir buenas cosechas".
De acuerdo con el sistema de clasificación interpretativa de tierras para fines de
riego que establece la USDA, estos suelos se clasifican como de cuarta clase por
la concentración salina, es decir son suelos que tienen severas limitaciones
para fines de riego, generalmente son adecuados para unos cuantos cultivos
adaptados climatológicamente y que solo pueden producir con buenos
rendimientos bajo un nivel muy alto de manejo.
El sistema de explotación agrícola es individual, utilizan la fuerza de tracción
animal para la preparación de sus tierras, ya que por las características de la
zona no cuentan con maquinaria agrícola la mayoría de los ejidos. No aplican
fertilizantes ni controlan las plagas y sin embargo obtienen buenos rendimientos
en sus cosechas, de 1.5. a 2.0 ton/ha de maíz (datos del productor).
Interpretación de análisis físicos y químicos
De acuerdo con los análisis a la muestra de suelo que se realizo, se interpreta
que por las textura son suelos ligeros es decir fácil de trabajar en campo; por lo
que se refiere al pH del suelo se clasifica como fuertemente alcalino, originado
inhibición en la absorción de algunos nutrientes; por su contenido de materia
orgánica se clasifica como medianamente rico, lo que hace que se considere un
suelo fértil; el contenido de carbonato es mediano, lo cual no afecta a la materia
orgánica; los niveles del fósforo aprovechable son medianos a altos, es decir
adecuados para el desarrollo de los cultivos; por la Conductividad Eléctrica se
clasifican como altamente salinos, es decir solo los cultivos tolerantes rinden
satisfactoriamente, y de acuerdo con los valores del Porcentaje de Sodio
Intercambiable no tiene problemas (Cuadro 11).
"El sabinito"(sitio No.12) municipio de Río Verde
Los suelos del área agrícola son de origen sedimentario, moderadamente
profundos 130/150 cm a profundos, derivados de la desintegración de rocas
64
calizas. Por su grado de desarrollo los suelos se consideran jóvenes, ya que sus
horizontes están poco diferenciados. En general la topografía es plana con un
pequeño microrelieve. El color del suelo es gris crema claro a café crema; son
suelos de texturas arcillosas, de textura media, permeabilidad moderada a
lenta, con un estrato calichozo fuertemente cementado a los 120/180 cm de
profundidad (Fig. 6). De acuerdo con la Leyenda del mapa de suelos del Mundo
FAO/UNESCO, los suelos se clasifican como Xerosoles con asociación de
Vertisoles es decir "son suelos con contenido de moderado de materia
orgánica, cuando se secan son suelos duros para la labranza, generalmente
rinden buenas cosechas.
De acuerdo con el sistema de clasificación interpretativa de tierras para fines de riego
que establece la USDA, estos suelos se clasifican como de cuarta clase con
tendencia a sexta clase por la concentración salina, es decir son suelos que tienen
severas limitaciones para fines de riego, generalmente son adecuados para unos
cuantos cultivos adaptados climatológicamente y que solo pueden producir con
buenos rendimientos bajo un nivel muy alto de manejo.
El sistema de explotación agrícola es colectiva, utilizan tractores para la preparación
de sus tierras, aplican fertilizantes y controlan las plagas de sus cultivos. Los
rendimientos de sus cosechas alcanzan las 2.5 a 3.0 ton/ha, a pesar de la
presencia de las sales en los suelos (según datos del productor).
Interpretación de los análisis fisicos y químicos
De acuerdo con el análisis que se realizo al suelo, se interpreta que por sus texturas
son suelos ligeros es decir fácil de trabajar en campo; por lo que se refiere al pH del
suelo es fuertemente alcalino, originado inhibición en la absorción de algunos
nutrimentos; por su contenido de materia orgánica se clasifica como rico, lo que
hace que se considere un suelo fértil; el contenido de carbonato es
medianamente alto, pudiendo inhibir la acción de la materia orgánica; los niveles
del fósforo aprovechable son altos es decir adecuados para el desarrollo del cultivo;
por la Conductividad Eléctrica se clasifican como altamente salinos, solo cultivos
65
tolerantes rinden satisfactoriamente, y de acuerdo con los valores del Porcentaje de
Sodio Intercambiable no tiene problemas (Cuadro 11).
Cuadro 11. Caracterización de los sitios agrícolas representativos de los suelos salinos
en el Estado de San Luis Potosí, enero del 2001.
Determinaciones Sitio 1 Sitio 5 Sitio 8 Sitio 10 Sitio 12
Profundidad (cm) 0-30/40 0-30/40 0-30/40 0-30/40 0-30/40
Arena (%) 42.0 46.0 38.0 30.0 42.0
Arcilla (%) 28.0 24.0 26.0 36.0 38.0
Limo (%) 30.0 30.0 36.0 20.0 20.0
Clasificación de Textura Franco Franc Franco Franco Franca
pH en H2O (1:2)
arcillosa
8.0
arcillosa
8.0
arcillosa
8.3
arcillosa
8.3
8.5
Materia orgánica (%) 2.8 2.6 2.0 2.1 4.8
Carbonato de calcio (%) 10.0 6.0 14.0 12.0 17.0
Sodio intercambiable 1.2518 1.6952 1.8256 1.7734 2.5558
(meq/ 100g)
C.I.C(meq/100g)
28.0
32.0
30.0
28.0
34.0
P.S.I. (%) 4.47 4.45 6.07 6.15 7.51
C.E (dS m-1) 10.00 8.0 8.50 8.70 10.80
Fósforo aprovechable (ppm) 14.0 17.0 11.0 12.0 17.0
66
Figura 6. Sitios agrícolas representativos de los suelos salinos en el estado de San Luis
Potosí.
67
4.2. Identificación de los HMA nativos de los sitios agrícolas representativos de los
suelos salinos
Las muestras de suelos agrícolas de los sitios 1, 5, 8, 10 y 12, representativos de los
suelos salinos, se llevaron al laboratorio para identificar los HMA nativos de
suelos salinos y determinar el porcentaje de colonización micorrízica y cuantificar el
número de esporas en 100 g de suelo seco. En las muestras de suelos de los sitios
representativos de los suelos salinos, se cuantificaron más de 100 esporas en 100 g
de suelo seco y la colonización micorrízica varió de 10.5 a 27.10% (Cuadro
12). Asimismo se graficó el número de esporas y la colonización micorrízica de
los HMA nativos en los diferentes sitios agrícolas, representativos de los suelos
salinos, para observar el comportamiento de los HMA de diferentes sitios
agrícolas bajo condiciones salinas (Fig. 7 y 8).
Las esporas nativas de suelos salinos identificadas corresponden a tres dieron:
Acaulospora sp., la cual se forma a partir de un sáculo esporífero (espora
madura) sin hifa de sostén, Gigaspora sp., la cual se observa con una hifa sustentora
bulbosa y la pared de la espora al romperse no se separa en varias capas y Glomus
sp., esta espora se presenta solitaria o en grupos, formada sobre una hifa de sostén
recta, curva ó en forma de embudo. (Figura 9), observándose poca diversidad de los
HMA nativos (Fig. 10).
Cuadro 12. Cuantificación de esporas y colonización micorrízica en los sitios agrícolas
representativos de los suelos salinos.
Sitio Localidad Cultivos Núm. esporas (100 g) Colonización (%)
1 La Matanza Chile ancho 210 26.6.
5 González Jitomate 460 10.6
8 Norias del Refugio Maíz 160 15.5
10 Norias del Refugio Girasol 400 27.1
12 El Sabinito Maíz 280 12.2
68
Figura 7. Cuantificación de las esporas nativas de los HMA de los diferentes sitios agrícolas
representativos de los suelos salinos.
Figura 8. Colonización micorrízica de los HMA nativos de los diferentes sitios agrícolas
representativos de los suelos salinos.
69
Fig. 9. Esporas de los HMA nativos colectadas de en las muestras de los suelos salinos.
70
Figura 10. Diversidad de las esporas presentes en los muestras de los suelos salinos.
Esporas del sitio 8 y 10 Norias del Refugio (4x) Esporas del sitio 12. El Sabinito (4x)
71
4.3. Descripción de las especies de los HMA aislados y propagados de suelos
salinos
Por otra parte después de cuatro meses de mantener en cultivo trampa, a los HMA
aislados de los sitios agrícolas 1,5,8,10 y 12 representativos de los suelos salinos,
se identificaron cuatro morfoespecies de estos hongos, tres de ellos pertenecientes
al género Glomus, y uno al género Paraglomus.
De las muestras de los suelo salinos de "La matanza" (sitio 1) Mexquitic, "Norias del
Refugio" (sitios 8 y 10) Matehuala y "E1 sabinito (sitio 12) Río Verde, se propagó e
identificó la especie Glomus mosseae. La descripción de esta especie se realizó
por primera vez en Inglaterra, se encontró en el cultivo de trigo, forma micorriza
con los cultivos de fresa y maíz. Se está propagando por primera vez de suelos
salinos con actividad agrícola del estado de San Luis Potosí. Las esporas presentaron
las siguientes características; esporas solitarias o formando esporocarpos, globosas
a subglobosas, de color paja (0-0-20-0) a café amarillento (0-10-60-0), el tamaño de
la espora es de 160 a 240 µm. La Pared de la espora está formada por tres capas,
la primera capa es hialina, evanescente, se tiñe de púrpura (0-60-20-0) con reactivo
de Melzer, la segunda capa es hialina, unitaria, difícil de distinguir y la tercera capa
es laminada de color café amarillento (0-40-100-0). Se encontró rodeadas por un
peridio de color café amarillento (0-10-60-0), la hifa de sostén se observó en forma
de embudo con un septo curvo que se forma 20 µm, por abajo del punto de unión
de la espora. La morfología de las esporas observadas, se cotejaron con las
características descritas en el manual de Schenck y Pérez (1990) y la página Web
del INVAM (2002), (Fig. 11).
72
Asimismo de las muestras de los suelo salinos de "La matanza" (sitio 1) Mexquitic,
“Norias del Refugio” (sitios 8 y 10) Matehuala se propagó e identificó la
especie Glomus aff. etunicatum. Esta especie se describió por primera vez de los
Estados Unidos de América, asociada con pastos, maíz y caña de azúcar, forma
micorriza con cebolla, ajo chile y trébol. Se propagó por primera vez de suelos
salinos con actividad agrícola del estado de San Luis Potosí. Las esporas
presentaron las siguientes características; esporas solitarias, globosas de color
amarillento (0-60-70-10) a café anaranjado (0-60-100-0), el tamaño de la espora
es de 100 a 140 µm. La pared de la espora formada por dos capas, la primera capa
externa es hialina evanescente que se degrada y se desprende, conforme la
espora madura, la segunda capa es laminada de 4.8 a 6.9 µm de color café
amarillento (0-60-70-10) a café anaranjado (0-60-100-0). La hifa de sostén tiene
forma cilíndrica de 4.8 micrómetros de grosor, la pared de la hifa esta formada igual
manera que la pared de la espora. Sin embargo, no se pudo precisar la especie
con exactitud, debido a la falta de esporas en buen estado, ya que la mayoría de
ellas se encontraban parasitadas y otras en mal estado (Fig. 12). La morfología
de las esporas observadas, se cotejaron con las características descritas en el
manual de Schenck y Pérez (1990) y la página Web del INVAM (2002).
73
De la muestra de suelo salino de "González" (sitio 5) Villa de Arista se propagó e
identificó la especie Glomus intraradices. Esta especie fue descrita por primera vez
de Estados Unidos de América, asociada con papaya, ajo, jitomate, cítricos,
cacahuate, maíz, fríjol y zanahoria, forma micorriza con pastos. Se propagó por
primera vez de suelos salinos con actividad agrícola del estado de San Luis Potosí.
Las esporas presentaron las siguientes características; esporas solitarias, globosas a
subglobosas, de color amarillo paja (0-0-20-0) a café amarillento (0-0-40-0), el
tamaño de la espora es de 70 a 130 µm . La pared esta formada por tres capas de un
grosor de 7.2-10.8 µm, la primera capa es hialina evanescente, se tiñe de rosa (0-
40-20-0) con reactivo Melzer, tiene un grosor de 2.4 µm, la segunda capa es
unitaria hialina, se tiñe del mismo color que la primera capa, con el reactivo Melzer
y la tercera capa tiene un grosor de 3.9-8.1 µm de grosor formada por varias
laminas, de color amarillo paja (0-0-40-0). La hifa de sostén es de forma cilíndrica,
tiene un grosor de 18.0 micrómetros en el punto de unión con la espora, la pared
esta formada de igual manera que la pared de la espora (Fig. 13). La morfología de
las esporas observadas, se cotejaron con las características descritas en el manual
de Schenkck y Pérez (1990) y la página Web del INVAM (2002).
74
Finalmente en la muestra de suelo salino de "González" (sitio 5) Villa de Arista, se
propago e identificó la especie Paraglomus sp. Se propagó por primera vez de
suelos salinos con actividad agrícola del estado de San Luis Potosí. Está especie
tiene una semejanza idéntica con los morfotipos de las esporas del genero
Glomus. El desarrollo de las esporas procede exactamente como se ha
encontrado en la familia Glomaceae, por la extensión de un extremo de la hifa.
La capa externa de la pared a menudo se observa sucia, la capa de la espora
frecuentemente cambia con la maduración de la espora. El desarrollo de esta capa,
es el primer componente de la pared para formar esporas juveniles.
Generalmente tiene material orgánico acumulado en la superficie; no tiene
ninguna reacción al reactivo de Melzer. La hifa sustentora se distingue y esta
formada por las mismas capas encontradas en la pared de la espora. En algunas
especies la hifa sustentora es tan delgada que es difícil observarla o se desprende
de la espora (Fig. 14). Solamente dos especies se han descubierto en este
género, ambos están clasificados primero como especie de Glomus basadas en la
morfología de la espora.
75
4.4. Eficiencia en plantas de lechuga de los HMA aislados y propagados de
suelos salinos
Para determinar el porcentaje de colonización micorrízica en las plantas de
lechuga a los 66 días se realizaron muestreos destructivos de plantas y con los
valores obtenidos, al realizar la prueba de hipótesis a través del ANVA (Cuadro
16) se encontró respuesta significativa, por lo que se prosiguió a aplicar la prueba
de Tukey (Cuadro 19) para ver la diferencia significativa entre los inoculantes
de los diferentes sitios, representativos de los suelos salinos, observándose
que el inóculo de "La Matanza" (sitio 1) fue menos infectivo que los de
"González" (sitios), "Norias del Refugio" (sitio 8), "Norias del Refugio" (sitio
10) y "El Sabinito" (sitio 12). Sin embargo todos los inóculos se consideran
que fueron altamente infectivos (Fig. 15).
Cuadro 13. Análisis de varianza de la colonización micorrízica
FV GL SC C M Fc F α 0.05
Tratamientos 4 2.61973 0.65493 5.1427 3.47 Error 10 1.27351 0.127351
Total 14 3.89325
Por los que se refiere al volumen radical y el área foliar, después de haber
realizado la prueba de hipótesis a través del ANA VA (Cuadro 17 y 18), no se
encontró respuesta significativa, es decir no se presentaron diferencias entre los
diferentes inóculos de lo sitios salinos (1,5,8,10 y 12), de tal manera que las
plantas de lechuga, no manifestaron respuesta a colonización micorrízica,
presentándose valores similares en cuanto al volumen radical y el área foliar
(Cuadro 20).
76
Cuadro 14. Análisis de varianza del volumen radical
FV GL SC CM Fc F α 0.05
Tratamientos 5 11.6250 2.3250 0.80869 NS 3.10 Error 12 34.5026 2.8750
Total 17 46.125
Cuadro 15. análisis de varianza del área foliar.
FV GL SC CM Fc F α 0.05
Tratamientos 5 135565.412 271 13.084 0.7650 NS 3.10 Error 12 425271.97 35439.331
Total 17 560837.384
Finalmente para el peso seco del follaje, después de realizar la prueba de
hipótesis a través del ANA VA (Cuadro 19), se encontró respuesta significativa, por
lo que se prosiguió a realizar la prueba de Tukey (Cuadro 20), en la cual se presentó
respuesta de la planta a la colonización micorrízica, observándose que el inóculo de
"La Matanza" (sitio 1) fue el que proporcionó mayor peso seco del follaje a las plantas
de lechuga y el inóculo de "González" (sitio 5) fue el que proporcionó menor peso
seco del follaje, incluso abajo del testigo (sin inocular), el resto se comportó en un
nivel similar (Fig. 16).
Cuadro 16. Análisis de varianza del peso seco del follaje.
FV GL SC CM Fc F α 0.05
Tratamientos 5 14.4680 2.8693 12.9942** 3.10 Error 12 2.64976 0.22081 3.10
Total 17 16.9960
77
Cuadro 17. Prueba de Tukey para la variables fisiológicas en plantas de lechuga
inoculadas con HMA aislados y propagados de suelos salinos en
invernadero ciclo P-V 2001
Tratamientos(HMA) Colonización
micorrízica (%)
Área foliar
(cm2)
Volumen radical
(cm3)
Peso seco del
follaje (g)
"La Matanza" (sitio 1) 68.233 b 1275.7a 16.167a 9.537a
"González" (sitio 5) 85.133a 1063.3a 14.000a 7.107 b
"Norias del Ref." (sitio 8) 87.400a 1088.2a 13.667a 7.650 ab
"Norias del Ref."(sitio 10) 89.067a 1093.5a 15.000a 9.397 ab
"El Sabinito" (sitio 12) 83.000a 1087.6a 15.000a 8.420 ab
Testigo (sin inoculante) - 987.6a 14.667a 8.467 ab
DHS α 0.05 14.235 532.38 7.438 3.1698
* Medias con la misma letra dentro de la columna son iguales estadísticamente.
78
79
80
V. DISCUSIÓN
5.1. Caracterización de los suelos salinos
De las 15 muestras de suelo que se recolectaron en campo, en los 7 municipios de
San Luis Potosí, solo en cuatro de ellos se observó la presencia de sales,
seleccionándose cinco sitios por el valor de la conductividad eléctrica igual o mayor
a 8 dS m-1 siendo los siguientes: "La Matanza" (sitio 1), Mexquitic de Carmona;
"González" (sitio5), Villa de Arista, "Norias del Refugio" (sitio 8 y 10), Matehuala y
"El sabinito" (sitio 12), Río Verde, los cuales reportaron valores igual o mayor a 8.0
dS m-1 , por lo anterior los suelos, se clasificaron como altamente salinos. Estos
sitios se localizan en la zona altiplano y media del Estado, donde la
precipitación es baja (250 a 470 mm) y la evapotranspiración es tres veces
mayor que la misma.
Lo anterior demuestra que los problemas de salinidad, generalmente son más
acentuados en las zonas áridas y semiáridas, donde las escasas lluvias
anuales son insuficientes para transportar las sales solubles fuera de la zona
radicular de las plantas. Aunado a lo anterior, los altos niveles de evaporación y
radiación solar, son característicos de estas regiones, contribuyendo a
incrementar más la salinidad de los suelos (Shainberg y Shalhevet, 1984).
Por otra parte, el contenido de las sales solubles del suelo, es un factor limitante en
los suelos reduciendo el potencial osmótico de la solución del suelo, originando baja
disponibilidad de agua para las plantas, aun cuando el suelo muestre un razonable
nivel de humedad. De esta manera, la mayoría de los factores importantes que limitan
la producción de plantas, son el estrés del ambiente, de los cuales la salinidad y la
sequía son de los más serios (Boyer, 1982).
En Los sitios agrícolas 1,5,8,10 y 12, representativos de los suelos salinos, riegan
con agua subterránea de pozo profundo que de acuerdo con los reportes de la
CNA, está clasificada corno agua salina con bajo contenido de sodio (C3S1) . Esto por
consiguiente contribuye a una mayor salinización, en forma paulatina, de los suelos
81
y con el sistema de riego rodado, sobre canales de tierra, la tendencia a la
salinización del suelo es mayor.
De alguna manera los cultivos agrícolas establecidos han desarrollado cierta
tolerancia a la salinidad, a pesar de que los cultivos que se muestrearon se
clasifican como sensibles a las salinidad cuando la conductividad eléctrica es
mayor de 3.5 dS m-1 (Castellanos, 2000). Esta tolerancia a las sales, se observa
que depende de factores del manejo agrícola y relacionadas con el método y
frecuencia de riego, así como las labores culturales, de tal manera que en suelos
secos, las plantas experimentan estrés matricial y estrés osmótico, lo que limita
la absorción del agua (Rhoades et al., 1992). Por otra parte, los valores de tolerancia
que las plantas de los sitios representativos de los suelos salinos han desarrollado a
la salinidad, tienen una explicación más directa con el sistema de riego en surcos o
inundación de surcos, ya que esto implica en su aplicación el equivalente a un lavado
de suelos (sobre riego) que si contaran con otro sistema de riego.
La salinidad ha afectado a más del 40% de las tierras irrigadas, especialmente las de
mayor productividad, en algunas de las áreas del planeta, esto debido a los efectos
que a través de las décadas, los aumentos de agua con sales disueltas en el suelo
han contaminado las regiones áridas (Dowton, 1984; Wyn Jones Gorham, 1986;
Flower y Yeo, 1988). Por otra parte la utilización de aguas subterráneas de baja
calidad para el riego, es una situación que ocurre en el ámbito mundial en las
zonas áridas y semiáridas (Minhas, 1996; 1998), situación que se observa en la
zona altiplano y media del estado de San Luis Potosí.
Finalmente la ingeniería tecnológica existente nos menciona que combatir la
salinidad (drenaje de aguas salinas y aplicación suplementaria de aguas libres de
sales de otras fuentes remotas), es extremadamente muy costoso, por los que es
necesario aprovechar la tolerancia de los cultivos como una lógica alternativa
(Serrano y Gaxiola, 1994) sin dejar de mencionar que la biotecnología microbiana
será otra alternativa de solución.
82
5.2. Identificación de HMA nativos de suelos salinos.
A pesar de los altos contenidos de sales (mayor o igual a 8 dSm-1), reportados
para los sitios 1,5,8,10 y 12 , representativos de los suelos salinos, el número de
esporas de los HMA presentes en los suelos salinos se considera aceptable, con
base a lo que menciona González-Chávez et al., (1994) que el sustrato de un
inóculo infectivo, debe de contener mínimo 100 esporas en 100 g de suelo seco.
En la raíz de los cultivos agrícolas muestreados, se observó que la infectividad
de estos simbiontes es baja, con base en los valores obtenidos del porcentaje
de colonización micorrízica, pero se debe de considerar la etapa fenológica del
cultivo al momento del muestreo, los cuales fueron muestreados en época de
cosecha y se ha mencionado que los HMA, reducen su actividad cuando el cultivo
fisiológicamente está en la fase terminal, asimismo se ha encontrado que el
incremento de la salinidad de los suelos reduce la colonización micorrízica
(Juniper y Abbott, 1993).
Asimismo la presencia de esporas y lo colonización micorrízica observada en los
cultivos establecidos fue variable y que la colonización micorrízica de los HMA, es
modificada por el contenido de sales que se encuentran en el suelo y regulada por
el genotipo del hospedante y que en condiciones de altos contenidos de sales, se
ha encontrado que la colonización de los HMA disminuye, y la germinación de
esporas de los endofitos es mayor, lo que asegura su supervivencia (Sylvia y
Schenck, 1983; Duke et al., 1986).
Por lo anterior es necesario realizar estudios sobre la respuesta de los hongos
micorrízicos arbusculares en suelos salinos para distinguir cuales efectos inciden
sobre las diferentes fases del ciclo de vida de los HMA (Juniper y Abbott, 1993).
Por otra parte en las muestras de suelos agrícolas, recolectadas directamente del
campo, de los sitios 1, 5, 8, 10 y 12, representativos de los suelos salinos, se
identificaron tres géneros de los HMA, Acaulospora sp., Gigaspora sp. y Glomus
83
sp., observándose poca diversidad de estos hongos en los suelos salinos (Fig. 14).
Para entender el conocimiento de la diversidad funcional y taxonómica de los HMA,
existen criterios bien definidos para manejar la diversidad de estos simbiontes,
sin embargo los factores del ambiente influyen en la presencia de las especies.
Se ha establecido que el comportamiento de los HMA nativos de un área y los
aislados y manejados en invernadero es diferente. Asimismo la diversidad de los
HMA tiene varios significados pero generalmente, se refleja en la presencia de las
especies presentes en los suelos, las cuales viven congregadas en comunidades y
generalmente establecen relaciones estrechas entre la población microbiana.
Por otra parte en los suelos perturbados debido a la labranza disminuye la
abundancia y diversidad de los HMA, pero los datos sobre esto son muy escasos, sin
embargo hay una clara evidencia que indica que la diversidad de las comunidades de
los HMA, en lo suelos agrícolas, tienden a disminuir con la aplicación de insumos y el
manejo tecnificado (Jonson y Pfleger, 1992).
Asimismo hay evidencias claras que el incremento de la salinidad en la solución
del suelo establece poca diversidad de especies de los HMA (Sylvia y Williams,
1992), esto comprueba el porque se observó poca diversidad de los HMA en los
suelos salinos.
5.3. Descripción de las especies de HMA aislados y propagados de suelos
salinos
Se identificaron cuatro morfoespecies de estos hongos, tres de ellos
pertenecientes al género Glomus, y uno al género Paraglomus, las especies
fueron:
• Glomus mosseae (Nicolson & Gerdemann) Gerdemann & Trappe. Esta
especie ha sido citada de México para los estados de México, Tlaxcala y
84
Veracruz, se registra por primera vez para el estado de San Luis Potosí.
• Glomus aff. etunicatum Becker & Gerdemann. Esta especie ha sido citada
de México para los estados de Morelos y Tlaxcala, se registra por
primera vez para el estado de San Luis Potosí.
• Glomus intraradices Schenck & Smith. Esta especie ha sido citada de
México para los estados de Jalisco y Tlaxcala. Se registra por primera
vez para estado de San Luis Potosí.
• Paraglomus sp. Morton & Redecker. Este género, se esta citando por
primera vez para México en el estado de San Luis Potosí
La taxonomía de los HMA ha sido pobremente estudiada en México, siendo
necesario intensificar la exp loración taxonómica (Varela y Trejo, 2001). Los
géneros Acaulospora y Gigaspora, observados inicialmente en los sitios
representativos de los suelos salinos, no se propagaron en el cultivo trampa
ya que no necesariamente las especies presentes en las muestras de campo
se logran propagar debido a la variabilidad de sus características (Varela y
Estrada-Torres, 1997). La especie Glomus fue la más dominante en los suelos
salinos, sin embargo su infectividad no está correlacionada directamente con su
presencia (Miller, 1995).
5.4. Eficiencia de los HMA, aislados y propagados de suelos salinos en lechuga
El porcentaje de colonización micorrízica que produjeron los inóculos "La Matanza"
(sitio 1), "González" (sitio 5), "Norias del Refugio" (sitios 8 y 10) y "El Sabinito"
(sitio 12), los sitios agrícolas 1,5,8,10 y12, aislados y propagados de los suelos
salinos, en plantas de lechuga varío de un 68.23 a 89.05 %, probando que los HMA
conservaron su capacidad infectiva, además de incrementar el porcentaje de
colonización micorrízica, que la que se observó en la raíz de los cultivos
agrícolas establecidos, en los sitios muestreados en campo, la que reportó
valores del 10.60 a 27.10%. Asimismo se ha establecido que un HMA que coloniza
la raíz más del 50 se considera altamente infectivo (Bago, 2000).
85
La colonización micorrízica de los inóculos de suelos salinos, de los sitios 1, 5, 8, 10 y
12, mencionados anteriormente, no estimularon el crecimiento del volumen radical,
ni el área foliar, se establece que un hongo micorrízico efectivo mejora el
desarrollo del hospedante aumentando el desarrollo de las plantas al
incrementar la asimilación de nutrimentos, a través de una mayor absorción del
área radical (Marschner y Dell, 1994).
Por otra parte el inóculo de "La Matanza" (sitio l), incremento mayor peso seco del
follaje que el resto de los inóculos en las plantas de lechuga, a pesar de que
presento menor porcentaje de colonización micorrízica. Lo anterior no demuestra
que los HMA aislados de los suelos salinos no sean eficientes, siendo necesario
probar con otra planta huésped y medir otras variables fisiológicas. Se comprueba
que los conceptos de infectividad y efectividad no están relacionados y se dice que
los hongos micorrízicos arbusculares que establecen abundantemente colonización
micorrízica (80-90%) no necesariamente inducirán mayores efectos, ya que se
pueden encontrar hongos micorrízicos que colonicen la raíz en menor proporción
(15-40%) y muestren excelentes efectos en la nutrición y crecimiento de la
planta (Bago et al., 2000).
Por otra parte dice que la variación de las condiciones ambientales influye en la
fisiología de las plantas y por lo tanto en la colonización micorrízica, asimismo es
probable que aunque se observe la colonización micorrízica no todas las estructuras
fúngicas estén activas (Varela y Estrada-Torres, 1997).
Finalmente los factores que deben de considerarse en la eficiencia de los
HMA son la agresividad, infectividad y capacidad de dispersión, asimismo algunas
veces las condiciones de infectividad y efectividad del hongo micorrízico dependen
no solo del simbionte, sino también de las condiciones ambientales lo que aumenta la
importancia de seguir realizando estudios con propósito de seleccionar cepas
eficientes (Haas y Krikun, 1985).
86
VI. CONCLUSIONES
De los 15 sitios de muestreo que se realizaron en diferentes áreas agrícolas de 7
municipios del estado de San Luis Potosí, se identificaron 5 sitios agrícolas con
problemas de sales, con base a los valores reportados de la conductividad eléctrica
igual o mayor a 8 dS m-1, clasificándolos como suelos altamente salinos, estos sitios
son: "La Matanza" (sitio 1), Mexquitic de Carmona; "González" (sitios), Villa de
Arista, "Norias del Refugio" (sitio 8 y 10), Matehuala y "El sabinito" (sitio 12), Río
Verde, localizados en la zona altiplano y media del estado, donde la precipitación es
de 250 a 470 mm.
En las muestras de suelos agrícolas de los sitios 1, 5, 8, 10 y 12, representativos de
los suelos salinos, se identificaron tres géneros de los HMA, Acaulospora sp.,
Gigaspora sp. y Glomus sp., encontrándose poca diversidad de los HMA.
Por primera vez para el estado de San Luis Potosí se identifican cuatro
morfoespecies de estos hongos, tres de ellos pertenecientes al genero Glomus, y
uno al genero Paraglomus, las especies fueron:
1.- Glomus mosseae, esta especie ha sido citada de México para los estados de
México, Tlaxcala y Veracruz y se registra por primera vez para el estado de San Luis
Potosí.
2.- Glomus aff. etunicatum, esta especie ha sido citada de México para estado de
Morelos y Tlaxcala, se registra por primera vez para el estado de San Luis Potosí.
3.- Glomus intraradices, esta especie ha sido citada de México para los estados de
Jalisco y Tlaxcala. Se registra por primera vez para estado de San Luis Potosí.
El género del Paraglomus sp. este género, se esta citando por primera vez para
México en el estado de San Luis Potosí.
87
Finalmente la eficiencia en lechuga de los consorcios HMA aislados de suelos
salinos, fueron eficientes al ser inoculados en semillas de lechuga, conservando su
capacidad infectiva y estimulando el desarrollo vegetativo.
Los HMA incrementaron la colonización micorrízica en las plantas de lechuga, en
condiciones no salinas, sin embargo en el volumen radical y el área foliar no
reportaron incremento. Por otra parte en relación al peso seco del follaje, el inóculo
de "La matanza" (sitio 1), estimuló mayor peso seco del follaje que el resto de los
inóculos.
Por lo anterior se acepta parcialmente la hipótesis, ya que los HMA conservaron su
eficiencia al propagarlos en condiciones no salinas e inoculados en plantas de
lechuga, siendo necesario probar con otra planta hospedera y medir otras variables
fisiológicas especificas, para poder evaluar en forma más directa la eficiencia de los
HMA aislados y propagados de suelos salinos.
88
VII. LITERATURA CITADA
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Universidad de Colima E S T U D I A – L U C H A – T R A B A J A
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS
POSGRADO EN BIOTECNOLOGÍA
ING. RODOLFO V. MORENTÍN DELGADO DIRECTOR DE LA F.C.B.A. PRESENTE En atención a que el C. José Jesús Tapia Goné, alumno egresado del Doctorado en Ciencias, área: Biotecnología, con número de cuenta 90-3006, ha realizado todas las correcciones al manuscrito de tesis que presentó al cuerpo académico de revisores, constituido por: Dra. Lucía Varela Fregoso, Dr. Alfonso Pescador Rubio, Dr. Oscar Rebolledo Domínguez, Dr. Javier Farias Larios, Dr. Sergio Aguilar Espinosa, me dirijo respetuosamente para solicitarle la autorización de impresión de la tesis titulada: "Identificación de hongos micorrízicos arbusculares aislados de suelos salinos y su eficiencia en plantas de lechuga (Lactuca sativa L.)".
Esta tesis ha sido dirigida por el Dr. José Gerardo López Aguirre y la Dra. Lucía Varela Fregoso de la Universidad de Colima e Instituto Politécnico Nacional respectivamente. Sin otro asunto más que tratar, reciba saludos.
Atentamente
Tecomán, Colima a 9 de Abril de 2003
c.c.p Expediente Académico del Alumno
c.c.p. Interesado
Km 40 Carretera Colima-Manzanillo, Tecomán Colima, México. Cp. 28100
Tels 01 (313) 3229409, 01 (312) 3161000 exts. 52500. 52500 Tel-fax: 01 (313) 3229405 Email saguilar@ucol mx
INSTITUTO POLITÉCNICO NACIONAL
ESCUELA NACIONAL DE CIENCIAS BIOLÓGICAS PROL DE CARPIO Y PLAN DE AYALA
11340, MÉXICO, D.F.
FAX: 5396 - 3503
México, D. F. a 26 de marzo de 2003
Dr. Sergio Aguilar Espinoza
Coordinador del Posgrado
Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias Universidad de Colima
Presente
Por este conducto me permito comunicarle que después de haber revisado
la tesis "Identificación de los hongos micorrízicos arbusculares aislados de suelos
salinos y evaluación de sus eficiencia en plantas de lechuga", que como requisito
parcial para obtener el grado de doctor presenta el C. José Jesús Tapia Goné,
manifiesto su aprobación en virtud de que fue corregida de acuerdo con las
indicaciones sugeridas.
Sin más por el momento, agradezco su atención y aprovecho la
oportunidad para enviarle un cordial saludo.
Atentamente
UNIVERSIDAD DE COLIMA
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS
PROGRAMA DE POSGRADO EN BIOTECNOLOGIA
Asunto: Aprobación de tesis de Doctorado.
DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA COORDINADOR DEL POSGRADO EN BIOTECNOLOGÍA PRESENTE.
De la manera más atenta me permito comunicarle que he concluido con la
revisión del Informe en Extenso de los estudios de Doctorado en Ciencias del C.
José Jesús Tapia Goné, titulado "IDENTIFICACIÓN DE HONGOS MICORRIZICOS
ARBUSCULARES AISLADOS DE SUELOS SALINOS Y SU EFICIENCIA EN
PLANTAS DE LECHUGA". Luego de su segunda revisión he encontrado que el
documento reúne los requisitos necesarios, tanto en su contenido como en su forma.
Por lo anterior, deseo expresarle mi aceptación para su impresión final.
Agradezco la oportunidad brindada para fungir como revisor de este
documento, a la vez que ratifico mi firme deseo de continuar contribuyendo en la
formación de recursos humanos altamente calificados y con carácter independiente.
Sin otro particular, aprovecho la presente para enviarle un cordial saludo.
ATENTAMENTE
Tecomán, Col., a 27 de Marzo del 2003.
C.c.p. Dr. Carlos E. Izquierdo Espinal. Delegado Regional No. 2
C.c.p. Ing. Rodolfo Valentino Morentín Delgado. Director de la FCBA
C.c.p. Archivo.
Dr. Sergio Aguilar Espinosa
Responsable del Posgrado
P R E S E N T E .-
Por este conducto me permito comunicar que he revisado el documento doctoral “Identificación de hongos micorrízicos arbusculares aislados de suelos salinos y su eficiencia en plantas de lechuga (Lactuca sativa L.)”, que presenta el C. José Jesús Tapia Goné, mismo que considero que incluyó las revisiones que le fueron recomendadas, por lo que expresó mi aprobación para que se sigan los trámites académicos que correspondan. Sin otro particular, agradezco su atención.
ATENTAMENTE
Tecomán, Colima 28 de Marzo de 2003
Profesor-Investigador
c.c.p. Ing. Rodolfo Valentino Morentín Delgado- Director de la F. C. B. A.
c.c.p. Interesado
c.c.p. Archivo Personal
DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA COORDINADOR PROGRAMA DE POSGRADO DE LA FCBA P R E S E N T E.
Por este conducto informo a usted que he revisado y evaluado el trabajo de Informe Final de investigación de Doctor en Ciencias: Área Biotecnología, titulado, Identificación de hongos micorrízicos arbusculares aislados de suelos salinos y su eficiencia en plantas de lechuga (Lactuca sativa L.), dicho documento es presentado por el alumno, José Jesús Tapia Goné; del Programa de Doctorado en ciencias, Área: Biotecnología de la Facultad de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de la Universidad de Colima; en el cual, se han incluido, de manera satisfactoria, todas y cada una de las observaciones que hice al borrador de la misma y durante el examen predoctoral. Por la razón antes expuesta, considero que este documento reúne las atributos necesarios para que sea autorizada su impresión como Tesis de Doctor en Ciencias. Agradezco la amabilidad de sus atenciones por haberme distinguido como revisor de este documento y sin más por el momento me reitero a sus respetables órdenes.
ATENTAMENTE
c.c.p.- Ing. Rodolfo V. Morentín Delgado.- Director de la FCBA. c.c.p.- Interesado. c.c.p - Archivo
UNIVERSIDAD DE COLIMA CENTRO UNIVERSITARIO DE INVESTIGACIÓN Y DESARROLLO
AGROPECUARIO (CUIDA)
DR. SERGIO AGUILAR ESPINOZA COORDINADOR DEL POSGRADO DE BIOTECNOLOGIA P R E S E N T E .
Me permito informar a usted que como revisor del documento final del trabajo de investigación de doctorado del alumno JOSE JESÚS TAPIA GONÉ, doy mi aprobación para que el sustentante continúe los trámites correspondientes para llevar a cabo la defensa de su tesis, titulada “Identificación de los hongos micorrízicos arbusculares aislados de suelos salinos y evaluación de su eficiencia de plantas de lechuga (Latuca sativa L.)”. Esto en virtud a que fueron hechas las correcciones correspondientes al documento citado, y considerando que reúne los requisitos para obtener el grado de Doctor en Ciencias.
Sin otro particular aprovecho la oportunidad para enviarle
un cordial saludo.
ATENTAMENTE ESTUDIA * LUCHA *TRABAJA
Tecomán, Colima., 27 de marzo de 2003
PROFESOR INVESTIGADOR
C.C.P.- EXPEDIENTE CORRESPONDIENTE C.C.P.- INTERESADO C.C.P.- ARCHIVO
APR/amv
UNIVERSIDAD DE COLIMA
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS
Asunto: Autorización de Tesis de Doctorado
DR SERGIO AGUILAR ESPINOSA COORDINADOR DEL POSGRADO EN BIOTECNOLOGÍA PRESENTE.
Por este medio me dirijo a Usted para comunicarle que he discutido el documento de tesis titulado “IDENTIFICACIÓN DE HONGOS MICORRÍZICOS ARBUSCULARES AISLADOS DE SUELOS SALINOS Y SU EFICIENCIA EN PLANTAS DE LECHUGA (Lactuca sativa L.)” en forma conjunta con el alumno JOSÉ JESÚS TAPIA GONÉ, en donde revisamos las observaciones hechas por los revisores, mismas que fueron tomadas en cuenta, por lo que considero que el documento reúne los requisitos necesarios para que el mencionado alumno la presente ante un jurado y realice su defensa, así mismo, que pueda continuar los trámites académicos para tal fin.
Sin más por el momento, enviándole un cordial saludo.
ATENTAMENTE
Asesor del Alumno
c.c.p. José Jesús Tapia Goné. Alumno
c.c.p. Archivo