aplicación del código de barras de adn: propuesta de
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Facultat de Ciencias
Memoria del Trabajo de Fin de Grado
Aplicación del código de barras de ADN: propuesta de aplicación didáctica en
Bachillerato
Mª Lorena Sánchez Barrado
Grado de Biología
Año académico 2015-16
Trabajo tutelado por el Dr. Carlos Juan Clar Departamento de Biología Se autoriza a la Universidad a incluir este Trabajo en el Repositorio Institucional para su consulta en acceso abierto y difusión en línea, con finalidades exclusivamente académicas y de investigación
Autor Tutor Sí No Sí No
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Palabras clave del trabajo: DNA Barcoding, gen COI, Aplicación didáctica
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Contenido
1. INTRODUCCIÓN...........................................................................................................................2
2. OBJETIVOS ..................................................................................................................................5
3. MATERIAL Y MÉTODOS................................................................................................................5
3.1. OBTENCIÓN DE LAS MUESTRAS ...........................................................................................5
3.2. OBTENCIÓN DE TEJIDO ........................................................................................................6
3.3. TRATAMIENTO DE LAS MUESTRAS .......................................................................................6
3.3.1. Extracción de ADN .......................................................................................................6
3.3.2. Amplificación del fragmento del gen citocromo oxidasa subunidad 1(COI) por PCR .....7
3.3.3. Comprobación de la amplificación del gen COI .............................................................8
3.3.4. Purificación de los productos de PCR ...........................................................................8
3.3.5. Preparación de las muestras para la secuenciación de la región COI .............................9
3.4 TRATAMIENTO DE DATOS .................................................................................................. 10
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ........................................................................................................ 10
5. CONCLUSIÓN ............................................................................................................................ 12
6. PROPUESTA DE APLICACIÓN DIDÁCTICA: DESCUBRIENDO LA BIODIVERSIDAD DE NUESTRO
ENTORNO MEDIANTE EL CÓDIGO DE BARRAS DE ADN ...................................................................... 13
6.1 INTRODUCCIÓN ................................................................................................................. 13
6.2 CONTEXTUALIZACIÓN DE LA PROPUESTA DE APLICACIÓN DIDÁCTICA ................................ 14
6.3 PLANIFICACIÓN DOCENTE .................................................................................................. 15
6.3.1 Selección y secuenciación de los contenidos .............................................................. 15
6.3.2 Temporalización ........................................................................................................ 17
6.4 METODOLOGÍA DIDÁCTICA ................................................................................................ 18
6.5 EVALUACIÓN ..................................................................................................................... 19
6.6 DESARROLLO DE LA UNIDAD DIDÁCTICA 6: Biomoléculas II. ADN i proteínas...................... 19
6.6.1 Introducción .............................................................................................................. 19
6.6.2 Planificación docente ................................................................................................. 19
6.6.3 Desarrollo de la unidad didáctica ............................................................................... 21
7. AGRADECIMIENTOS .................................................................................................................. 26
8. BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................................... 27
9. ANEXOS .................................................................................................................................... 30
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1. INTRODUCCIÓN
El DNA Barcoding es una técnica de identificación molecular de especies que consiste en la
utilización de una pequeña región de un gen (DNA Barcode), que ha sido elegida por consenso, para
la identificación de animales, plantas u hongos.
La técnica de barcoding fue propuesta por primera
vez en 2003 por el Dr. Paul Hebert de la
Universidad de Guelph (Canadá) (Hebert et al.,
2003a), y está basada en la secuenciación de
cortas regiones del genoma altamente variables y
que aparecen en un elevado número de copias por
célula. La idea era utilizar estas secuencias para la
identificación de especies, de forma análoga a
cómo lo hacen los códigos de barras industriales
que identifican productos específicos en la tienda.
El código de barras de ADN ideal, debe ser fácil de amplificar y alinear. Para facilitar la
amplificación, el DNA barcode debería presentar regiones de unión a cebadores muy conservadas,
flanqueando la región génica elegida y así, podrían utilizarse la misma pareja de cebadores en un
amplio rango de organismos, es decir funcionarían como cebadores universales. Además, los
marcadores genéticos son más fáciles de amplificar si se presentan en múltiples copias. Por otro
lado, si los códigos de barras genéticos son fáciles de alinear facilitan la identificación de especies
basada en árboles filogenéticos, método habitualmente utilizado para la identificación de especies
utilizando códigos de barras genéticos. En el artículo original que presentaba el concepto de DNA
barcoding, el Dr. Paul Hebert y sus colaboradores argumentaban las razones de por qué los genes
mitocondriales eran preferibles a los nucleares para los objetivos del DNA Barcoding en animales: a
diferencia de los genes nucleares, los mitocondriales carecen de intrones, son generalmente
haploides y presentan una frecuencia muy baja o incluso nula de recombinación (Hebert et al.,
2003a). Además, aunque las inserciones y deleciones son prevalentes en los genes mitocondriales
que codifican para DNA ribosómico, son raras en los genes mitocondriales que codifican para
proteínas, siendo estos últimos más fáciles de alinear (Hebert et al., 2003a). De los trece genes
mitocondriales que codifican para proteínas, Hebert et al. (2003a) propusieron el gen que codifica
para la citocromo c oxidasa I (COI) como DNA barcode para animales por dos razones. Por un lado, la
disponibilidad de cebadores universales que hacen posible la amplificación del gen COI en un amplio
espectro de filos. Por otro, que el porcentaje de sustitución nucleotídica en este gen es
Figura 1. Analogía entre código de barras de un producto y DNA Barcode. Fuente: University of Guelph
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suficientemente alto como para distinguir entre especies estrechamente relacionadas en todos los
grupos de animales excepto en cnidarios (el 98% de las especies del mismo género en 11 filos de
animales estudiados, presentan más del 2% de divergencia en la secuencia del COI) (Hebert et al.,
2003b). Actualmente, el gen COI es reconocido por el CBOL (The Consortium for the Barcode of Life
Project) como el marcador genético para animales.
En otros grupos de organismos, el gen COI no funciona tan bien como código de barras
genético. En plantas y hongos no es lo suficientemente variable y en hongos además contiene
intrones de gran tamaño (Chase et al., 2005). El espaciador de genes ribosomales nucleares ITS
(Schoch et al., 2012) está reconocido actualmente por el CBOL como el código de barras de ADN
oficial para hongos, mientras que en plantas, se ha propuesto la utilización conjunta de dos regiones
de ADN: los genes que codifican para la subunidad grande de la enzima RuBisCo (Ribulosa-1,5-
bisfosfato carboxilasa oxigenasa) (rbcl) y para la maturasa K (matK) (Kress et al., 2005; Chase et al.,
2007). Estos genes localizados en el genoma del cloroplasto son oficialmente los códigos de barras
genéticos en plantas (CBOL plant working group, 2009; Hollingsworth et al., 2009). La RuBisCo,
considerada la proteína más abundante de la tierra, cataliza el primer paso de la fijación del carbono
y la citocromo c oxidasa participa en la cadena transportadora de electrones en la respiración celular.
Por tanto, los genes utilizados como códigos de barras de ADN están implicados en reacciones clave
de la vida: el almacenamiento de energía en carbohidratos y la oxidación de estos para formar ATP.
Desde que se estableció la técnica del DNA Barcoding, sus aplicaciones han ido en aumento e
incluyen la identificación de nuevas especies (Hausmann et al. 2009) o de especies crípticas (Hebert
et al., 2004), la identificación de plantas y animales incluso cuando sus rasgos característicos están
ausentes (faltan flores o frutos, estados larvarios…). La técnica permite también la identificación de la
dieta de un animal analizando su contenido estomacal o sus heces (Lee et al., 2015), así como
también puede utilizarse en la conservación de especies (Eaton et al., 2010), identificación de plagas
o en seguridad alimentaria.
Por otro lado, también se han propuesto varios proyectos de "ciencia ciudadana" en los que
estudiantes o público en general participan o elaboran proyectos de investigación utilizando el DNA
Barcoding. Así en el 2008, dos estudiantes del Trinity School de New York, analizaron las especies de
pescado que contenía el shushi de diversos establecimientos de la ciudad y descubrieron que 3/4 de
las pescaderías y 2/3 de los restaurantes no etiquetaban los productos correctamente
(http://phe.rockefeller.edu/barcode/sushigate.html). En la ciudad de New York, se celebra un
concurso de proyectos de investigación como parte del proyecto The Urban Barcode Project
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(http://www.urbanbarcodeproject.org/), en el que equipos formados por 2-4 estudiantes y un tutor
presentan sus proyectos de investigación, llevados a cabo aplicando el DNA Barcoding, para estudiar
la biodiversidad en parques y jardines, controlar las especies de animales y plantas invasoras o los
vectores de enfermedades infecciosas, identificar especies exóticas o en peligro de extinción en
alimentos o el etiquetado fraudulento en estos. Stoeckle et al. (2011) presentaron un estudio en el
que analizaban la composición de diferentes infusiones herbales comerciales utilizando el código de
barras de ADN para la identificación de sus componentes. Los resultados indicaban que 1/3 de las
infusiones analizadas contenían especies vegetales que no se indicaban en la etiqueta. En el grupo de
investigación, participaron 3 estudiantes del Trinity School de New York que procesaron parte de las
muestras en el comedor de su casa (TeaBOL: Tea Barcode of Life Project ).
Los ejemplos anteriores han inspirado este proyecto de fin de grado en el que se propone
una aplicación didáctica del DNA Barcoding para la asignatura de biología y geología del primer curso
de bachillerato. Siguiendo la metodología del DNA Barcoding se propone el desarrollo, durante el
período que cubre dos trimestres de un curso escolar, de parte de los conceptos incluidos en el
currículo de las Islas Baleares para la mencionada asignatura (Decreto 35/2015). La elección de la
técnica del DNA Barcoding, como punto de partida para el estudio de diversos conceptos de biología,
obedece a introducir a los alumnos en el conocimiento científico en un contexto de aprendizaje
actual y ligado a la vida cotidiana. El diagnóstico genético y los test de ADN se utilizan hoy día
habitualmente y los alumnos están familiarizados con ellos incluso a partir de las series de televisión.
Por tanto, esta técnica puede captar su interés desde el principio y la comprensión de estos análisis y
de sus múltiples aplicaciones puede permitir además, dar una visión transversal por el impacto ético
y legal que pueden tener. Por otro lado ayudaría al conocimiento biológico del entorno urbano y
rural cercano de los alumnos, contribuyendo a su valoración, respeto y cuidado. Proporciona
finalmente pautas para entender el dogma fundamental de la biología molecular y así comprender
mejor la herencia genética y sus implicaciones.
El proyecto que se presenta, consta de dos partes. La primera describe el proceso seguido
como proyecto piloto para la identificación de unos especímenes de invertebrados recogidos por
alumnos de primero de ESO del IES Guillem Sagrera de Palma. Todo el procesado de las muestras se
realizó en el laboratorio de Genética de la UIB. El objetivo era conocer y estudiar con detalle la
metodología a seguir para la identificación de especies mediante el código genético de barras y
evaluar la viabilidad de la realización de la técnica mencionada en un centro educativo público, con
las constricciones de infraestructura y financiación que se tienen actualmente. En la segunda parte,
se desarrolla una propuesta de aplicación didáctica para la asignatura de Biología y Geología del
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primer curso de bachillerato como aplicación del código de barras de ADN. La idea principal es que
conocer el proceso metodológico llevado a cabo para descubrir la diversidad de seres vivos que se
encuentran en las áreas verdes del centro educativo, mediante su identificación por los códigos de
barras de ADN, servirá como hilo conductor tanto a nivel conceptual como metodológico, para
construir los procesos de enseñanza y aprendizaje y en definitiva construir el conocimiento.
2. OBJETIVOS
El objetivo de este trabajo es estudiar la viabilidad del desarrollo de los contenidos de un
curso escolar siguiendo la metodología del código de barras de ADN, como propuesta de aplicación
didáctica para la asignatura de Biología y Geología del primer curso de bachillerato. Para ello se ha
planteado una primera fase experimental en el laboratorio para determinar si la técnica del código
de barras de ADN es una técnica sencilla para la identificación molecular de organismos y si sería
factible llevar a cabo esta técnica en un centro público de enseñanza secundaria.
Si los resultados de esta primera parte fuesen favorables se desarrollará una propuesta de
aplicación didáctica de la mencionada técnica en el desarrollo del currículo de la asignatura de
Biología y Geología del primer curso de bachillerato.
3. MATERIAL Y MÉTODOS
3.1. OBTENCIÓN DE LAS MUESTRAS
Las muestras de pequeños invertebrados se obtuvieron durante los meses de febrero y
marzo por los alumnos de primero de ESO del IES Guillem Sagrera de Palma de Mallorca, en las
proximidades del cementerio de la Vileta, el bosque de Bellver y las zonas verdes del centro
educativo. La recogida se realizó por muestreo directo, mediante la observación de los puntos de
presencia probable de organismos invertebrados como vegetación, debajo de piedras y troncos, y su
captura directa con ayuda de pinzas, manga entomológica o frasco aspirador (Figura 2). Las muestras
se conservaron sumergidas en etanol absoluto en viales de
plástico y guardados a -20 ºC hasta su procesamiento.
Los especímenes recogidos fueron identificados por
los alumnos hasta el nivel de clase con la ayuda de claves
dicotómicas. La identificación se completó por la autora del
trabajo en el laboratorio de la UIB con ayuda de varias guías de
campo y páginas web. En la tabla 1 se detallan las muestras Figura 2. Material utilizado en la recolección de las muestras
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estudiadas y su procedencia.
3.2. OBTENCIÓN DE TEJIDO
La obtención del tejido se realizó en el laboratorio. Para evitar la contaminación de las
muestras se utilizaron placas de Petri, bisturíes, pinzas y tubos de microcentrífuga (tipo Eppendorf)
esterilizados. Sobre una placa de Petri, con ayuda de bisturí y pinzas, se extrajo una pequeña porción
de tejido de cada muestra que dependiendo del espécimen consistió en varios apéndices, porciones
de músculo o el organismo entero. El tejido obtenido se guardó en tubos de microcentrífuga que se
mantuvieron congelados hasta su procesamiento. Con algunas de las muestras, el procesamiento se
inició a continuación de la obtención del tejido. En estos casos, se mantuvieron en una estufa a 37 ºC
durante 15 minutos, para la eliminación completa del etanol residual procedente de la conservación.
3.3. TRATAMIENTO DE LAS MUESTRAS
3.3.1. Extracción de ADN
La extracción del ADN de las muestras se realizó siguiendo el protocolo especificado en el kit
comercial utilizado, DNeasy© Blood & Tissue de Qiagen, que consta de cuatro etapas:
Digestión: en el tubo de microcentrífuga que contiene cada muestra, se añaden 180 µl de
tampón ATL y 20 µl de solución de proteinasa K. Se trituran las muestras con la ayuda de una
punta de pipeta, se homogeniza la muestra en un agitador vórtex y se le da un pulso de
centrífuga para asegurar que la muestra queda cubierta por los reactivos. Se incuban a 56 ºC
durante toda la noche.
Adsorción del ADN: sobre las muestras ya lisadas se añaden 400 µl de la mezcla formada
por tampón AL y etanol 100% a partes iguales. El contenido de los tubos de microcentrífuga
Código Nombre científico Procedencia Código Nombre científico Procedencia
TFG 01 Muscina prolapsa IES TFG 13 Lithobius sp. Vileta
TFG 02 Helix aspersa IES TFG 14 Hebecnema fumosa Vileta
TFG 03 Apis mellifera IES TFG 15 Himantarium sp. Vileta
TFG 04 Crematogaster scutellaris IES TFG 16 Loboptera decipiens Vileta
TFG 05 Trixoscelis mendezabali IES TFG 17 Lycosidae Vileta
TFG 06 Thaumetopoea pytiocampa IES TFG 18 Vanessa Atalanta Bellver
TFG 07 Armadillo officinalis (juvenil) IES TFG 19 Tudorella ferruginea Bellver
TFG 08 Chrysolina peregrina Vileta TFG 20 Reticulitermes sp. Bellver
TFG 09 Scolopendra oraniensis Vileta TFG 21 Araneae Bellver
TFG 10 Salticidae Vileta TFG 22 Empoasca sp. Bellver
TFG 11 Opiliones Vileta TFG 23 Oxythyrea funesta Bellver
TFG 12 Armadillo officinalis Vileta TFG 24 Thomisus onustus Bellver
Tabla 1. Código, nombre científico y procedencia de las muestras estudiadas.
IES: IES Guillem Sagrera
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se dispensa sobre una columna de centrifugación (spin column) y se centrifugan 1 min a 8000
r.p.m. Se descarta la fase líquida.
Lavado: sobre la columna de centrifugación se dispensan 500 µl de tampón AW1, se
centrifuga durante un minuto a 8000 r.p.m. y se descarta el filtrado. Se añaden 500 µl de
tampón AW2 sobre la columna de centrifugación, se centrifuga durante 3 minutos a 14.000
r.p.m., y se descarta el filtrado.
Elución: se dispensan 150 µl de tampón de elución (AE) sobre la membrana de la columna de
centrifugación, se incuba 1 minuto a temperatura ambiente y se centrifuga 1 minuto a 8000
r.p.m. Se obtiene la primera elución (E1). Se repite este paso para completar la elución del
ADN obteniendo la segunda elución (E2).
Finalizada la extracción, se cuantifica el ADN obtenido en las eluciones E1 y E2 en un
espectrofotómetro Nanovueplus® (GE Healthcare)
3.3.2. Amplificación del fragmento del gen citocromo oxidasa subunidad 1(COI) por
PCR
Para la amplificación del fragmento de ADN que nos interesa, de unas 700pb (pares de
bases), del gen mitocondrial que codifica para la subunidad I de la enzima citocromo c oxidasa (COI),
se han utilizado los cebadores estándar denominados LCO 1490 (5'-
GGTCAACAAATCATAAAGATATTGG-3' (forward)) y HCO 2198 (5'- TAAACTTCAGGGTGACCAAAAAATCA-
3' (reverse)) (Folmer, 1994).
La reacción en cadena de la polimerasa (PCR) se llevó a cabo en un termociclador (G-storm)
con un volumen total de 25 µl que contenía, 1 µl de muestra, 1,75 µl de MgCl2 (Bioline), 1 µl de
dNTP’s (QIAGEN®), 0,5 µl de cada cebador, LCO 1490 y HCO 2198, 0,05 µl de Taq ADN polimerasa
(BioTaqTM DNA Polymerase. Bioline), 2,5 µl de tampón de reacción (Bioline) y 17,7 µl de agua
ultrapura tipo I (Milli-Q®) (tabla 2).
MIX PCR HCO/LCO (µl) x 1 µl muestra
MgCl2 (50 mM) 1,75 dNTP’s (10 mM) 1
LCO 1490 (10 µM) 0,5
HCO 2198 (10 µM) 0,5
Taq DNA polimerasa (5u/ µl) 0,05
Tampón (10x) 2,5
H2O 17,7
Tabla 2. Reactivos utilizados en la PCR con LCO 1490 y
HCO 2198
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Las condiciones de la amplificación consistieron en una fase inicial de desnaturalización de 5
minutos a 96 ºC, seguido de 35 ciclos de 30 s a 96 ºC (desnaturalización), 30 s a temperatura de
hibridación (48 ºC) y 1 minuto a 72 ºC (elongación), seguidos de una fase final de elongación a 72 ºC
durante 10 minutos.
3.3.3. Comprobación de la amplificación del gen COI
Para comprobar en qué productos de la PCR se ha amplificado el gen COI correctamente, se
realizó una electroforesis en gel de agarosa al 1% (p/v), utilizando un marcador de peso molecular de
1 kb.
El gel de agarosa al 1% (p/v) se preparó disolviendo en un matraz Erlenmeyer, 1,5 g de
agarosa en 150 ml de tampón TAE 10x, calentando la mezcla hasta su completa disolución. Después
de enfriar la mezcla bañando el matraz externamente con agua fría, se añaden 3 gotas de bromuro
de etidio (0,5 µg/ml), se vierte la solución sobre un molde de 15 cm x 20 cm y se dejó enfriar hasta su
solidificación.
Se prepararon las muestras para la electroforesis añadiendo 1µl de tampón de carga a 4 µl de
muestra (producto de PCR). Una vez solidificado el gel de agarosa se coloca en una cubeta de
electroforesis que contiene tampón TAE 10x y se siembran las muestras y el marcador de peso
molecular. Se realizó la electroforesis con un voltaje de 95 v durante 25 minutos.
3.3.4. Purificación de los productos de PCR
La purificación de los productos obtenidos en la PCR se realizó siguiendo el protocolo del kit
comercial utilizado, MSB® Spin PCRapace (Stratec Molecular). A los productos obtenidos de la PCR
que presentaron una banda para el gen COI en la electroforesis, se le añadieron 250 µl de tampón de
adhesión. Esta mezcla se dispensó sobre una columna de centrifugación (spin column) montada
sobre un tubo colector y se centrifugaron 3 minutos a 12000 r.p.m. Se descartó el tubo colector con
el filtrado y la columna de centrifugación se pasó a un tubo Eppendorf nuevo. Sobre la membrana de
la columna de centrifugación se dispensaron 20 µl de tampón de elución. Se mantuvieron 5 min a
temperatura ambiente y se centrifugaron durante un minuto a 10000 r.p.m. Se descartó la columna
de centrifugación y se conservó el filtrado. Se midió la concentración de ADN en las muestras
purificadas en un espectrofotómetro Nanovueplus® (GE Healthcare).
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3.3.5. Preparación de las muestras para la secuenciación de la región COI
Para la preparación de la reacción de secuenciación de la región del COI de las muestras, se
utilizó el kit BigDye® Terminator v 3.1 Cycle Sequencing (Applied Biosystems). Para la amplificación
de ambas cadenas del gen COI, se preparó una mezcla con los reactivos especificados en la tabla 3. El
volumen final de reacción fue de 10 µl añadiendo 1 µl de muestra.
Tabla 3. Reactivos utilizados en la PCR para la secuenciación del COI
MIX reacción de secuenciación (µl)
LCO 1490 HCO 2198 Tampón Bigdye (5x) 1,2 1,2
Cebador (10 µM) 0,2 0,2
Bigdye terminator 0,6
0,6
H2O 7 7
La reacción en cadena de la polimerasa PCR se llevó a cabo en un termociclador Thermal
cycler (Applied Biosystems) siguiendo la condiciones de amplificación especificadas por el fabricante
del kit comercial utilizado: una fase inicial de 3 minutos a 94 ºC, seguido de 25 ciclos de 10 s a 96ºC, 5
s a 50 ºC y 4 min a 60 ºC.
Para la purificación de los productos de la PCR anterior, se llevó a cabo la precipitación del
DNA obtenido. A cada muestra se le añadió 50 µl de etanol 100% (v/v) y 2 µl de acetato de sodio
3mM y pH 5,2. Se centrifugaron 30 minutos a velocidad máxima (14000 r.p.m.) y se retiró el
sobrenadante. A continuación se añadieron 100 µl de etanol al 70% (v/v) y se centrifugaron 15
minutos a velocidad máxima. Se retiró nuevamente el sobrenadante y se eliminaron los restos de
etanol manteniendo las muestras durante 15 minutos en una bomba de vacío. Las muestras (pellets)
se mantuvieron congeladas hasta el momento de enviarlas, para su secuenciación, a los Servicios
Cientificotécnicos de la UIB. La secuenciación se realizó en un analizador genético ABI 3130
(Applied Biosystems). Antes de cargar las muestras se añadieron 20 µl de agua ultrapura tipo I.
Figura 3. Cromatograma obtenido en la secuenciación de la muestra TFG 17
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3.4 TRATAMIENTO DE DATOS
Los cromatogramas de las secuencias de nucleótidos obtenidos se editaron con el programa
CodonCode Aligner v. 5.0 (CodonCode Corporation, www.codoncode.com). Este programa permite
ensamblar las secuencias directa e inversa de cada muestra y editarlas para obtener una secuencia
consenso definitiva. A continuación se eliminaron los cebadores de todas las secuencias. Las
secuencias consenso así obtenidas, se compararon con las existentes en la base de datos del Barcode
of Life Database (BOLD) (Ratnasingham y Hebert, 2007) y del GenBank® (Benson et al, 2005)
cargándolas en su sistema de identificación en formato FASTA a través del programa BLAST® (Basic
Local Alignment Search Tool (Madden, 2002)). Se consiguió así la identificación de las especies a
partir de las secuencias de nucleótidos del gen COI obtenidas para cada caso y el porcentaje de
similitud con las secuencias registradas en estas bases de datos. Para mostrar las relaciones
filogenéticas entre las secuencias de nucleótidos obtenidas de las muestras estudiadas y las
existentes en las bases de datos que presentaban mayor similitud con las mismas, se elaboraron sus
árboles filogenéticos con el programa MEGA7 (Kumar et al., 2016) siguiendo el método Neighbor-
Joining (Saitou y Nei, 1987) y validándose con el test Bootstrap para 500 réplicas (Felsenstein, 1985).
Las secuencias se alinearon previamente con el programa MAFFT v.7 (Katoh et al., 2013) y se
editaron con el programa BioEdit Sequence Alignment Editor (Hall, 1999).
Los árboles filogenéticos construidos para cada muestra pueden consultarse en el Anexo I.
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
La utilización de la técnica del código de barras de ADN ha permitido la identificación de 15
muestras de las 24 recogidas, en 11 de ellas hasta el nivel de especie.
Inicialmente, de las 24 muestras de partida, en 17 se consiguió amplificar el gen COI
utilizando la misma temperatura de hibridación para todas ellas y con concentraciones variables de
ADN comprendidas entre 8,2 ng/µl y 84,0 ng/µl. El resultado podría haberse mejorado probando
diferentes temperaturas de hibridación en la PCR y diferentes concentraciones de ADN hasta
conseguir una amplificación del gen COI. No se ha hecho debido a que uno de los objetivos de este
trabajo era realizar todo el proceso metodológico para comprobar si es factible realizarlo, con los
medios existentes, en un centro educativo. Dado que es difícil que un centro disponga de un
termociclador y por tanto, se puedan realizar todos los ciclos necesarios para conseguir amplificar el
gen COI en todas las muestras, se trataba de ver los resultados obtenidos realizando el proceso de la
manera más simple posible.
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Se continuó trabajando con las 17 muestras en las que se había amplificado el gen COI para
obtener las secuencias de nucleótidos del mismo y se obtuvieron secuencias de calidad en 15 de
ellas. En la muestra TFG 09 no se obtuvieron secuencias de calidad posiblemente debido a la baja
concentración de ADN (8,2 ng/ µl). En la muestra TFG 10 se observaba duplicidad de la señal, esto
podría ser debido a la amplificación simultánea de otros fragmentos de ADN existentes en la
muestra, procedentes de parásitos, contaminación, etc.
Comparando las secuencias obtenidas con las existentes en las bases de datos del BOLD y
GenBank® se obtuvieron los resultados mostrados en la tabla 4. En 11 de ellas, el porcentaje de
similitud obtenido con la primera especie más cercana fue del 99 % o superior por lo que puede
considerarse que la identificación es sólida a no ser que haya una especie muy afín a las mismas que
todavía no haya sido analizada o registrada en las bases de datos consultadas.
De las otras cuatro muestras, la muestra TFG 04, al construir su árbol filogenético, aparece
como una especie hermana a Crematogaster scutellaris con un valor de bootstrap de 100. Si como en
la mayoría de estudios filogenéticos, tenemos en cuenta que un valor de bootstrap de 70 o superior
se considera estadísticamente fiable y da solidez a la asociación, podría considerarse confirmada la
identidad de la muestra TFG 04 como C. scutellaris, como así se había determinado inicialmente con
las guías de campo.
La muestra TFG 13, se ha identificado como Lithobius sp. y no se ha podido determinar la
especie, puesto que en las bases de datos consultadas, la secuencia de nucleótidos estudiada
presentaba porcentajes de similitud parecidos entre cuatro especies: L. stygius, L. borealis, L. latro y
L. curtipes y su árbol filogenético tampoco ofrecía más información.
Una situación parecida se ha producido con la muestra TFG 20, Reticulitermes sp., en la que
no ha podido concretarse la especie ni en las bases de datos, ni con su árbol filogenético, a pesar de
su identificación inicial, con guías de campo, como Reticulitermes lucifugus.
La muestra TFG 17, se ha identificado como una especie de la familia Lycosidae. Tanto en las
bases de datos, con un porcentaje de similitud del 98 % (BOLD) y 95 % (GenBank®), como en su árbol
filogenético (bootstrap de 94) es muy probable que se trate de Hogna radiata o de otra especie muy
cercana pero no se ha concretado por no haber sido posible su identificación con las guías de campo.
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5. CONCLUSIÓN
Con los resultados observados podemos concluir que la metodología del código de barras de
ADN es una técnica sencilla para la identificación molecular de organismos, puesto que se
identificaron el 63 % por ciento de las muestras estudiadas. Además sería posible llevarla a cabo en
un centro educativo si se dispusieran del equipo y material necesarios, siendo esto último el factor
limitante para poder llevar a cabo la técnica del código de barras de ADN en el centro educativo.
De las etapas que han de realizarse en el proceso, todas salvo las PCR, y la obtención de la
secuencia de nucleótidos, podrían llevarse a cabo en un laboratorio de un centro educativo si
dispusiera de los medios adecuados. Las etapas inviables, lo son debido al elevado coste del equipo o
los reactivos utilizados y por tanto habría que recurrir a algún servicio técnico que las realizase.
Código Nombre Científico Primera Especie Similitud (%) Segunda Especie Similitud (%)
TFG 01 Muscina prolapsa Muscina prolapsa 99,82 Muscina stabulans 90,3
TFG 03 Apis mellifera Apis mellifera 99,84 Apis mellifera 99,82
TFG 04 Crematogaster scutellaris Crematogaster scutellaris 95,73 Crematogaster schmidti 89,16
TFG 05 Trixoscelis mendezabali Trixoscelis marginella 89,81 Trixoscelis fumipennis 89,67
TFG 06 Thaumetopoea pytiocampa Thaumetopoea pytiocampa 99,83 Thaumetopoea wilk insoni 92,3
TFG 12 Armadillo officinalis Armadillo officinalis 100 Haloniscus sp. 82,37
TFG 13 Lithobius sp. Lithobius stygius 83,09 Lithobius borealis 82,88
TFG 14 Hebecnema fumosa Hebecnema fumosa 100 Hebecnema nigricolor 94,75
TFG 17 Lycosidae Hogna radiata 97,84 Alopecosa kochi 91,89
TFG 18 Vanessa atalanta Vanessa atalanta 100
TFG 19 Tudorella ferruginea Tudorella ferruginea 100 Tudorella sulcata 91,65
TFG 20 Reticulitermes sp. Reticulitermes grassei 94,62 Reticulitermes lucifugus 94,27
TFG 22 Empoasca pteridis Empoasca pteridis 99,46 Empoasca vitis 98,21
TFG 23 Oxythyrea funesta Oxythyrea funesta 99,44 Protaetia cuprea 87,84
TFG 24 Thomisus onustus Thomisus onustus 99,3 Dolomedes senilis 89,8
Código Nombre Científico Primera Especie similitud (%) Segunda Especie similitud (%)
TFG 01 Muscina prolapsa Muscina prolapsa 99 Muscina stabulans 90
TFG 03 Apis mellifera Apis mellifera 99 Apis mellifera intermissa 99
TFG 04 Crematogaster scutellaris Crematogaster scutellaris 95 Crematogaster lineolata 85
TFG 05 Trixoscelis mendezabali Trixoscelis mendezabali 99 Trixoscelis fumipennis 89
TFG 06 Thaumetopoea pytiocampa Thaumetopoea pytiocampa 99 Thaumetopoea wilk insoni 92
TFG 12 Armadillo officinalis Armadillo officinalis 97 Mongoloniscus sinensis 80
TFG 13 Lithobius sp. Lithobius latro 84 Lithobius curtipes 83
TFG 14 Hebecnema fumosa Hebecnema fumosa 100 Hebecnema nigricolor 95
TFG 17 Lycosidae Hogna radiata 95 Varacosa avara 91
TFG 18 Vanessa Atalanta Vanessa atalanta 100 Vanessa abyssinica 95
TFG 19 Tudorella ferruginea Tudorella ferruginea 99 Tudorella sulcata 91
TFG 20 Reticulitermes sp. Reticulitermes grassei 95 Reticulitermes speratus 94
TFG 22 Empoasca pteridis Empoasca sp. 99 Empoasca fabae 88
TFG 23 Oxythyrea funesta Oxythyrea funesta 99 Protaetia cuprea 88
TFG 24 Thomisus onustus Dolomedes senilis 89 Thomisus spectabilis 89
A. BOLD
B. GenBank®
Tabla 4. Resultados de similitud entre las secuencias obtenidas en el estudio y las
existentes en las bases de datos del BOLD (A) y en GenBank (B)
13
En la tabla 5 se presenta una estimación del presupuesto necesario para la adquisición del
equipo, material de laboratorio y reactivos que han de utilizarse en el procedimiento a seguir y que
habitualmente no se tienen en un centro público de enseñanza secundaria. También se han incluido
los gastos que supondrían la realización de las PCR y secuenciación por un servicio técnico de biología
molecular.
La inversión económica necesaria para poner en marcha el proyecto haría muy difícil la
implementación del mismo. No obstante cabría la posibilidad de ir desarrollando el proyecto a lo
largo de varios cursos académicos o plantear un proyecto multicéntrico de acuerdo con la Conselleria
d’Educació i Universitat.
Una vez subsanados los obstáculos económicos, sería factible la aplicación de la metodología
del código de barras de ADN en la identificación de especímenes animales y vegetales y a partir de
este proceso, desarrollar gran parte de los contenidos incluidos en el currículo de la asignatura de
Biología y Geología del primer curso de bachillerato.
6. PROPUESTA DE APLICACIÓN DIDÁCTICA: DESCUBRIENDO LA
BIODIVERSIDAD DE NUESTRO ENTORNO MEDIANTE EL CÓDIGO DE
BARRAS DE ADN
6.1 INTRODUCCIÓN
La propuesta de aplicación didáctica que se presenta trata de concretar, siguiendo como eje
conductor la metodología del código de barras de ADN, los elementos que determinan los procesos
de enseñanza y aprendizaje de la asignatura Biología y Geología del primer curso de bachillerato
A. Equipo Precio (€) B. Material Fungible Precio (€)
Micropipeta 0,1-2,5µL Easy 40+ LABBOX 75 Puntas de micropipeta 100-1000 µL LABBOX 4,68
Micropipeta 10-100µL Easy 40+ LABBOX 75 Puntas de micropipeta 1-200µL LABBOX 3,9
Micropipeta 100-1000µL Easy 40+ LABBOX 75 Puntas de micropipeta 0,1-10µL LABBOX 4,07
Microcentrifuga MC15K LBX Instrumentals 689,68 Microtubos centrífuga 1,5mL LABBOX 21,16
Kit básico electroforesis Bioted 495 DNeasy© Blood & Tissue Qiagen 301,29
DNA Barcode Amplification &
Electrophoresis Kit with
CarolinaBLU™ Stain
Carolina
Biological Supply
Company
421,08
Total 1409,68 MSB Spin PCRapace Stratec Molecular 112
C. Servicio técnico
PCR 88 Total 868,18
Secuenciación (10 muestras) 70
Total 158 Total A+B+C 2435,86
Tabla 5. Presupuesto estimado del equipo, material fungible y servicio técnico necesarios para
llevar a cabo la metodología del código de barras de ADN.
14
definidos por la Ley Orgánica 8/2013, de 9 de diciembre, para la mejora de la calidad educativa
(LOMCE) y regulados por el Decreto 35/2015, de 15 de mayo, por el cual se establece el currículo de
bachillerato en las Islas Baleares.
La asignatura Biología y Geología forma parte del grupo de asignaturas troncales opcionales
del primer curso de bachillerato de ciencias y, según aparece en el currículo de la misma (Decreto
35/2015), esta asignatura permite a los alumnos “consolidar los conocimientos y destrezas en
ciencias, así, como completar su formación para que sean ciudadanos responsables, respetuosos con
ellos mismos, los demás y el medio ambiente y capaces de tener criterios propios y de mantener el
interés por aprender y descubrir”.
En el presente trabajo se concretarán los elementos del currículo relacionados con los
contenidos de biología de la asignatura mencionada, y que pueden relacionarse de alguna forma con
la aplicación del código de barras de ADN para la identificación de organismos vivos. No se incluirá el
desarrollo de los contenidos de geología de la asignatura de Biología y Geología del primer curso de
bachillerato por estar más apartados del eje conductor elegido.
6.2 CONTEXTUALIZACIÓN DE LA PROPUESTA DE APLICACIÓN DIDÁCTICA
El currículo de la asignatura biología y geología del primer curso de bachillerato (Decreto
35/2015) destaca que, al ser la biología y la geología ciencias que estudian la naturaleza, su
contenido ha de relacionarse con el entorno más cercano a los alumnos. Por ello, se ha elegido para
el desarrollo de la programación didáctica, la identificación de organismos vivos, procedentes del
entorno cercano de los alumnos, mediante el uso de sus códigos de barras de ADN.
Así, los contenidos de esta asignatura se irán trabajando en el orden que permita a los
alumnos, entender y aplicar la metodología del DNA Barcoding para la identificación de especímenes
animales y vegetales recogidos en su entorno cercano, como pueden ser, las zonas verdes del centro
educativo o de los alrededores. Este trabajo en el medio natural permitirá que los alumnos conozcan
los ecosistemas característicos, la flora y la fauna propias de las Islas Baleares y así apreciar el valor
del entorno natural. Así mismo, les permite conocer los principales problemas ambientales, asumir el
impacto de las actividades humanas y fomentar actitudes que conduzcan a proteger su entorno.
15
6.3 PLANIFICACIÓN DOCENTE
Los objetivos formalizados en el documento prescriptivo del currículo (Decreto 35/2015) y su
relación con las competencias básicas, contenidos (se indica la unidad didáctica (UD) en la que se
trabajarán) y los criterios de evaluación, pueden consultarse en el Anexo II. Tabla II a
6.3.1 Selección y secuenciación de los contenidos
De los contenidos especificados en el currículo de la asignatura de biología y geología del
primer curso de bachillerato (Decreto 35/2015), se han seleccionado aquellos que podrían
relacionarse con la comprensión y aplicación de la metodología seguida para la identificación de
organismos vivos mediante su código de barras de ADN. Estos contenidos, se han reorganizado y
secuenciado de manera que permitan a los alumnos entender y aplicar la metodología señalada.
Puede consultarse la organización de los contenidos en unidades didácticas en el Anexo II. Tabla II b
En la figura 4, se presenta un esquema de la progresión del desarrollo de los contenidos
seleccionados, indicando la unidad didáctica en la que se trabajarán. Se propone comenzar con los
conceptos que hacen referencia a realidades macroscópicas, más cercanas y conocidas por los
alumnos, y acabar con el desarrollo de aquellos conceptos relativos a realidades microscópicas, más
lejanas y difíciles de concretar por los alumnos.
Así, comenzando con el estudio de los biomas, ecosistemas y biodiversidad se conseguiría la
introducción al tema que nos ocupa: el estudio de la biodiversidad del entorno cercano a los
alumnos. La aplicación práctica de esta UD, consistiría en la recolección de muestras de organismos
invertebrados y vegetales existentes en las zonas verdes del centro educativo o zonas próximas.
16
Figura 4. Secuenciación de los contenidos. Se señalan las distintas unidades didácticas (UD) en diferentes colores
17
Se continuará con las funciones que definen a los seres vivos y las adaptaciones que estos
experimentan según el medio en el que viven, como ejemplo práctico podrían estudiarse las
muestras recogidas, para trabajar después, en la tercera unidad didáctica, los contenidos
relacionados con los niveles de organización, dejando para la unidad didáctica 4, la organización
celular, así como el ciclo celular.
En la unidades didácticas 5 y 6 se desarrollarán los contenidos relativos a la estructura y
función de los bioelementos y biomoléculas, prestando especial atención a la molécula del ADN,
clave para la identificación de los especímenes recolectados. Se llevará a cabo la metodología del
código de barras de ADN como actividad práctica de laboratorio.
Por último, para el desarrollo de la UD 7, “Las plantas: Funciones y adaptaciones al medio”,
se propondrá a los alumnos el diseño y aplicación (si fuera económicamente posible) de un proyecto
para el estudio de muestras de especímenes vegetales recogidos, nuevamente, en las zonas verdes
del centro educativo o zonas próximas. Actividad con la que podrán aplicar todo lo aprendido.
6.3.2 Temporalización
Las unidades didácticas se desarrollarán a lo largo de dos trimestres distribuidas como se
indica en la figura 5.
Figura 5. Distribución temporal de las unidades didácticas
18
6.4 METODOLOGÍA DIDÁCTICA
Tal y como propone la LOMCE, las actividades educativas en el bachillerato han de favorecer
la capacidad del alumno para aprender por sí mismos, para trabajar en equipo y para aplicar los
métodos de investigación apropiados. Para ello se planteará una metodología activa, haciendo
partícipe al alumno de la construcción de su aprendizaje. Partiendo de lo que el alumno ya sabe, pues
en algunos de los temas tratados se repiten ciertos aspectos ya trabajados en la educación
secundaria obligatoria, se irá redescubriendo el tema, ampliando y desarrollando los contenidos de
manera gradual y ordenada, según los va necesitando el alumno. Para conseguir más implicación y
motivación de los alumnos, se relacionarán los temas con aspectos de su entorno y se pondrá énfasis
en las implicaciones sociales de estos nuevos conocimientos.
Se utilizarán las tecnologías de información y comunicación (TIC) para facilitar el proceso de
recopilación, organización y transmisión de los nuevos conocimientos. Para que los alumnos
consoliden sus destrezas en relación a la metodología científica y el trabajo colaborativo en equipo,
se plantearán actividades de trabajo experimental en el laboratorio y en el medio natural, donde los
alumnos trabajarán en pequeños grupos, para observar fenómenos, formular hipótesis, comprobarlas
y elaborar informes con los datos recopilados. En el desarrollo de las actividades de aprendizaje se
aplicarán las estrategias de la investigación científica: planteamiento de problemas, formulación de
hipótesis, búsqueda de información, elaboración de estrategias de resolución, diseño y montajes
experimentales, análisis y comunicación de resultados.
En las unidades didácticas se describirán el conjunto de actividades de enseñanza que ha de
realizar el docente y las actividades de aprendizaje que ha de realizar el alumno y que le posibilitan
alcanzar las competencias establecidas en los objetivos de aprendizaje.
Para ello las actividades planteadas seguirán ciclo de aprendizaje constructivista propuesto
por Sanmartí (2000) que consta de cuatro fases: exploración de las ideas previas (fase I), introducción
de nuevos contenidos (fase II), estructuración de los conocimientos (fase III), y aplicación del
conocimiento (fase IV). Esta secuencia determina los diferentes tipos de actividades: iniciales (fase I),
desarrollo (fases II y III) y de síntesis (fase IV).
En este trabajo se desarrolla la secuencia didáctica correspondiente a la unidad didáctica 6.
19
6.5 EVALUACIÓN
Los criterios de evaluación recogidos en el currículo de bachillerato de las Islas Baleares se
han concretado en el anexo II, tabla II a.
La evaluación será continua y se tendrá en cuenta el progreso del alumno en relación a la
formación adquirida en la asignatura de Biología y Geología. La evaluación continua se realizará en
diferentes momentos (Sanmartí, 2007): evaluación inicial y diagnóstica, al comienzo de curso,
evaluación formativa, durante del desarrollo de la unidad didáctica y evaluación final y sumativa al
final de cada unidad didáctica.
Se utilizarán matrices de valoración (rúbricas) para evaluar los productos de las actividades:
exposiciones orales, participación en debates, trabajos en grupo….
6.6 DESARROLLO DE LA UNIDAD DIDÁCTICA 6: Biomoléculas II. ADN i
proteínas
6.6.1 Introducción
Esta unidad didáctica se inicia con la identificación de los conocimientos previos que poseen
los estudiantes acerca de los ácidos nucleicos, proteínas y biotecnología para posteriormente
desarrollar una serie de competencias que les ayudarán a la adquisición de nuevos conceptos y
técnicas de experimentación.
Por otro lado se pretende recrear el procedimiento del método científico a partir de una
situación real propuesta por el profesor (la identificación de las muestras de organismos
invertebrados recogidas por los alumnos al inicio del curso) para contribuir al desarrollo de
competencias que les ayudarán a la adquisición de nuevos conocimientos y técnicas de
experimentación.
6.6.2 Planificación docente
En la tabla 6 se presentan los elementos curriculares de la unidad didáctica 6: objetivos,
contenidos, criterios de evaluación, temporización y recursos.
20
UNIDAD DIDÁCTICA 6. Biomoléculas II. Ácidos nucleicos y proteínas.
Objetivo general
Conocer la relación entre la estructura y las funciones biológicas de los ácidos nucleicos y las proteínas y las aplicaciones en la sociedad derivadas de los avances en este campo de conocimiento.
Objetivos específicos
Identificar las ideas previas de los estudiantes sobre la biotecnología y sus aplicaciones.
Conocer las características de los ácidos nucleicos y de las enzimas (proteínas), que los convierten en las moléculas clave para el desarrollo de la vida.
Estimular la argumentación escrita a través de la lectura de artículos de divulgación de conocimientos científicos.
Relacionar conceptos de biología con la biotecnología.
Promover el pensamiento crítico de los alumnos ante los usos de las nuevas técnicas biotecnológicas.
Conocer y aplicar las técnicas experimentales utilizadas en la metodología del código genético de ADN: extracción del ADN de tejidos animales, PCR, electroforesis, secuenciación de ADN.
Contenidos
Conceptuales
Características y funciones de los ácidos nucleicos y las proteínas.
Identificación de organismos vivos mediante su código de barras de ADN:
o Extracción del ADN o Amplificación del ADN por PCR o Electroforesis en gel de agarosa o Secuenciación del ADN o Análisis de las secuencias de ADN: bioinformática
Procedimentales
Búsqueda e interpretación de información sobre temas científicos
Debates sobre temas científicos
Elaboración de mapas conceptuales que sinteticen los conceptos aprendidos
Aplicación del método científico
Interpretación de situaciones de la vida cotidiana relacionadas con conceptos estudiados
Precisión, orden y claridad en el tratamiento de datos y presentación de resultados
Actitudinales
Cooperación responsable en el trabajo en grupo
Reconocimiento de la utilidad práctica del conocimiento científico
Respeto a las conclusiones obtenidas por los compañeros
Valoración de las aportaciones de los avances científicos en la mejora de la calidad de vida
Criterios de evaluación
Relacionar el papel de los biocatalizadores con su mecanismo de acción, justificar la necesidad de estos en las reacciones biológicas y explicar la composición, estructura y funciones de los ácidos nucleicos.
Interpretar procesos biológicos mediante modelos adecuados
Aplicar las técnicas de laboratorio estudiadas.
Describir y aplicar las etapas del método científico seguido en la identificación de los organismos vivos recogidos.
Temporización 18 sesiones de 55 minutos
Recursos
Libros de texto
Ordenadores con acceso a internet.
Kits comerciales para la aplicación de la metodología del código genético de ADN (se especifican en la actividad correspondiente).
Material de laboratorio (se especifica en la actividad correspondiente)
Tabla 6. Resumen de los elementos curriculares que se considerarán en la unidad didáctica 6
21
6.6.3 Desarrollo de la unidad didáctica
A continuación se describen las distintas etapas de desarrollo de la unidad didáctica. La
evaluación se incluye en todas las fases como un proceso continuo.
I. Exploración. Se proponen actividades que permitan descubrir los conocimientos previos que
poseen los estudiantes para así identificar los diferentes puntos de partida y poder regular el
aprendizaje de los alumnos. Además, se intentará despertar la curiosidad de los alumnos y así
motivarlos para adquirir nuevos conocimientos.
a) Objetivos:
Identificar las ideas previas de los estudiantes sobre los ácidos nucleicos y
proteínas.
Estimular la argumentación escrita a través de la lectura de textos que
contienen conocimientos relacionados con la ciencia y la elaboración de las
actividades requeridas.
Relacionar conceptos que se trabajarán a lo largo de la unidad didáctica con
situaciones de la vida cotidiana.
b) Actividades: se propone la lectura del artículo de prensa “El primer hongo con un
cromosoma sintético se acerca a la vida artificial “ Nuño Domínguez 27/03/2014
(http://esmateria.com/2014/03/27/el-primer-hongo-con-un-cromosoma-sintetico-
seacerca-la-vida-artificial/).
La lectura se realizará en grupos integrados por tres alumnos. Terminada la lectura,
se proponen una serie de actividades, que tienen como objetivo estimular la
argumentación escrita del alumno.
A. Después de la lectura del artículo realiza las siguientes actividades
1. Poner un título nuevo al artículo.
2. Hacer un resumen en 5 líneas.
3. Realizar un mapa conceptual del escrito.
4. Leer atentamente el texto y subrayar los conceptos que se mencionan.
5. Definir: biotecnología, genoma, cromosoma, ADN
6. ¿Cuáles son las técnicas genéticas actuales que se citan en el texto?
7. ¿Cuál es la idea principal que expone el texto? ¿Qué informaciones que
no son dadas por el artículo son necesarias para comprenderlo?
8. Enumera las palabras que no entiendas
22
9. ¿Qué ideas nuevas te aporta el texto? ¿Esa información puede ser
verificada?
B. Poner en común las respuestas de los distintos grupos.
C. Plantear un debate en clase a partir de la discusión de la siguiente pregunta:
¿Crees que es realmente beneficioso para nosotros el poder crear genes
sintéticos?
La actividad completa puede consultarse en el Anexo III a
c) Evaluación. Se recogerán los cuestionarios elaborados por los alumnos y se analizarán
antes de la siguiente clase para comprobar la comprensión de los conceptos discutidos.
II. Introducción de nuevos conocimientos. Se trata de enlazar lo que el alumno ya sabe con los
nuevos conocimientos que adquirirá durante el desarrollo de la unidad didáctica.
a) Objetivos:
Conocer las características de los ácidos nucleicos y de las proteínas, que los
convierten en las moléculas clave para el desarrollo de la vida.
Conocer las técnicas experimentales utilizadas en la metodología del código
genético de ADN: PCR, electroforesis, secuenciación de ADN.
b) Actividades: preparación de una exposición oral en grupos de tres personas. Cada grupo
elegirá uno de los apartados propuestos (tabla 7) y expondrá su trabajo al resto del
grupo-clase. Para la búsqueda de información podrán utilizarse los libros de texto, los
enlaces especificados en cada apartado u otros que el alumno considere oportunos.
1. Introducción 2. Replicación 3. Transcripción
Genoma Replicación 1 Transcripción
Proyecto Genoma humano Replicación2 Transcripción 1
Fases del proyecto Genoma Humano
Replicación 3 Transcripción 2
Línea del tiempo genética y genómica
Tutorial sobre la replicación Transcripción 3
Juego crear un gen
From gene to ptotein
Transcripción eucariotas y procariotas
Tabla 7. Temas y enlaces web sugeridos para la actividad de la fase II
23
Tabla 7. Temas y enlaces web sugeridos para la actividad de la fase II (continuación)
4. Traducción del mensaje 5. Técnicas de laboratorio 6. Identificación de especies.
Síntesis de proteínas 1 a) PCR Bioinformática
Síntesis de proteínas 2 Animación PCR Bases de datos biológicas
Síntesis de proteínas 3 The PCR song Bases de datos de secuencias
Los aminoácidos The PCR song Lyrics Práctica Blast
Funciones de las proteínas
b) Electroforesis en gel de agarosa
Alineamiento de secuencias
Animación electroforesis Alineamientos múltiples
Simulación electroforesis Ensamblaje de secuencias
Simulación electroforesis (esp) Análisis de filogenias
Laboratorio virtual electroforesis
c) Secuenciación de ADN
Introducción secuenciación
Secuenciación Sanger 1 Laboratorio secuenciación
c) Evaluación. Se evaluará y calificará la presentación (calificación grupal) y la exposición
oral (calificación individual). Cada parte representa el 50% de la calificación final.
III. Sistematización. Actividades de síntesis que permitirán al alumno recopilar los nuevos
conocimientos introducidos en el apartado anterior
a) Objetivos:
Aclarar y afianzar los conceptos introducidos en el apartado II.
b) Actividades:
1. Ir a la página http://learn.genetics.utah.edu/es/ y realizar las actividades siguientes:
a) Construir una molécula de ADN
b) Transcribir y traducir un gen
Después de realizar las actividades, redacta una explicación de lo que has hecho.
2. Responde las siguientes preguntas:
a) ¿Por qué es un polímero el ADN? ¿Qué elementos lo forman?
b) ¿Qué es un gen?
c) ¿Cuáles son las moléculas que aportan información al ADN?
d) ¿En qué consiste la complementariedad de las bases nitrogenadas?
e) ¿Qué es el Dogma Central de la biología?
24
f) ¿Qué relación hay entre los genes y las proteínas?
g) Define transcripción y traducción
3. Realiza la actividad sobre las funciones de las proteínas en el siguiente enlace:
http://www.lourdes-
luengo.es/unidadesbio/proteinas/mis_%20transparencias_proteinas/proteinas10.jpg
4. Practica la transcripción y traducción en el siguiente enlace:
http://biomodel.uah.es/lab/cibertorio/analysis/trans.htm
5. Simulación de la secuenciación de DNA
6. Práctica de alineamientos múltiples
7. Práctica de análisis de filogenias (ejercicios 2, 3, 4)
IV. Aplicación: permite que el alumno aplique los conocimientos adquiridos en situaciones nuevas,
donde pueda argumentar y discutir basándose en lo que ha aprendido. Se trata de que los
estudiantes puedan reflexionar de forma crítica y aplicar sus conocimientos.
a) Objetivos:
Aplicar los conocimientos adquiridos en situaciones nuevas.
Reflexionar de forma crítica sobre metodología a utilizar durante la realización
del experimento.
Aplicar el método científico.
b) Actividades:
1. Práctica de laboratorio: Identificación de organismos invetebrados mediante su
código de barras de ADN. ¿Qué organismos fueron recogidos en la primera práctica
del curso?
La taxonomía de los seres vivos presenta numerosos problemas por el gran número
de especies existentes y en ocasiones la dificultad de observar los caracteres que las
identifican. En muchas ocasiones hay que recurrir a especialistas en taxonomía para
realizar una correcta identificación de los organismos.
Actualmente se desarrolla un proyecto para caracterizar a los seres vivos por
su ADN conocido como The Barcode of Life (BOL) y lo promueve The Consortium for
the Barcode of Life (CBOL). Se ha creado una base de datos, Barcode of Life Database
25
(BOLD), que mantiene la Universidad de Guelp, Ontario, y permite a los
investigadores recoger y analizar los datos de códigos de barras de ADN.
Como código de barras de ADN, se ha escogido un gen del ADN mitocondrial,
no muy largo, que puede aislarse y secuenciarse con relativa facilidad: el gen
mitocondrial que codifica para la subunidad 1 de la enzima citocromo oxidasa (COI o
COX1). Este gen presenta la suficiente variabilidad para permitir la discriminación
entre especies próximas.
La práctica de laboratorio consiste en la identificación, mediante el análisis
de sus códigos de barras de ADN, de los especímenes de invertebrados recogidos.
Las muestras serán identificadas buscando la secuencia de ADN más parecida entre
las registradas en la base de datos del proyecto, The Barcode of Life Database (BOLD)
y GenBank® (BLAST) del National Center for Biotechnology Information (NCBI) y
posteriormente creando un árbol filogenético de los individuos determinados.
Procedimiento a seguir (los protocolos que se utilizarán en cada fase pueden
consultarse en el anexo III b)
1.a Leer el procedimiento a seguir en cada etapa de la metodología del código de
barras de ADN. Comprender el objetivo de la experiencia, discutirlo con los
compañeros de grupo y consultar al profesor las dudas que surjan.
1. b Etapas a seguir en el laboratorio:
a) Extracción de ADN de los organismos recolectados con ayuda del kit comercial
DNeasy® Blood and tissue Kit (Qiagen).
b) Amplificación del fragmento del gen utilizado como código de barras de ADN, el
gen COI, mediante la reacción en cadena de la polimerasa (PCR).
Se utilizará el kit comercial DNA Barcode Amplification and Electrophoresis Kit
with CarolinaBLU™ Stain (Carolina Biological Supply Company).
c) Comprobación de la amplificación del gen deseado mediante la realización de
una electroforesis en gel de agarosa.
d) Purificación de los productos PCR con el kit MSB Spin PCRapace (Stratec
molecular).
e) Secuenciación de los fragmentos de ADN amplificados.
26
f) Análisis de las secuencias obtenidas con herramientas bioinformáticas
1. c Actividades post-laboratorio
a) Basándose en la experimentación realizada, construir una conclusión que
explique la solución al problema.
b) Elaboración de un informe escrito en el que se detalle cada uno de los pasos del
método científico ejecutados en la actividad realizada
c) Evaluación. Se avaluará y calificará la ejecución de los procedimientos en el laboratorio
(individual) y el informe escrito elaborado (grupal).
7. AGRADECIMIENTOS
Al Dr. Carlos Juan Clar por la ayuda prestada y los valiosos comentarios y sugerencias que han
contribuido al enriquecimiento de este trabajo. Al Dr. José Antonio Jurado Rivera por su generosidad
y la ayuda prestada durante el trabajo experimental en el laboratorio. A los integrantes del
laboratorio de Genética por su disponibilidad a ayudar en todo momento.
A Margalida Bosch Sabater y Mª Angels Alou Mir, profesoras del IES Guillem Sagrera, por su
implicación en el proyecto.
27
8. BIBLIOGRAFÍA
7. a. Bibliografía citada
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9. ANEXOS
Anexo I. Árboles filogenéticos
(https://www.dropbox.com/s/txe78px5lzytnux/ANEXO%20I.pdf?dl=0)
Anexo II. Tabla II a: Planificación docente
(https://www.dropbox.com/s/57fl41s4vkb4794/Anexo%20II%20a.pdf?dl=0)
Anexo II. Tabla II b: Organización de los contenidos en unidades didácticas
(https://www.dropbox.com/s/jbqsfo012fheym0/Anexo%20II%20b.pdf?dl=0)
Anexo III a. Actividad de exploración
(https://www.dropbox.com/s/kliemf6ie9ismou/Anexo%20III%20a.pdf?dl=0)
Anexo III b. Actividad de aplicación. Protocolos de laboratorio.
(https://www.dropbox.com/s/hsss7cpn80mexrz/Anexo%20III%20b.pdf?dl=0)